Name: Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-02-23T13:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 14 s
Description: Apprenez l'explantation de la membrane de la fenêtre ronde chez le cobaye pour des études ex vivo sur le transport de médicaments dans l'oreille interne. Cette méthode préserve l'intégrité tissulaire pour des recherches précises sur la délivrance de médicaments.

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Ce travail a été soutenu en partie par les subventions NIDCD n° 1K08DC020780 et 5T32DC000027-33, et le Fonds de recherche sur l’audition Rubenstein.

Toutes les procédures relatives aux animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (GP18M226). Des cobayes Hartley albinos (mâles et femelles, pesant de 500 à 700 g) ont été utilisés dans la présente étude.
1. Mise en place et préparation de la procédure
<ol><li>Stérilisez tous les instruments avec de l’oxyde d’éthylène avant de commencer l’expérience.</li>
	<li>Euthanasier les animaux en suivant le protocole approuvé par l’institution. REMARQUE : Dans la présente étude, une chambre non préchargée a été utilisée pour libérer 100 % de dioxyde de carbone (CO2) à partir d’une bouteille commerciale. Un limiteur en ligne a été utilisé pour réguler le débit de gaz, le maintenant dans la plage de 30 % à 70 % du volume par minute de la chambre, conformément aux directivesAVMA 2020 11.</li>
	<li>Placez l’animal dans la chambre et distribuez du dioxyde de carbone pendant 5 min. Le débit de CO2 est maintenu pendant 1 min après l’arrêt respiratoire.</li>
	<li>Effectuer la décapitation après un arrêt respiratoire pour assurer l’euthanasie.</li>
</ol>2. Approche chirurgicale et explantation
<ol><li>Extrayez l’os temporal du crâne de cochon d’Inde de la manière habituelle12. Retirez l’excédent de tissu mou avec un rongeur. Identifiez le méat acoustique externe, la bulle temporale et le canal facial13 (Figure 1).</li>
	<li>Percez les faces ventrales de la bulle temporale avec un embout diamanté de 6 mm (voir Tableau des matériaux), en exposant l’espace de l’oreille moyenne et le conduit auditif externe sur la circonférence.</li>
	<li>À l’aide de rongeurs, retirez délicatement le conduit auditif externe et l’anneau tympanique, en séparant simultanément l’articulation incudomalléolaire. Identifiez l’incus, l’articulation incudostapediale, la cochlée, le canal semi-circulaire horizontal et le canal facial13 (Figure 2A).</li>
	<li>Séparez l’articulation incudostape-médiale et retirez l’invagination à l’aide d’une pince. Identifiez la niche osseuse de la fenêtre ronde.</li>
	<li>Utilisez un foret diamanté de 6 mm pour percer la lame osseuse reliant la cochlée à la paroi médiale de la cavité tympanique vers le canal tenseur du tympan. Décompressez soigneusement le canal osseux du tenseur du tympan et retirez le muscle tenseur du tympan à l’aide d’une aiguille de 28 G. REMARQUE : La paroi médiale de la fosse tensorielle du tympan se connecte directement à l’os cochléaire autour de la RWM, et on prend soin de ne pas provoquer de fractures pouvant s’étendre à la fenêtre ronde.</li>
	<li>Percez la lame osseuse reliant la cochlée à la paroi inférieure de la cavité tympanique jusqu’à ce qu’il reste 1 mm de rebord osseux attenant à la cochlée (Figure 2B).</li>
	<li>À l’aide d’un foret diamanté de 2 mm (voir tableau des matériaux), faites une cochléostomie à la tour basale de la cochlée, en laissant environ 2 mm d’os à la fenêtre ronde. Poursuivre la cochléostomie vers le bas dans un plan parallèle à la membrane de la fenêtre ronde pour séparer la base de l’apex de la cochlée.</li>
	<li>Étendre la coupe de cochléostomie à travers la base du crâne, qui est beaucoup plus dense, ce qui donne une vue en coupe transversale de la rotation basale de la cochlée. REMARQUE : Diriger la perceuse vers le méat du conduit auditif interne permet d’obtenir une trajectoire qui maximise l’élimination osseuse tout en évitant de traverser trop près de la fenêtre ronde.</li>
	<li>Examinez le spécimen du côté de la base du crâne et, si ce n’est pas déjà fait, identifiez le conduit auditif interne et percez jusqu’à l’ouverture cochléaire. Retirez le nerf cochléaire avec une aiguille de 28 G.</li>
	<li>Examinez l’échantillon du côté intracochléaire. Identifiez et retirez le limbe osseux en spirale dans le tour basal et le modiolus restant avec une pince ou une aiguille de 28 G.</li>
	<li>Irriguer copieusement la cavité unifiée de la rampe tympanique-rampe vestibulaire pour éliminer les débris. La fenêtre ronde doit être clairement visible depuis la cochectomie sans aucun débris sus-jacent (Figure 2C).</li>
	<li>Ensuite, examinez l’échantillon du côté de l’oreille moyenne. Percez le canal semi-circulaire latéral et le canal facial jusqu’au niveau de la fenêtre ovale. Retirez délicatement l’étrier à l’aide d’une pince, exposant la niche ovale de la fenêtre. Il convient de noter qu’il y a un pont osseux entre la crura de l’étrier connu sous le nom de crista stapedis.</li>
	<li>À l’aide d’une perceuse diamantée de 1 mm (voir le tableau des matériaux), ouvrez davantage le vestibule en prolongeant la fenêtre ovale le long de la face de la fenêtre ronde, en prenant soin de maintenir 1 à 2 mm d’os cochléaire attenant à la niche de la fenêtre ronde (figure 2D).</li>
	<li>Complétez les coupes de l’os temporal en reliant les coupes de la fenêtre ovale avec les coupes de cochlectomie de chaque côté de la fenêtre ronde. REMARQUE : En raison de la fragilité de l’os cochléaire, la préservation de la fosse tympanique tensorielle dans l’échantillon et l’évitement des coupures aidera à prévenir les fractures de l’os cochléaire qui s’étendent à la MRS et compromettent son intégrité.</li>
	<li>Effectuez les dernières attaches à l’os dense de la base du crâne adjacent au conduit auditif interne et rasez-vous doucement pour obtenir un échantillon RWM excisé (Figure 3A).</li>
</ol>

