Name: Isolement, culture et induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-21T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Découvrez l'isolement et la culture de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris. Cette méthode permet d'étudier l'adipogenèse et les interactions avec les cellules vasculaires.

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Ces travaux ont été soutenus par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82130012 et 81830010) et les projets Nurture pour la recherche fondamentale de l’hôpital thoracique de Shanghai (numéro de subvention : 2022YNJCQ03).

Les protocoles pour animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’hôpital thoracique de Shanghai, affilié à la faculté de médecine de l’Université Jiao Tong de Shanghai (numéro d’approbation : KS23010) et étaient conformes aux réglementations éthiques pertinentes. Les souris mâles et femelles C57BL/6 âgées de 4 à 8 semaines sont à privilégier pour cette expérience.
1. Préparation des outils chirurgicaux, des tampons et des milieux de culture
<ol><li>Autoclaver les outils chirurgicaux (p. ex., ciseaux chirurgicaux et pinces standard) à 121 °C pendant 30 min. Désinfecter les instruments microchirurgicaux avec de l’alcool à 75 %.</li>
	<li>Préparer une solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS) additionnée de 1 % v/v de pénicilline-streptomycine et 10 mL de PBS additionnée de 10 % v/v de pénicilline-streptomycine. REMARQUE : Dans les sections suivantes, si elle n’est pas spécifiquement mentionnée, PBS fait référence à PBS stérile ordinaire.</li>
	<li>Préparer le tampon Krebs Ringer HEPES BSA : 1 % d’albumine sérique bovine (BSA), 20 mM d’HEPES dissous dans une solution Krebs Ringer.</li>
	<li>Préparer une solution de digestion fraîche : collagénase de type 1 (1 mg/mL) et dispase II (4 mg/mL) dissoutes dans le tampon Krebs Ringer HEPES BSA. Stériliser la solution à l’aide d’un filtre de 0,2 μm.</li>
	<li>Préparez une plaque à 12 puits enrobée de collagène.<ol><li>Diluer la solution de collagène (1 mg/mL) avec de l’eau stérile déminéralisée à la concentration de 40 μg/mL. Ajouter 1 mL de la solution de collagène diluée à la surface de chaque puits pour obtenir une concentration de 6 à 10 μg/cm2. Incuber l’enrobage pendant 1 h à température ambiante.</li>
		<li>Retirez le reste de la solution et rincez chaque puits 2 fois avec 1 mL de PBS. Utilisez la plaque immédiatement ou séchez-la à l’air libre dans une hotte à flux laminaire de classe II et stockez la plaque revêtue à une température comprise entre 2 et 8 °C. Lors du stockage, scellez les plaques revêtues avec du parafilm.</li>
	</ol></li>
	<li>Milieu de culture : milieu d’aigles modifié par Dulbecco (DMEM) à haute teneur en glucose, sérum de veau fœtal (FBS) à 10 %, pénicilline-streptomycine à 1 % v/v. Conserver à 4 °C jusqu’à 2 semaines.</li>
	<li>Préparer un milieu d’induction lipogénique : DMEM à haute teneur en glucose, FBS à 10 %, pénicilline-streptomycine à 1 v/v, triiodothyronine à 1 nM, rosiglitazone à 1 μM, insuline à 1 μM, 3-isobutyl-1-méthylxanthine (IBMX) à 0,5 mM et dexaméthasone à 1 μM. Conserver à 4 °C jusqu’à 2 semaines.</li>
	<li>Préparer le milieu d’entretien : DMEM à haute teneur en glucose, 10 % de FBS, 1 % v/v de pénicilline-streptomycine, 1 nM de triiodothyronine, 1 μM de rosiglitazone et 1 μM d’insuline. Conserver à 4 °C jusqu’à 2 semaines.</li>
</ol>2. Dissection et isolement du tissu adipeux périvasculaire (TVAP)
<ol><li>Euthanasier la souris par luxation cervicale sous anesthésie à 2 % d’isoflurane ou par surdosage en dioxyde de carbone. Vaporiser avec de l’alcool à 75% pour la désinfection de la peau.</li>
	<li>Placez la souris en décubitus dorsal (face vers le haut).</li>
	<li>Soulevez la peau, faites une petite incision et séparez carrément la peau et les muscles abdominaux avec des ciseaux chirurgicaux le long de la ligne médiane ventrale, du bassin au cou. Exposez le cœur et les poumons en coupant le diaphragme et les côtes des deux côtés de la ligne médiane.</li>
	<li>Retirez soigneusement le foie, la rate, les intestins et les reins. Évitez de couper la paroi intestinale.</li>
	<li>Retirez les poumons et l’œsophage.</li>
	<li>Soulevez doucement le cœur avec une pince dans une main et séparez l’aorte de la colonne vertébrale avec des ciseaux chirurgicaux dans l’autre main. Ensuite, placez le cœur et l’aorte dans une boîte de Pétri de 60 mm avec du PBS contenant 1 % v/v de pénicilline-streptomycine.</li>
