Name: Mise en place d’un modèle de souris fistule oronasale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-08T14:25:00.000+00:00
Duration: 3 min 51 s
Description: Apprenez à établir un modèle de fistule oronasale chez la souris utilisant une cautérisation ophtalmologique chauffée. Cette méthode réduit significativement le saignement chirurgical et minimise les risques d'asphyxie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ces travaux ont été soutenus par le programme de recherche et développement de l’hôpital de stomatologie de Chine occidentale de l’Université du Sichuan (RD-02-202107), le programme de soutien scientifique et technologique de la province du Sichuan (2022NSFSC0743) et la subvention de la Fondation des sciences postdoctorales du Sichuan (TB2022005) à H. Huang.

Toutes les procédures animales de cette étude ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de la Chine occidentale de l’Université du Sichuan. Des souris C57BL/6 adultes (femelles) ont été utilisées pour la présente étude.
1. Préparation chirurgicale
<ol><li>Rassemblez les instruments chirurgicaux nécessaires à l’intervention : germoir, cautérisation ophtalmologique, ciseaux microchirurgicaux, pinces à épiler microchirurgicales, seringues et aiguilles (26 g x 0,63 pouce) (Figure 1A,B) (voir le tableau des matériaux). REMARQUE : Avant l’intervention chirurgicale, autoclaver les instruments chirurgicaux, y compris le cautérier ophtalmologique, la pince à épiler microchirurgicale et les ciseaux microchirurgicaux, à 102,9 kPa (1,05 kg/cm2) et 121 °C pendant 20 min.</li>
	<li>Rassemblez les fournitures chirurgicales nécessaires : champs opératoires, gants en latex, coton stérile, feuilles stériles, papier d’aluminium stérile, carton de mousse comme plate-forme chirurgicale, élastiques (qui peuvent être obtenus en déchirant un gant en latex médical) et ruban adhésif (figure 1C) (voir le tableau des matériaux). REMARQUE : Utilisez un ensemble de fournitures séparé pour chaque souris, y compris des seringues et des feuilles stériles pour le champ chirurgical.</li>
	<li>Nettoyez la zone et l’appareil chirurgical (source lumineuse, panneau de mousse et dispositif de maintien de la température, voir le tableau des matériaux) à l’aide de lingettes imbibées d’alcool. Couvrez les boutons et les poignées des instruments qui peuvent être nécessaires pendant la procédure avec du papier d’aluminium stérile.</li>
	<li>Ouvrez les différents instruments de manière aseptique et positionnez-les soigneusement dans la zone chirurgicale. Activez le germoir (voir le tableau des matériaux) et les lumières pour les utiliser pendant la procédure. Placez le cautéris ophtalmologique dans le germoir et chauffez-le à 250 °C pendant 20 min.</li>
</ol>2. Intervention chirurgicale
<ol><li>Effectuez la fixation de la souris et ouvrez la cavité buccale en suivant les étapes ci-dessous.<ol><li>Sélectionnez une souris femelle C57BL/6J pesant entre 20 et 25 g et âgée de 8 à 12 semaines. Hébergez la souris pendant 7 jours avant d’effectuer toute procédure.</li>
		<li>Anesthésier la souris par injection intrapéritonéale de Zoletil50 (80 mg/kg) et de xylazine (5 mg/kg) (voir tableau des matériaux). Appliquez une pommade ophtalmique pour les yeux sur l’œil de la souris. Attendez qu’il n’y ait plus de réponse de pincement des orteils. REMARQUE : La souris est prête pour la procédure lorsqu’elle ne peut pas se retourner indépendamment.</li>
		<li>Fixez la souris à un panneau de mousse recouvert de feuilles stériles. Utilisez du ruban adhésif pour attacher la souris à la plate-forme chirurgicale en position couchée sur le dos (Figure 2A).</li>
		<li>Ouvrez la cavité buccale de la souris. Placez deux aiguilles (26 g x 0,63 pouce) devant le plan de l’oreille orbitale et deux autres derrière. Placez un élastique autour des aiguilles et croisez les incisives pour maintenir la bouche ouverte. Utilisez une pince à épiler microchirurgicale pour maintenir les coins de la bouche ouverts (Figure 2B). REMARQUE : Assurez-vous que le palais dur est clairement exposé. Fixez la languette sous l’élastique pour éviter d’obstruer le champ de vision et de brûler lors des expériences ultérieures.</li>
	</ol></li>
	<li>Créer la fistule oronasale (ONF) sur le palais dur (Figure 3A-F).<ol><li>Récupérez le cautérier ophtalmologique, qui a été chauffé à 250 °C pendant 20 min. Placez l’extrémité de la cautérisation à 1 mm de l’intersection de la ligne médiane du palais et de la ligne de la première prémolaire, créant une lésion de la muqueuse sur toute l’épaisseur du palais dur sur la ligne médiane. REMARQUE : Évitez d’ébouillanter la langue de la souris.</li>
		<li>Après quelques secondes, retirez le cautéris ophtalmologique lorsque la muqueuse autour de l’extrémité du cautérisation devient blanche.</li>
		<li>Placez le cautéris ophtalmologique dans le germoir et continuez à le chauffer à 250 °C pendant 10 min. Répétez l’étape précédente pour agrandir la plaie sur les bords jusqu’à ce qu’elle atteigne une longueur de 2,0 mm et une largeur de 1,5 mm. REMARQUE : Chaque extension doit suivre le bord de la dernière blessure. Utilisez un pied à coulisse pour mesurer la longueur et la largeur de la blessure. La blessure doit couvrir 10% du palais.</li>
		<li>Utilisez des ciseaux microchirurgicaux pour enlever tout excès de tissu mou dénaturé autour de la plaie. Utilisez un coton stérile pour arrêter le saignement et éviter l’asphyxie par inhalation de la souris. Mesurez la plaie pour vous assurer qu’elle forme une lésion de la muqueuse du palais dur sur toute l’épaisseur mesurant 2,0 x 1,5 mm sur la ligne médiane.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Soins post-opératoires
<ol><li>Administrer du méloxicam à la souris au moment du réveil postopératoire, à une dose de 5 mg/kg/j pendant 3 jours, par voie sous-cutanée29.</li>
	<li>Placez la souris sur un dispositif de maintien de la température jusqu’à ce qu’elle reprenne complètement conscience. REMARQUE : Assurez-vous que la souris est positionnée de manière à faciliter la respiration. Faites pivoter les souris toutes les 10 à 15 minutes pour éviter l’accumulation de sang ou l’effondrement des lobes pulmonaires. Une fois que la souris s’est réchauffée, remettez-la dans sa cage. Fournissez de la gelée stérile et de la nourriture irradiée au fond de la cage pour que les souris puissent les consommer.</li>
</ol>4. Vérification de la création de la fistule oronasale
REMARQUE : Le succès de la création de la fistule oronasale (ONF) est évalué le 7e jour suivant l’intervention chirurgicale.
<ol><li>Préparez le matériel chirurgical nécessaire : élastique, ruban adhésif, seringues, champs chirurgicaux, gants en latex, feuilles stériles, papier d’aluminium stérile et carton mousse.</li>
	<li>Portez des champs chirurgicaux et des gants stériles pour maintenir des conditions d’asepsie. Désinfectez le panneau de mousse, la source lumineuse et le dispositif de maintien de la température avec de l’alcool.</li>
	<li>Induire une anesthésie générale par injection intrapéritonéale de Zoletil50 (80 mg/kg). Attendez qu’il n’y ait plus de réponse de pincement des orteils. Utilisez la même méthode que celle décrite aux étapes 2.1.3 et 2.1.4 pour immobiliser la souris et exposer le palais dur.</li>
	<li>Effectuer une vérification anatomique de la structure en s’assurant que le septum est toujours visible au site de la plaie, ce qui indique que la création d’une ONF a réussi (Figure 4A,B).</li>
	<li>Effectuer une vérification fonctionnelle : fermer la cavité buccale de la souris et injecter de l’eau stérile dans sa cavité buccale à l’aide d’une seringue stérile. La création réussie de l’ONF est confirmée lorsque du liquide s’écoule des narines de la souris.</li>
	<li>Placez la souris sur le dispositif de maintien de la température (37 °C) jusqu’à ce qu’elle reprenne complètement conscience. Faites pivoter les souris toutes les 10 à 15 minutes pour éviter l’accumulation de sang ou l’effondrement des lobes pulmonaires.</li>
</ol>

Développement d’un modèle de souris efficace pour l’étude des fistules oro-nasales