Cochon d’Inde Explantation de membrane de fenêtre ronde

<ol><li>Duan, M. I., Zhi-qiang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+round+window+membrane+and+its+role+for+drug+delivery%3A+our+own+findings+and+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Otol%22%5BJournal%5D)">Permeability of round window membrane and its role for drug delivery: our own findings and literature review.</a> J Otol. 4 (1), 34-43 (2009).</li>
<li>Kelso, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microperforations+significantly+enhance+diffusion+across+round+window+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Microperforations significantly enhance diffusion across round window membrane.</a> Otol Neurotol. 36 (4), 694-700 (2015).</li>
<li>Salt, A. N., Plontke, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+principles+in+the+inner+ear%3A+Influence+of+drug+properties+on+intratympanic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic principles in the inner ear: Influence of drug properties on intratympanic applications.</a> Hear Res. 368, 28-40 (2018).</li>
<li>Szeto, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inner+ear+delivery%3A+Challenges+and+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope+Investig+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Inner ear delivery: Challenges and opportunities.</a> Laryngoscope Investig Otolaryngol. 5 (1), 122-131 (2020).</li>
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<li>Veit, J. G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+drug+permeability+properties+of+human+cadaveric+in+situ+tympanic+and+round+window+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceuticals+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the drug permeability properties of human cadaveric in situ tympanic and round window membranes.</a> Pharmaceuticals (Basel). 15 (9), 1037(2022).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont aucune divulgation à faire.