	<li>Retirer les pinces microchirurgicales et les ciseaux microchirurgicaux de l’alcool et rincer dans 25 ml de PBS pour éliminer l’excès d’alcool. À l’aide d’un microscope stéréoscopique, retirez le thymus et d’autres tissus du cœur et de l’aorte, puis retirez le cœur, en laissant l’aorte avec les TVAP.</li>
	<li>Transférez l’aorte avec les PVAT dans une boîte de Pétri propre de 60 mm avec du PBS contenant 1 % v/v de pénicilline-streptomycine.</li>
	<li>Utilisez des pinces microchirurgicales pour enlever les PVAT, avec une paire de pinces fixant l’aorte et l’autre retirant le tissu adipeux. Retirez le tissu vasculaire autant que possible tout en minimisant les dommages au tissu adipeux périvasculaire.</li>
	<li>Recueillir la PVAT entourant l’aorte thoracique dans le tube de microcentrifugation de 2 mL contenant du DMEM à haute teneur en glucose complété par de la pénicilline-streptomycine à 1 % v/v placé sur de la glace.</li>
</ol>3. Isolement de la fraction vasculaire stromale (FVS)
<ol><li>Rincez séquentiellement les tissus prélevés avec du PBS contenant 10 % v/v de pénicilline-streptomycine et du PBS contenant 1 % v/v de pénicilline-streptomycine. REMARQUE : À partir de cette étape, toutes les expériences doivent être effectuées dans des conditions stériles dans une hotte à flux laminaire de classe II.</li>
	<li>Transférez les tissus dans une boîte de Pétri stérile de 60 mm, ajoutez 200 μL de solution de digestion et hachez-les en3 morceaux de 1 mm à l’aide de ciseaux stériles.</li>
	<li>Transférez le mélange dans un tube à centrifuger de 15 mL à l’aide d’un embout de pipette en plastique, l’extrémité élargie par une coupe en ciseaux stérile, et ajoutez 6 mL de solution de digestion pour démarrer la réaction de digestion. REMARQUE : Une réaction de digestion (3 mL de solution de digestion) est suffisante pour les dépôts de PVAT de six souris.</li>
	<li>Incuber les tissus à 37 °C dans un incubateur avec un agitateur orbital (fréquence de 150 tr/min pour un mélange efficace) pendant 30 à 45 min. Attachez les tubes à plat sur une grille pour les faire trembler horizontalement. Agiter vigoureusement de haut en bas à la main pendant 10 s toutes les 5 à 10 minutes. REMARQUE : La digestion peut être interrompue lorsqu’un liquide digestif homogène et jaunâtre est observé sans fragments de tissu.</li>
	<li>Filtrer les tissus digérés à travers une crépine cellulaire de 70 μm dans un tube à centrifuger de 50 ml. Rincez la crépine cellulaire avec un volume égal de milieu de culture pour maximiser le rendement cellulaire et arrêter la digestion.</li>
	<li>Transvaser le filtrat dans un nouveau tube à centrifuger de 15 mL et centrifuger à 1 800 × g pendant 10 min. Retournez le tube pour éliminer le surnageant et remettre les pastilles en suspension dans 5 mL de PBS. Centrifuger à 1 800 × g pendant 5 min.</li>
	<li>Éliminez le surnageant en retournant le tube et remettez les pastilles en suspension dans un volume approprié de milieu de culture. REMARQUE : Les pastilles cellulaires prélevées sur six souris sont remises en suspension dans 1 mL de milieu de culture et ensemencées dans un puits d’une plaque de 12 puits.</li>
	<li>Ensemencez les cellules dans une plaque à 12 puits recouverte de collagène et incubez-les à 37 °C dans une atmosphère humide avec 5 % de CO2 pendant la nuit.</li>
	<li>Le lendemain, aspirer le milieu de culture, laver les cellules avec du PBS préchauffé (37 °C) contenant 1 % v/v de pénicilline-streptomycine pour éliminer les débris cellulaires et les globules rouges, et ajouter 1 mL de milieu de culture frais à chaque puits.</li>
</ol>4. Induction adipogénique de préadipocytes dérivés de SVF à partir du tissu adipeux périaortique
<ol><li>Changez le milieu de culture tous les deux jours jusqu’à ce que les cellules atteignent ~60-70% de confluence. REMARQUE : Il faut généralement 3 à 4 jours pour que les cellules atteignent 60 à 70% de confluence.</li>
	<li>Lorsque les cellules atteignent 60 à 70 % de confluence, aspirez le milieu de culture et remplacez-le par un milieu d’induction adipogénique brun. Considérons le jour de l’induction de la différenciation adipogénique comme le jour 0 de la différenciation.</li>
	<li>Après 72 h (jour 3 de différenciation), rafraîchir le milieu avec du milieu d’entretien. Changez le milieu d’entretien tous les 2 jours jusqu’à ce que les cellules soient utilisées pour les expériences.</li>
	<li>Analysez les cellules adipogéniques de manière appropriée, comme la coloration Oil Red O14 et le western blot15.</li>
</ol>