<ol><li>Alonso, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-layered+repair+with+a+collagen+membrane+and+a+mucosal+rotational+flap+reinforced+with+fibrine+for+palatal+fistula+closure+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pediatric+Otorhinolaryngology%22%5BJournal%5D)">Three-layered repair with a collagen membrane and a mucosal rotational flap reinforced with fibrine for palatal fistula closure in children.</a> International Journal of Pediatric Otorhinolaryngology. 127, 109679(2019).</li>
<li>Garg, R., Shah, S., Uppal, S., Mittal, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+statistical+analysis+of+incidence%2C+etiology%2C+and+management+of+palatal+fistula%5BTitle%5D)+AND+%22National+Journal+of+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">A statistical analysis of incidence, etiology, and management of palatal fistula.</a> National Journal of Maxillofacial Surgery. 10 (1), 43-46 (2019).</li>
<li>Mahajan, R. K., Kaur, A., Singh, S. M., Kumar, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+retrospective+analysis+of+incidence+and+management+of+palatal+fistula%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Plastic+Surgery%22%5BJournal%5D)">A retrospective analysis of incidence and management of palatal fistula.</a> Indian Journal of Plastic Surgery. 51 (3), 298-305 (2018).</li>
<li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+the+Chinese+Velopharyngeal+Insufficiency+Effects+on+Life+Outcomes+Instrument%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Validation of the Chinese Velopharyngeal Insufficiency Effects on Life Outcomes Instrument.</a> Laryngoscope. 129 (11), E395-E401 (2019).</li>
<li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Postoperative+Outcomes+in+Two+Cleft+Palate+Repair+Techniques+without+Relaxing+Incisions%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Postoperative Outcomes in Two Cleft Palate Repair Techniques without Relaxing Incisions.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. , (2023).</li>
<li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+late+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Stomatology%2C+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Evaluation of late cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> Journal of Stomatology, Oral and Maxillofacial Surgery. 124 (4), 101403(2023).</li>
<li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sommerlad-Furlow+modified+palatoplasty+technique%3A+postoperative+complications+and+implicating+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">The Sommerlad-Furlow modified palatoplasty technique: postoperative complications and implicating factors.</a> Laryngoscope. 133 (4), 822-829 (2023).</li>
<li>Sakran, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+cleft+palate+repair+by+a+modified+technique+without+relaxing+incisions%5BTitle%5D)+AND+%22The+Cleft+Palate-Craniofacial+Journal%22%5BJournal%5D)">Early cleft palate repair by a modified technique without relaxing incisions.</a> The Cleft Palate-Craniofacial Journal. , (2022).</li>
<li>Chen, J., Yang, R., Shi, B., Xu, Y., Huang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Obturator+manufacturing+for+oronasal+fistula+after+cleft+palate+repair%3A+a+review+from+handicraft+to+the+application+of+digital+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Functional+Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Obturator manufacturing for oronasal fistula after cleft palate repair: a review from handicraft to the application of digital techniques.</a> Journal of Functional Biomaterials. 13 (4), 251(2022).</li>
<li>Yussif, N., Wagih, R., Selim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propylene+mesh+versus+acrylic+resin+stent+for+palatal+wound+protection+following+free+gingival+graft+harvesting%3A+a+short-term+pilot+randomized+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Oral+Health%22%5BJournal%5D)">Propylene mesh versus acrylic resin stent for palatal wound protection following free gingival graft harvesting: a short-term pilot randomized clinical trial.</a> BMC Oral Health. 21 (1), 208(2021).</li>
<li>Miron, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet-rich+fibrin+and+soft+tissue+wound+healing%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+B%3A+Reviews%22%5BJournal%5D)">Platelet-rich fibrin and soft tissue wound healing: a systematic review.</a> Tissue Engineering Part B: Reviews. 23 (1), 83-99 (2017).</li>
<li>Ballestas, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+hard+palate+wound+healing+using+immune+modulatory+autotherapies%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Improving hard palate wound healing using immune modulatory autotherapies.</a> Acta Biomaterialia. 91, 209-219 (2019).</li>
<li>Ferreira, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+enhances+early+palatal+wound+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Oral+Biology%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation enhances early palatal wound healing in mice.</a> Archives of Oral Biology. 122, 105028(2021).</li>
<li>Lindley, L. E., Stojadinovic, O., Pastar, I., Tomic-Canic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+and+Biomarkers+for+Wound+Healing%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Biology and Biomarkers for Wound Healing.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3 Suppl), 18s-28s (2016).</li>
<li>Xu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Additive+Manufacturing+of+a+Superlight+Obturator+for+Large+Oronasal+Fistula+in+Pediatric+Patient%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Rapid Additive Manufacturing of a Superlight Obturator for Large Oronasal Fistula in Pediatric Patient.</a> Laryngoscope. 133 (6), 1507-1512 (2022).</li>