Dans l’administration locale de médicaments à l’oreille, le RWM est la principale voie de passage pour que les thérapies atteignent l’oreille interne. Un modèle de paillasse précis et fiable est nécessaire pour mieux comprendre les mécanismes de transport et la perméabilité à travers les nouveaux véhicules d’administration et pour le développement de médicaments. Dans cette étude, nous démontrons que l’explantation RWM de cobaye est une procédure réalisable et fiable pour permettre des études systématiques des interactions médicament-membrane. Lundman et al. et Kelso et al. ont précédemment décrit l’utilisation d’un modèle de perméabilité RWM similaire 2,16 ; cependant, les étapes spécifiques de l’extraction chirurgicale n’ont pas été détaillées jusqu’à présent, et la fragilité de l’os cochléaire et l’anatomie complexe ont posé un défi pour la récolte cohérente et en bloc de RWM intacts.
Le cochon d’Inde RWM est situé à l’extrémité de la rampe tympanique de la cochlée et est entouré d’une fine couche d’os cochléaire. La fracture de cette structure osseuse pendant le processus d’explantation peut entraîner un échantillon inutilisable, car le RWM a tendance à se déchirer si l’os cochléaire environnant ne reste pas intact. Notre groupe a noté que les fractures se produisaient le plus souvent lors du forage près de la jonction entre l’os de base du crâne très dense et la cochlée fragile, car la transition de la densité osseuse augmentait la probabilité de propagation de la fracture à travers la fenêtre ronde. Pour cette raison, il est suggéré que le maintien de l’os plus dense de la fosse tensorielle du tympan, qui est attaché à la cochlée à proximité immédiate du RW, augmentera le rendement de la récolte de spécimens, en particulier chez les animaux plus âgés. Une perturbation de l’os peut également se produire lors de l’élimination du contenu cochléaire ; Des précautions doivent être prises pour retirer délicatement la lame spirale osseuse avec une manipulation minimale de l’os cochléaire environnant.
Un détail important à considérer avec ce modèle est la viabilité du RWM après l’explantation. Des groupes antérieurs ont suggéré que les RWM des mammifères restent viables pendant 24 à 48 heures après l’extraction17. La présente étude a reflété ces résultats ; des études de transport cohérentes et des analyses histologiques démontrant des structures cellulaires intactes (figure 2A) ont toutes deux confirmé la viabilité de la MRE du cobaye au moment des expériences. Pour maintenir la santé globale de l’échantillon extrait, le RWM est extrait et enrobé dans les 3 heures suivant l’euthanasie.
Dans l’étude de la pharmacocinétique des médicaments dans l’ensemble de la RWM in vivo, il reste une difficulté technique considérable à mesurer la distribution périlymphatique et la concentration1. Les changements dans les méthodes d’administration intratympanique et la quantité appliquée ont entraîné des résultats thérapeutiques variés. Ces difficultés sont aggravées par la dynamique complexe des fluides dans le labyrinthe, ainsi que par la sortie irrégulière du matériau injecté par la trompe d’Eustache. La méthode d’explantation décrite permet d’étudier de manière isolée le RWM et les facteurs qui affectent sa perméabilité en tant que modèle ex vivo . En outre, l’explant permet également l’interrogation directe et la visualisation de diverses méthodes actuellement utilisées pour augmenter la perméabilité RWM, telles que les microbulles ultrasonores18 et la modulation jonctionnelle induite chimiquement19. De futures études sur des mécanismes d’endocytose spécifiques impliqués dans l’administration de médicaments bénéficieraient également de ce modèle de paillasse.

De nouvelles classes de traitements ont vu le jour pour le traitement de la perte auditive neurosensorielle. L’application de ces thérapies aux populations cliniques est limitée par des voies de transport sûres et efficaces dans l’oreille interne. Les méthodes actuelles d’administration in vivo dans les études animales reposent soit sur la fenestration dans l’oreille interne, soit sur la diffusion à travers la membrane de la fenêtre ronde (RWM), une barrière non osseuse qui sépare l’espace de l’oreille moyenne de la cochlée1.
La fenestration chirurgicale et la micro-injection dans l’oreille interne sont toutes deux invasives et peuvent présenter des risques pour la fonction résiduelle de l’oreille interne2. Par conséquent, le RWM est une voie importante pour l’administration locale des médicaments, et les cobayes sont le principal modèle animal préclinique utilisé pour étudier la pharmacocinétique locale des médicaments dans le RWM et dans l’oreille interne pour le développement pharmaceutique 3,4. Bien que plus mince que le RWM humain, le RWM du cobaye partage une structure identique à trois couches. Il mesure environ 1 mm de diamètre, 15 à 25 μm d’épaisseur et est composé de deux couches de cellules épithéliales prenant en sandwich une couche de tissu conjonctif5. La couche épithéliale faisant face à l’oreille moyenne est densément tassée et reliée par des jonctions serrées, tandis que la couche faisant face à l’oreille interne et à la rampe tympanique a une architecture plus lâche et n’a pas d’adhérences intercellulaires significatives.
Les études précliniques actuelles portant sur la perméabilité aux médicaments chez le cobaye RWM reposent sur des injections in vivo dans l’oreille moyenne suivies d’un prélèvement du liquide périlymphatique dans l’oreille interne, ce qui ne permet pas l’étude spécifique du transport RWM 6,7. Des fragments d’explants de RWM ont été utilisés dans des études précliniques, mais en raison de leur fragilité et de leur petite taille, ils ne conviennent pas aux études microfluidiques systématiques du transport de médicaments et de véhicules nécessitant une étanchéité à travers le RWM2. D’autres groupes ont utilisé des modèles in vitro avec des cellules épithéliales humaines en culture pour approximer le RWM 8,9,10. Cependant, la majorité de ces constructions se concentrent uniquement sur la couche épithéliale externe et ne capturent pas la complexité de l’architecture tissulaire native. Pour une compréhension plus détaillée des mécanismes de transport dans l’ensemble de la RWM, des études ex vivo ciblées sont nécessaires.
Dans cette étude, nous démontrons l’explantation d’un RWM de cobaye avec un support osseux environnant pour préserver l’intégrité de la membrane et illustrons leur utilisation dans un paradigme expérimental conçu pour l’étude spécifique du transport RWM des véhicules d’administration de médicaments.