Culture de préadipocytes isolés à partir de tissu adipeux périvasculaire murin

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</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts, financier ou autre, à déclarer.

Nous proposons une approche pratique et réalisable pour l’isolement et l’induction adipogénique de préadipocytes dérivés de SVF à partir de tissu adipeux périaortique de souris. Les avantages de ce protocole sont qu’il est simple et économique. Un nombre adéquat de souris est essentiel pour un isolement réussi, car un tissu insuffisant peut entraîner une faible densité de SVF et un mauvais état de croissance, affectant finalement l’efficacité lipogénique. De plus, l’âge de la souris est un facteur important à prendre en ...

On pense que le tissu adipeux périvasculaire (TVAP), une structure périvasculaire composée d’un mélange d’adipocytes matures et d’une fraction vasculaire stromale (SVF), interagit avec la paroi vasculaire adjacente via son sécrétome paracriné. En tant que régulateur essentiel de l’homéostasie vasculaire, le dysfonctionnement de la PVAT est impliqué dans la pathogenèse des maladies cardiovasculaires 2,3,4. La SVF du tissu adipocytaire est constituée de plusieurs populations cellulaires attendues, notamment des cellules endothéliales, des cellules immunitaires, des cellules mésothéliennes, des cellules neuronales et des cellules souches et progénitrices adipeuses (ASPC)5,6. Il est bien connu que les ASPC résidant dans le SVF du tissu adipeux peuvent donner naissance à des adipocytes matures5. On en déduit que la SVF est une source critique d’adipocytes matures dans la PVAT. Plusieurs études ont montré que PVAT-SVF peut se différencier en adipocytes matures dans des conditions d’induction spécifiques 6,7,8.
Actuellement, il existe deux systèmes d’isolement pour isoler le SVF du tissu adipeux, l’un est la digestion enzymatique et l’autre est non enzymatique9. Les méthodes enzymatiques entraînent généralement un rendement plus élevé de cellules progénitrices nucléées10. À ce jour, les avantages de la SVF dans la promotion de la régénération vasculaire et de la néovascularisation dans la cicatrisation des plaies, les maladies urogénitales et cardiovasculaires ont été largement démontrés11, en particulier en dermatologie et en chirurgie plastique12,13. Cependant, les perspectives d’application clinique de la SVF dérivée de la PVAT n’ont pas été bien explorées, ce qui peut être attribué à l’absence d’une méthode standardisée pour isoler la SVF de la PVAT. L’objectif de ce protocole est d’établir une approche standardisée pour l’isolement, la culture et l’induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la SVF à partir de PVAT murins entourant l’aorte thoracique, permettant une étude plus approfondie de la fonction PVAT. Ce protocole optimise les techniques de traitement tissulaire et de différenciation cellulaire pour la culture d’adipocytes périaortiques obtenus à partir de jeunes souris.