<li>Leenstra, T. S., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+healing+process+of+palatal+tissues+after+palatal+surgery+with+and+without+implantation+of+membranes%3A+an+experimental+study+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Science%3A+Materials+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">The healing process of palatal tissues after palatal surgery with and without implantation of membranes: an experimental study in dogs.</a> Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 9 (5), 249-255 (1998).</li>
<li>In de Braekt, M. M., van Alphen, F. A., Kuijpers-Jagtman, A. M., Maltha, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+and+wound+contraction+after+palatal+surgery+and+implantation+of+poly-%28L-lactic%29+acid+membranes+in+beagle+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Wound healing and wound contraction after palatal surgery and implantation of poly-(L-lactic) acid membranes in beagle dogs.</a> Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 50 (4), 359-365 (1992).</li>
<li>Suragimath, G., Krishnaprasad, K. R., Moogla, S., Sridhara, S. U., Raju, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+carbonated+drink+on+excisional+palatal+wound+healing%3A+A+study+on+Wistar+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Dental+Research%22%5BJournal%5D)">Effect of carbonated drink on excisional palatal wound healing: A study on Wistar rats.</a> Indian Journal of Dental Research. 21 (3), 330-333 (2010).</li>
<li>Zhu, T., Park, H. C., Son, K. M., Yang, H. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+dimethyloxalylglycine+on+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Oral+Health%22%5BJournal%5D)">Effects of dimethyloxalylglycine on wound healing of palatal mucosa in a rat model.</a> BMC Oral Health. 15 (1), 60(2015).</li>
<li>Kirschner, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repair+of+oronasal+fistulae+with+acellular+dermal+matrices%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Repair of oronasal fistulae with acellular dermal matrices.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (6), 1431-1440 (2006).</li>
<li>Rohleder, N. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repair+of+oronasal+fistulae+by+interposition+of+multilayered+amniotic+membrane+allograft%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">Repair of oronasal fistulae by interposition of multilayered amniotic membrane allograft.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (1), 172-181 (2013).</li>
<li>Kesting, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repair+of+oronasal+fistulas+with+human+amniotic+membrane+in+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Repair of oronasal fistulas with human amniotic membrane in minipigs.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 48 (2), 131-135 (2010).</li>
<li>Ayvazyan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collagen-gelatin+scaffold+impregnated+with+bFGF+accelerates+palatal+wound+healing+of+palatal+mucosa+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Collagen-gelatin scaffold impregnated with bFGF accelerates palatal wound healing of palatal mucosa in dogs.</a> Journal of Surgical Research. 171 (2), e247-e257 (2011).</li>
<li>Takao, K., Miyakawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+responses+in+mouse+models+greatly+mimic+human+inflammatory+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).</li>
<li>Rongvaux, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+function+of+human+innate+immune+cells+in+a+humanized+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model.</a> Nature Biotechnology. 32 (4), 364-372 (2014).</li>
<li>Shan, L., Flavell, R. A., Herndler-Brandstetter, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+humanized+mouse+models+for+studying+human+NK+cells+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Development of humanized mouse models for studying human NK cells in health and disease.</a> Methods in Molecular Biology. 2463, 53-66 (2022).</li>
<li>Keswani, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+salivary+vascular+endothelial+growth+factor+%28VEGF%29+in+palatal+mucosal+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+and+Regeneration%22%5BJournal%5D)">Role of salivary vascular endothelial growth factor (VEGF) in palatal mucosal wound healing.</a> Wound Repair and Regeneration. 21 (4), 554-562 (2013).</li>
<li>Amanso, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+delivery+of+FTY720+induces+neutrophil+activation+through+chemokine+signaling+in+an+oronasal+fistula+model%5BTitle%5D)+AND+%22Regenerative+Engineering+and+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Local delivery of FTY720 induces neutrophil activation through chemokine signaling in an oronasal fistula model.</a> Regenerative Engineering and Translational Medicine. 7 (2), 160-174 (2021).</li>
<li>Antiorio, A. T. F. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+meloxicam+to+improve+the+welfare+of+mice+in+research%3A+a+systematic+review+%282000+-+2020%29%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Administration of meloxicam to improve the welfare of mice in research: a systematic review (2000 - 2020).</a> Veterinary Research Communications. 46 (1), 1-8 (2022).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les chercheurs ont exploré divers matériaux, médicaments et nouvelles techniques pour traiter l’ONF 10,11,12,13,14,15,16,17. Grâce aux progrès des procédures chirurgicales, l’incidence et la récurrence de l’ONF ont été réduites. Cependant, en raison des car...