<table><tbody><tr><td>Mèche à billes diamantées de 1 mm</td><td>Anspach</td><td>1SD-G1</td><td></td></tr><tr><td>Mèche à billes diamantées de 2 mm</td><td>Anspach</td><td>2SD-G1</td><td></td></tr><tr><td>Mèche à billes diamantées de 6 mm</td><td>Anspach</td><td>6D-G1</td><td></td></tr><tr><td>ANSPACH EMAX 2 Plus System</td><td>Anspach</td><td>EMAX2PLUS</td><td>Tout système de perçage d’os peut fonctionner</td></tr><tr><td>Aiguille BD Eclipse 27 G x 1/2 po avec seringue BD Luer-Lok amovible de 1 ml</td><td>Becton, Dickinson et Cie.</td><td>382903057894</td><td>N’importe quelle aiguille de 27-28 g</td></tr><tr><td>Gorilla Epoxy</td><td>Gorilla</td><td>4200101</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-CAST</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr></tbody></table>

explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Guinea Pig Round Window Membrane Explantation for Ex Vivo Studies

L’administration efficace et peu invasive de médicaments dans l’oreille interne est un défi de taille. La membrane de fenêtre ronde (RWM), étant l’un des rares points d’entrée de l’oreille interne, est devenue un centre de recherche essentiel. Cependant, en raison de la complexité de l’isolement du RWM, notre compréhension de sa pharmacocinétique reste limitée. Le RWM comprend trois couches distinctes : l’épithélium externe, la couche de tissu conjonctif moyen et la couche épithéliale interne, chacune possédant potentiellement des propriétés d’administration uniques.
Les modèles actuels d’étude du transport à travers le RWM utilisent des modèles animaux in vivo ou des modèles RWM ex vivo qui reposent sur des cultures cellulaires ou des fragments de membrane. Les cobayes servent de modèle préclinique validé pour l’étude de la pharmacocinétique des médicaments dans l’oreille interne et constituent un modèle animal important pour le développement translationnel des véhicules d’administration à la cochlée. Dans cette étude, nous décrivons une approche d’explantation d’un RWM de cobaye avec l’os cochléaire environnant pour des expériences d’administration de médicaments sur paillasse. Cette méthode permet de préserver l’architecture RWM native et peut fournir une représentation plus réaliste des obstacles au transport que les modèles de paillasse actuels.