<table><tbody><tr><td>0,2 &mu ; filtres à seringue m</td><td>PALL</td><td>4612</td><td></td></tr> à <tr><td>plaque 12 puits&nbsp ;</td><td>Labselect</td><td>11210</td><td></td></tr><tr><td>Tube à centrifuger de 15 mL</td><td>Labserv</td><td>310109003</td><td></td></tr><tr><td>3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T-2877</td><td>1 nM</td></tr><tr><td>50 mL tube à centrifuger</td><td>Labselect</td><td>CT-002-50A</td><td></td></tr><tr><td>anti-adiponectine</td><td>Abcam</td><td>ab22554</td><td>1:1 000 concentration de travail</td></tr><tr><td>anti-COX IV</td><td>CST</td><td>4850</td><td>Concentration de travail 1:1 000</td></tr><tr><td>anti-FABP4</td><td>CST</td><td>2120</td><td>Concentration de travail 1:1 000</td></tr><tr><td>anti-PGC1&alpha ;</td><td>Abcam</td><td>ab191838</td><td>1:1 000 concentration de travail</td></tr><tr><td>anti-PPAR&gamma ;</td><td>Invitrogen</td><td>MA5-14889</td><td>1:1 000 concentration de travail</td></tr><tr><td>anti-UCP1</td><td>Abcam</td><td>ab10983</td><td>1:1 000 concentration de travail</td></tr><tr><td>anti-&alpha ;-actinine</td><td>CST</td><td>6487</td><td>1:1 000 concentration de travail</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Beyotime</td><td>ST023-200g</td><td>1 %</td></tr><tr><td>C57BL/6 souris âgées de 4 à 8 semaines des deux sexes</td><td>Shanghai Model Organisms Center, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtre cellulaire 70 & micro ; m, nylon</td><td>Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr><tr><td>Collagène de peau de veau</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8919</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase de type 1</td><td>Worthington</td><td>LS004196</td><td>1 mg/mL</td></tr><tr><td>Dexaméthasone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D1756</td><td>1 &mu ; M</td></tr><tr><td>Dispase II</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D4693-1G</td><td>4 mg/mL</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin&nbsp ;</td><td>Gibco</td><td>16000-044</td><td>10 %</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034-25G</td><td>20 mM</td></tr><tr><td>High glucose DMEM</td><td>Hyclone</td><td>SH30022.01</td><td></td></tr><tr><td>IBMX&nbsp ;</td><td>Incubateur Sigma-Aldrich</td><td>I7018</td><td>0,5 mM</td></tr><tr><td>avec agitateur orbital</td><td>Shanghai longyue Instrument Eruipment Co., Ltd.</td><td>LYZ-103B</td><td></td></tr><tr><td>Insuline (bovins)&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11070-73-8</td><td>1 &mu ; M</td></tr><tr><td>isoflurane</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td></td></tr><tr><td>Krebs-Ringer’s Solution</td><td>Pricella&nbsp ;</td><td>PB180347</td><td>protéger de la lumière&nbsp ;</td></tr><tr><td>Pince microchirurgicale</td><td>Beyotime</td><td>FS233</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux microchirurgicaux</td><td>Beyotime</td><td>FS217</td><td></td></tr><tr><td>Huile Rouge O&nbsp ;</td><td>Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd</td><td>A600395-0050</td><td></td></tr><tr><td>PBS (solution saline tamponnée au phosphate)</td><td>Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd</td><td>B548117-0500</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Peroxydase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch&nbsp ;</td><td>115-035-146</td><td>Concentration de travail 1:5 000</td></tr><tr><td>Peroxydase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch&nbsp ;</td><td>111-035-144</td><td>Concentration de travail 1:5 000</td></tr><tr><td>Rosiglitazone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R2408</td><td>1 &mu ; </td></tr><tr><td>M Pince standard</td><td>Beyotime</td><td>FS225</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Beyotime</td><td>FS001</td><td></td></tr></tbody></table>

isolement, culture et induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris

Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue

Le tissu adipeux périvasculaire (TVAP) est un dépôt de tissu adipeux qui entoure les vaisseaux sanguins et présente les phénotypes d’adipocytes blancs, beiges et bruns. Des découvertes récentes ont mis en lumière le rôle central de la PVAT dans la régulation de l’homéostasie vasculaire et la participation à la pathogenèse des maladies cardiovasculaires. Une compréhension globale des propriétés et de la réglementation de la PVAT est d’une grande importance pour le développement de thérapies futures. Les cultures primaires d’adipocytes périaortiques sont précieuses pour étudier la fonction PVAT et la diaphonie entre les adipocytes périaortiques et les cellules vasculaires. Cet article présente un protocole économique et réalisable pour l’isolement, la culture et l’induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris, qui peut être utile pour la modélisation de l’adipogenèse ou de la lipogenèse in vitro. Le protocole décrit le traitement tissulaire et la différenciation cellulaire pour la culture des adipocytes périaortiques à partir de jeunes souris. Ce protocole constituera la pierre angulaire technologique de la paillasse pour l’étude de la fonction PVAT.

À l’aide de ce protocole décrit ci-dessus, nous avons soigneusement isolé les PVAT entourant les aortes thoraciques de souris (Figure 1A-D). Après avoir lavé et haché les PVAT en petits morceaux à l’aide de ciseaux stériles (Figure 1E,F), des fragments de tissu ont été digérés dans une solution de digestion contenant de la collagénase de type 1 (1 mg/mL) et de la dispase II (4 mg/mL) et incubés à 37 °C sur un agitateur pendant 30 à 45 min (<...

Ici, nous décrivons l’isolement, la culture et l’induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris, permettant l’étude de la fonction du tissu adipeux périvasculaire et de sa relation avec les cellules vasculaires.

Isolement, culture et induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris

Perivascular adipose tissue (PVAT) is an adipose tissue depot that surrounds blood vessels and exhibits the phenotypes of white, beige, and brown ...

Notre objectif est d’établir une approche standardisée pour la culture d’isolement et l’induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de PVAT de masse. Ce protocole nous permet d’approfondir nos recherches sur la fonction PVAT et sur la communication in vitro entre les adipocytes périaortiques et les cellules vasculaires. Les principaux défis auxquels nous sommes actuellement confrontés dans nos expériences comprennent la disponibilité limitée de la TVAP et les besoins en ressources humaines et matérielles supplémentaires par rapport à l’utilisation de préadipocytes immortalisés.Notre protocole permet d’étudier la fonction du tissu adipeux périvasculaire et sa relation avec les cellules vasculaires. Nous offrons également une base pour l’étude de l’anneau et des gènes PVAT, ainsi que de l’hétérogénéité, et fournit une plate-forme pour explorer l’important régulateur de la différenciation PVAT et de l’adipogenèse in vitro.

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Cette vidéo présente une technique d’isolement et de culture de cellules souches dérivées du tissu adipeux de l’arc périaortique murin marquées par fluorescence à partir de tissus adipeux murins de l’arc périaortique. Après l’isolement, les NCADCs sont détectés, triés à l’aide d’un tri cellulaire activé par fluorescence, puis cultivés sur une plaque, favorisant ainsi la prolifération cellulaire.

Isolement de cellules souches dérivées du tissu adipeux périortique murin

En 2001, des chercheurs de l'UCLA ont décrit l'isolement d'une population de cellules souches adultes, les cellules appelé ou CSA souches du tissu adipeux, du tissu adipeux. Cet article décrit l'isolement des CSA de lipoaspirates utilisant un protocole de digestion enzymatique manuel à l'aide de la collagénase.