La fistule oronasale (ONF), une ouverture anormale entre les cavités buccale et nasale, se manifeste cliniquement par un défaut dans une zone structurelle allant de l’apophyse alvéolaire à la luette, qui survient généralement comme une complication après la réparation d’une fente palatine1. Les patients atteints d’ONF présentent un reflux alimentaire, des troubles de l’articulation et une altération de la fonction vélopharyngée, ce qui a un impact significatif sur leur qualité de vie 2,3,4. Le taux d’ONF postopératoire varie de 2,4 % à 55 % en raison de facteurs tels que la largeur de la fente, le type de Veau et la méthode chirurgicale 5,6,7,8. De plus, le taux de récidive après la réparation de l’ONF est élevé, allant de 0 % à 43 %9.
Plusieurs nouveaux traitements se sont récemment révélés prometteurs dans le domaine de l’ONF, y compris différents matériaux, médicaments et nouvelles techniques 10,11,12,13,14,15,16,17. Une évaluation précise des effets thérapeutiques est essentielle car elle constitue la base de la sélection et du développement ultérieur des traitements ONF. Cependant, il est difficile d’obtenir une évaluation valide à court terme pour les effets thérapeutiques autres que la chirurgie, car les caractéristiques des ONF varient d’un patient à l’autre. Par conséquent, l’établissement d’un modèle de maladie ONF est nécessaire pour vérifier l’efficacité de ces méthodes de traitement.
Pendant plusieurs décennies, les chercheurs ont généré le modèle de fistule oronasale (ONF) chez diverses espèces animales, notamment les rats18,19, les porcelets20,21, les miniporcs 22 et les chiens 23, car ces espèces possèdent un palais dur substantiel adapté à la manipulation chirurgicale. Cependant, les souris ont une séquence génétique et un génome entier similaires à ceux des humains, ce qui en fait un modèle important pour la recherche et le développement de nouveaux médicaments24,25,26. De plus, les souris offrent peu de variation d’un lot à l’autre, ce qui en fait un choix favorable pour établir le modèle ONF12,13,27.
Cependant, les étapes détaillées de la création de l’ONF n’ont pas été décrites, et la stabilité de la taille de l’ONF n’a pas été prise en considération. De plus, la vérification de la formation de l’ONF reposait uniquement sur l’observation28, sans assurer une communication directe entre les cavités buccales et nasales. Elle n’a pas été démontrée par d’autres moyens, tels que la perte de poids corporel de la souris en raison de difficultés à manger causées par l’ONF. De plus, la variation normale de la taille de la plaie n’a pas été prise en compte, ce qui est crucial pour les études sur les médicaments ou les matériaux qui favorisent ou inhibent la cicatrisation des plaies. Par conséquent, il y a un fort besoin d’établir un modèle ONF stable et validé.
L’objectif de cette étude était de développer un modèle pratique d’ONF qui répond aux problèmes susmentionnés, dans l’espoir que ce protocole servira de base à de futures recherches sur les mécanismes de cicatrisation des plaies palatines et à de nouveaux traitements pour l’ONF.