Comme le montre la figure 3A, cette méthode permet d’explanter la membrane intacte de la fenêtre ronde du cobaye avec un anneau d’os rigide qui l’entoure. Le RWM doit être entièrement connecté à l’anneau osseux sur la circonférence. Aucune fracture de l’os cochléaire ne doit être appréciée. Par rapport aux spécimens humains à fenêtre ronde, le cobaye RWM n’a pas de pseudomembrane sus-jacente. De plus, contrairement aux humains, il existe un pont osseux entre la crura de l’étrier du cobaye, qui nécessite une fracture et une élimination avant l’extraction de la superstructure de l’étrier L’analyse histologique (figure 3B) du RWM représentatif montre une structure épithéliale claire à trois couches avec une niche de fenêtre ronde adjacente intacte.
D’un point de vue technique, il y a deux étapes critiques. Tout d’abord, lors de la cochectomie à l’étape 2.7, il est important d’utiliser l’équateur du foret, plutôt que la pointe, pour faire la coupe, car les tremblements à la pointe de la bavure peuvent entraîner des fractures traumatiques de l’os cochléaire qui peuvent s’étendre à la membrane ronde de la fenêtre. Deuxièmement, il est important de percer complètement le conduit auditif interne, car cela permet l’ablation complète du nerf cochléaire et une dissection plus facile de la lame spirale osseuse, ce qui permet d’obtenir une cavité unifiée du côté intracochléaire pour le prélèvement expérimental (Figure 2C).
Après l’extraction réussie du RWM, notre groupe a utilisé une chambre d’Ussing modifiée pour évaluer les propriétés pharmacocinétiques de la membrane. La chambre d’Ussing modifiée a été validée par d’autres groupes dans les membranes tympaniques et rondes ainsi que dans le tissu rétinien pour évaluer les propriétés de transport des membranes épithéliales14,15. Ce dispositif imprimé en 3D a été construit à l’aide de Poly-Jet Vero et se compose de deux pièces de base triangulaires, chacune avec une chambre à fluide de 400 μL (Figure 3). Le bord osseux du RWM est fixé à la base à l’aide d’époxy en 2 parties (Gorilla, voir le tableau des matériaux), suivi d’un mastic au silicone (voir le tableau des matériaux) pour assurer une étanchéité à l’eau (figure 4). Un soin méticuleux est apporté pour éviter tout contact avec la membrane en époxy ou en scellant. Une fois le RWM pris en sandwich, les deux bases sont ensuite collées ensemble avec de l’époxy. Pendant les expériences de transport, la charge (face à l’oreille moyenne) est remplie de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) contenant le véhicule de livraison (ou toute molécule d’intérêt), et la chambre d’échantillonnage (face à la scala tympanique) est remplie de PBS uniquement. À intervalles réguliers, le fluide de la chambre d’échantillonnage est complètement aspiré et remplacé par du PBS frais.
Des mesures de contrôle de la qualité sont prises au cours de chaque expérience pour s’assurer qu’il y a à la fois un joint étanche autour de l’échantillon à l’intérieur de l’appareil, ainsi qu’une membrane entièrement intacte sans microperforations. Des résultats représentatifs avec une solution de nanoparticules brunes à noyau de fer sont présentés ci-dessous. La vérification quantitative d’un joint étanche est réalisée en aspirant tout le volume de la chambre d’échantillonnage pendant chaque intervalle d’échantillonnage ; Une fuite de liquide hors de la chambre d’échantillonnage entraînerait un volume d’aspiration inférieur à la totalité. À la fin de chaque expérience, le volume de fluide dans la chambre de chargement doit également rester le même. De plus, comme notre fluide cible est de couleur brune, il est également facilement visible en cas de fuite.
Pour éviter toute fuite à l’intérieur de la membrane, plusieurs approches ont été adoptées. Tout d’abord, les échantillons RWM utilisés dans cette étude sont tous immédiatement extraits, et les images de microscopie optique, confocale et électronique confirment les structures cellulaires et membranaires intactes sans microperforations (Figure 3A,B). Deuxièmement, des microperforations ont été délibérément créées dans un sous-ensemble d’échantillons RWM pour comparer l’effet sur l’administration de nanoparticules. L’inspection visuelle de l’aspiration de la chambre d’échantillonnage et de chargement sert de confirmation supplémentaire de l’intégrité de l’échantillon et de l’étanchéité à l’eau. Dans les RWM avec perforations, il y a un équilibrage rapide de la chambre de chargement et d’échantillonnage, ce qui peut être observé par un changement de couleur distinct (Figure supplémentaire 1). De plus, il a été constaté que le transport dans les MRF microperforés était supérieur à la variance maximale observée dans les membranes intactes (figure supplémentaire 2). Ensemble, ils servent de mécanismes de contrôle de la qualité pour l’intégrité du joint étanche entourant l’échantillon, ainsi que du RWM.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65816/65816fig01.jpg"> Figure 1 : Image préopératoire de l’os temporal du cobaye. La bulle tympanique, le conduit auditif externe et le canal facial (*) sont représentés dans cette image préopératoire de l’os temporal du cobaye. Barre d’échelle = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/65816fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65816/65816fig02.jpg"> Figure 2 : Images peropératoires. Images peropératoires démontrant la relation entre la membrane de la fenêtre ronde et l’invagination (*), la cochlée (**), l’étrier (†) et le conduit auditif interne décomprimé (‡). Les zones ombragées indiquent les parties du spécimen qui seront retirées. (A) Cavité de l’oreille moyenne du cobaye après ablation de la membrane tympanique et du nerf facial (étape 2.3). (B) Cavité de l’oreille moyenne après décompression du canal tympanique tenseur (étape 2.6). (C) Vue basale de la RWM après cochléostomie et ablation du contenu de l’oreille interne (étape 2.11). (D) Vue de la RWM après l’enlèvement de l’étrier et l’identification du vestibule (étape 2.13). Barre d’échelle = A,B (1 cm) ; C,D (5 mm). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/65816fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65816/65816fig03.jpg"> Figure 3 : Spécimen final et histologie du RWM. (A) Spécimen brut RWM de cobaye avec un anneau osseux. Barre d’échelle = 1 cm. (B) L’histologie de la membrane de la fenêtre ronde du cobaye explanté montre une structure intacte à trois couches. Barre d’échelle = 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/65816fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65816/65816fig04.jpg"> Figure 4 : Dispositif microfluidique pour les expériences de transport transmembranaire. (A) Schéma du dispositif microfluidique utilisé pour les expériences de transport transmembranaire. (B, C) Dispositif microfluidique imprimé pour les expériences. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/65816fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Figure supplémentaire 1 : Chargement et contenu de la chambre d’échantillonnage au cours d’une expérience d’administration de nanoparticules à noyau de fer de 5 h. (A) La chambre de chargement du RWM intact montre une diminution progressive de l’intensité de la couleur à mesure que la concentration de nanoparticules diminue. (B) La chambre d’échantillonnage du RWM intact présente une coloration stable dans le temps, compatible avec de faibles niveaux d’administration de nanoparticules. (C) La chambre de chargement du RWM perforé présente une diminution rapide de l’intensité de la couleur à mesure que le contenu s’équilibre avec la chambre d’échantillonnage. (D) La chambre d’échantillonnage du RWM perforé montre une augmentation progressive de la couleur au fil du temps, ce qui correspond à des niveaux élevés d’administration de nanoparticules. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/Supplemental%20Figure%201.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure supplémentaire 2 : Résultats de transport représentatifs pour l’administration de nanoparticules. Résultats de transport représentatifs pour l’administration de nanoparticules (noyau Fe3O4 avec revêtement en polyéthylène glycol, rayon moyen de 77 nm) à travers les RWM de cobaye, à la fois intacts et avec perforations (expériences RWM ± moyenne ET, n ≥ 3 RWM). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65816/Supplemental%20Figure%202.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Ce protocole décrit une méthode d’explantation de la membrane de la fenêtre ronde des os temporaux de cobaye, fournissant une ressource précieuse pour les études ex vivo .

Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry ...

Notre groupe étudie les médicaments et les véhicules d’administration de médicaments pour le traitement des maladies de l’oreille interne telles que la perte auditive. La membrane de fenêtre ronde est la barrière essentielle qui empêche les médicaments appliqués localement de pénétrer dans la cochlée et nous travaillons actuellement à comprendre comment les véhicules d’administration de nanoparticules peuvent être conçus pour traverser cette barrière. Comprendre comment fonctionne la membrane de la fenêtre ronde en termes de transport de médicament est crucial pour développer des stratégies efficaces d’administration de médicaments à l’oreille.Le cobaye est un modèle animal préclinique important pour étudier l’administration de médicaments à l’oreille. Cependant, l’isolement de cette membrane fragile, qui ne fait que 17 microns d’épaisseur, pour les études de transport de médicaments reste un défi important. Ici, nous décrivons une méthode d’extraction de la membrane de la fenêtre ronde du cobaye qui permet des études efficaces sur le transport des médicaments en paillasse.Les recherches actuelles sur l’administration de médicaments à l’année intérieure reposent principalement sur des modèles expérimentaux in vivo suivis d’un prélèvement périlymphatique qui ne permet pas une étude spécifique et ciblée des mécanismes de transport de la membrane à fenêtre ronde. Dans cette étude, nous démontrons l’extraction de la membrane de la fenêtre ronde du cobaye avec le support osseux environnant. Cette méthode préserve l’intégrité de l’architecture tissulaire native et permet des études précises et ciblées de l’administration de médicaments à travers la membrane de la fenêtre ronde.

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Apprenez l'explantation de la membrane de la fenêtre ronde chez le cobaye pour des études ex vivo sur le transport de médicaments dans l'oreille interne. Cette méthode préserve l'intégrité tissulaire pour des recherches précises sur la délivrance de médicaments.

Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

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