Isolation Manuel des cellules souches du tissu adipeux de Lipoaspirates humaines

Ce protocole décrit l’isolement de cellules souches dérivées du tissu adipeux de porc (pADSC) dans des tissus adipeux sous-cutanés avec examen de la multipotence. Les pADSC multipotents sont utilisés pour délimiter les processus de différenciation des adipocytes et étudier la transdifférenciation en plusieurs lignées cellulaires de mésenchyme mésodermique ou d’autres lignées d’ectoderme et d’endoderme pour des études régénératives.

Isolement et différenciation des cellules souches adipeuses de porcines sous-cutanée des tissus adipeux

Nous rapportons ici une méthode pour l'isolement des populations de cellules progénitrices d'adipocytes (APC) à partir du tissu adipeux périvasculaire (PVAT) en utilisant le triage cellulaire activé par magnétisation (MCS). Cette méthode permet une augmentation de l'isolement de l'APC par gramme de tissu adipeux par rapport au tri de cellules activées par fluorescence (FACS).

Expansion et adipogénèse Induction de progéniteurs d&#39;adipocytes à partir de tissus adipeux périvasculaires isolés par tri magnétique de cellules activées

Nous présentons un protocole pour l’isolement, la culture, et l’induction adipogenic des cellules souches adipeuses dérivées de crête neurale (NCADSCs) du tissu adipeux périortique de Wnt-1 Cre-/-; Rosa26RFP / souris. Les NCADSC peuvent être une source facilement accessible d’ADSCs pour la modélisation de l’adipogénèse ou de la lipogenèse in vitro.

Isolement, culture et induction adipogénique des cellules souches adipeuses originales dérivées de l’adipose de l’adipose de l’adiacisation périortique

Ce protocole décrit l’approche technique permettant d’isoler des sous-populations de cellules stromales adipogènes et fibro-inflammatoires à partir de dépôts de tissu adipeux blanc (WAT) intra-abdominal murin par tri cellulaire activé par fluorescence ou séparation immunomagnétique des billes.

Isolement de sous-populations de cellules stromales adipogènes et fibro-inflammatoires à partir de dépôts adipeux intra-abdominaux murins

Ce protocole décrit l’isolement semi-automatisé de la fraction vasculaire stromale (SVF) du tissu adipeux murin pour obtenir des préadipocytes et obtenir une différenciation adipocytaire in vitro. L’utilisation d’un dissociateur tissulaire pour la digestion de la collagénase réduit la variation expérimentale et augmente la reproductibilité.

Isolement semi-automatisé de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux blanc murin à l’aide d’un dissociateur tissulaire

La taille et la fragilité des adipocytes matures ont limité les techniques et les outils disponibles pour leur étude et leur isolement. Ici, un protocole est décrit pour l’isolement des adipocytes murins matures, qui peuvent être facilement adaptés à différents dépôts adipeux et régimes alimentaires de souris.

Isolement et culture d’adipocytes murins primaires à partir de souris maigres et obèses

Ici, nous présentons une méthode standard pour isoler efficacement les cellules souches et les adipocytes dérivés de l’adipos, caractérisée par une réduction de &gt; 90 % du temps de traitement, une forte viabilité cellulaire et une large compatibilité.

Isolation efficace des cellules souches et adipocytes dérivés de l’adipeux à partir du tissu adipeux porcine

Préadipocytes primaires blanches isolées à partir de tissus adipeux blancs chez la souris peuvent être différenciées en cellules beige / brite. Présenté ici est un système modèle cellulaire fiable pour étudier la régulation moléculaire de "brunissement" de graisse blanche.

L&#39;isolement et la différenciation des cellules stromales vasculaires de cellules Beige / Brite

Découvrez l'isolement et la culture de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris. Cette méthode permet d'étudier l'adipogenèse et les interactions avec les cellules vasculaires.

Isolement, culture et induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris (Vidéo) | JoVE Journal

Isolement, culture et induction adipogénique de préadipocytes dérivés de la fraction vasculaire stromale à partir de tissu adipeux périaortique de souris

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