<table><tbody><tr><td>Germinateur</td><td>Microscopie Electronique Sciences&nbsp ;</td><td>66118-20</td><td>Matériel de chauffage et de désinfection</td></tr><tr><td>Gants en latex</td><td>Allmed</td><td></td><td>ou similaires</td></tr><tr><td>Lumières</td><td>Olympus</td><td>A1813</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>MedChemExpress</td><td>HY-B0261</td><td>écrasé ; 5 mg/kg</td></tr><tr><td>Instruments microchirurgicaux (ciseaux et pinces à épiler)</td><td>Jiangsu Tonghui Medical Devices Co.</td><td>M-Y-0087</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Cauteur ophtalmologique</td><td>Suqian Wenchong Medical Equipment Co.</td><td>1.00234E+13</td><td>Instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Coton stérile,</td> <td>Yancheng Begu Technology Co.</td><td></td><td>ou similaire</td></tr><tr><td>Feuille métallique stérile</td><td>Biosharp</td><td></td><td>ou similaire</td></tr><tr><td>Feuilles stériles</td><td>3M</td><td>XH003801129</td><td>ou similaires</td></tr><tr><td>Champs chirurgicaux</td><td>Yancheng Begu Technology Co.</td><td></td><td>ou similaires</td></tr><tr><td>Seringues</td><td>Yancheng Begu Technology Co.</td><td>S-015301</td><td>ou similaire</td></tr><tr><td>Bande</td><td>Bkmamlab</td><td></td><td>ou similaire</td></tr><tr><td>Dispositif de maintien de la température</td><td>Appareil Harvard&nbsp ;</td><td>LE-13-2104</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil50</td><td>Virbac</td><td></td><td>80 mg/kg</td></tr></tbody></table>

mise en place d’un modèle de souris fistule oronasale

Establishment of an Oronasal Fistula Mice Model

Cette étude présente une méthode utilisant la cautérisation ophtalmologique chauffée pour développer un modèle viable pour l’étude des fistules oronasales. Des souris C57BL/6 ont été utilisées pour établir le modèle de la fistule oronasale (ONF). Pour créer l’ONF, les souris ont été anesthésiées, immobilisées et leur palais dur a été exposé. Au cours de l’intervention chirurgicale, une lésion de la muqueuse de 2,0 x 1,5 mm sur toute l’épaisseur a été induite sur la ligne médiane du palais dur à l’aide d’un cautéris ophtalmologique. Il était crucial de contrôler la taille de l’ONF et de minimiser les saignements afin d’assurer le succès de l’expérience. La vérification de l’efficacité du modèle ONF a été effectuée le 7e jour après l’opération, englobant à la fois des évaluations anatomiques et fonctionnelles. La présence de la cloison nasale dans la cavité buccale et l’écoulement d’eau stérile des narines lors de l’injection dans la cavité buccale ont confirmé la réussite de la mise en place du modèle ONF. Le modèle a démontré une fistule oronasale pratique et réussie, caractérisée par un faible taux de mortalité, des changements de poids importants et une variation minimale de la taille de l’ONF. Des études futures pourraient envisager d’adopter cette méthodologie pour élucider les mécanismes de cicatrisation des plaies palatines et explorer de nouveaux traitements pour les fistules oronasales.

Pour évaluer la faisabilité et la stabilité de cette méthode expérimentale, la même procédure a été effectuée sur dix souris, et des observations ont été faites concernant la mortalité, les changements dans la taille de la plaie, le poids corporel et l’analyse histologique. Les souris ont été euthanasiées le 7e jour.
La procédure a montré un faible taux de mortalité. Le cautérier ophtalmologique et le germoir, représentés à la figure 1A-C<...

Cet article décrit une procédure étape par étape pour établir un modèle de souris avec une fistule oronasale. La fistule oronasale a été créée en utilisant un cautérisme ophtalmologique chauffé pour endommager la partie médiane du palais dur, entraînant la formation d’une ouverture entre les cavités buccale et nasale.

Mise en place d’un modèle de souris fistule oronasale

This study presents a method utilizing heated ophthalmologic cautery to develop a viable model for investigating oronasal fistulas. C57BL/6 mice were used ...

Nos recherches se sont concentrées sur la façon d’établir le modèle murin stable et standardisé de la fistule oronasale. Ce protocole a également démontré les changements de poids corporel, les changements de taille de la plaie et les caractéristiques histologiques de la formation de la fistule nasale buccale. Les défis expérimentaux actuels de l’établissement de modèles de fistules oronasales sont la mortalité des souris par suffocation ou perte de sang ainsi que la standardisation de la taille de la plaie.Notre protocole réduit considérablement la quantité de saignement chez les souris pendant la chirurgie par rapport à l’utilisation traditionnelle d’un poinçon de biopsie. Cela réduit le risque d’étouffement dû à des saignements sévères. De plus, notre méthode expérimentale est également plus simple et moins sensible sur le plan technique.Nos recherches futures visent à se concentrer sur l’observation de la réponse inflammatoire lors de la formation de la fistule oronasale. Nous prévoyons également de développer de nouvelles stratégies pour réduire la réponse inflammatoire tout en favorisant la cicatrisation des plaies palatines afin de réduire l’incidence de la fistule oronasale.

establishment-of-an-oronasal-fistula-mice-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Cette vidéo démontre l’enregistrement électrophysiologique des neurones sensoriels olfactifs (OSN) chez la souris à l’aide d’une technique de patch-clamp perforé. L’épithélium olfactif, contenant des OSN avec des récepteurs olfactifs marqués au fluorophore, est isolé d’une souris et fixé dans une chambre d’enregistrement. Une pipette d’enregistrement est fixée au bouton dendritique d’un OSN, et la nystatine à l’intérieur de la pipette perfore la membrane pour former une connectivité électrique...

ENREGISTREMENT PAR PATCH-CLAMP PERFORÉ DE NEURONES SENSORIELS OLFACTIFS CHEZ LA SOURIS

Un modèle de souris de la reconstruction de la base du crâne humain endoscopique a été développé qui crée une interface semi-perméable entre le cerveau et le nez en utilisant des greffes muqueuses nasales. Cette méthode permet aux chercheurs d'étudier à la livraison du système nerveux central de la thérapeutique de haut poids moléculaire qui sont par ailleurs exclus par la barrière hémato-encéphalique lorsqu'il est administré par voie systémique.

Heterotopic muqueuse procédure de greffe de médicaments Livraison directe au cerveau chez les souris

Nous présentons un protocole chirurgical détaillant comment effectuer une axotomie par coupure ou écrasement sur le nerf facial chez la souris. L’axotomie du nerf facial peut être utilisée pour étudier la réponse physiologique aux lésions nerveuses et tester des techniques thérapeutiques.

Visage axotomie des nerfs chez la souris: Un modèle pour étudier motoneurone réponse à une blessure

Ici, nous établissons un modèle original de rat de Sprague-Dawley (écart-type) de la thrombose supérieure du sinus sagittal (SSS) par l’intermédiaire d’une méthode de fil-embolization, et la stabilité et la fiabilité du modèle ont été vérifiées.<br...

Établissement d’un modèle de rat d’occlusion sagittale-sinus supérieure par l’intermédiaire d’une méthode d’embolie filimatique

Ce protocole montre étape par étape les détails de la façon d’extraire la première molaire mandibulaire chez la souris. Il fournit une méthode alternative pour les chercheurs qui se concentrent sur la guérison et la régénération des os de la mâchoire.

L’établissement d’un modèle de guérison par voie d’extraction molaire mandibulaire murine

Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.

Un modèle modifié d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne transcrânienne pour étudier les résultats de l’AVC chez des souris âgées

Ce protocole présente l’établissement et la confirmation d’un modèle de surcharge du volume ventriculaire droit postnatal chez la souris atteinte de fistule artérioveineuse abdominale (FAV), qui peut être appliqué pour étudier comment la VO contribue au développement cardiaque postnatal.

Etablissement et confirmation d’un modèle murin de surcharge du volume ventriculaire droit postnatal

L’objectif de ce protocole est d’établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale. La comparaison de l’histologie entre le masséter de souris et le muscle tibial antérieur après une blessure par congélation a confirmé la fibrose du muscle masséter. Ce modèle facilitera l’étude plus approfondie du mécanisme sous-jacent à la fibrose musculaire orofaciale.

Lésion par congélation dans le muscle masséter de souris pour établir un modèle de fibrose musculaire orofaciale

Cet article présente un protocole simplifié pour établir un modèle de pulpite chez la souris à l’aide d’un bâillon buccal innovant, suivi d’une analyse histologique ultérieure.

Etablissement d’un modèle d’exposition à la pulpe murine avec un nouveau bâillon pour la recherche sur la pulpite

Cette étude a établi des modèles de toux et d’éternuements chez la souris en appliquant des stimuli spécifiques à la trachée et à la cavité nasale, et a développé une méthode audio pour distinguer la toux et les éternuements chez la souris en analysant les différences dans leurs signaux acoustiques.<br...

Induction de précision et distinction des réflexes de toux et d’éternuement chez la souris

Apprenez à établir un modèle de fistule oronasale chez la souris utilisant une cautérisation ophtalmologique chauffée. Cette méthode réduit significativement le saignement chirurgical et minimise les risques d'asphyxie.

Mise en place d’un modèle de souris fistule oronasale

Explorer plus de vidéos