Name: Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-02-23T13:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 14 s
Description: Apprenez l'explantation de la membrane de la fenêtre ronde chez le cobaye pour des études ex vivo sur le transport de médicaments dans l'oreille interne. Cette méthode préserve l'intégrité tissulaire pour des recherches précises sur la délivrance de médicaments.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu en partie par les subventions NIDCD n° 1K08DC020780 et 5T32DC000027-33, et le Fonds de recherche sur l’audition Rubenstein.

Toutes les procédures relatives aux animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (GP18M226). Des cobayes Hartley albinos (mâles et femelles, pesant de 500 à 700 g) ont été utilisés dans la présente étude.
1. Mise en place et préparation de la procédure
<ol><li>Stérilisez tous les instruments avec de l’oxyde d’éthylène avant de commencer l’expérience.</li>
	<li>Euthanasier les animaux en suivant le protocole approuvé par l’institution. REMARQUE : Dans la présente étude, une chambre non préchargée a été utilisée pour libérer 100 % de dioxyde de carbone (CO2) à partir d’une bouteille commerciale. Un limiteur en ligne a été utilisé pour réguler le débit de gaz, le maintenant dans la plage de 30 % à 70 % du volume par minute de la chambre, conformément aux directivesAVMA 2020 11.</li>
	<li>Placez l’animal dans la chambre et distribuez du dioxyde de carbone pendant 5 min. Le débit de CO2 est maintenu pendant 1 min après l’arrêt respiratoire.</li>
	<li>Effectuer la décapitation après un arrêt respiratoire pour assurer l’euthanasie.</li>
</ol>2. Approche chirurgicale et explantation
<ol><li>Extrayez l’os temporal du crâne de cochon d’Inde de la manière habituelle12. Retirez l’excédent de tissu mou avec un rongeur. Identifiez le méat acoustique externe, la bulle temporale et le canal facial13 (Figure 1).</li>
	<li>Percez les faces ventrales de la bulle temporale avec un embout diamanté de 6 mm (voir Tableau des matériaux), en exposant l’espace de l’oreille moyenne et le conduit auditif externe sur la circonférence.</li>
	<li>À l’aide de rongeurs, retirez délicatement le conduit auditif externe et l’anneau tympanique, en séparant simultanément l’articulation incudomalléolaire. Identifiez l’incus, l’articulation incudostapediale, la cochlée, le canal semi-circulaire horizontal et le canal facial13 (Figure 2A).</li>
	<li>Séparez l’articulation incudostape-médiale et retirez l’invagination à l’aide d’une pince. Identifiez la niche osseuse de la fenêtre ronde.</li>
	<li>Utilisez un foret diamanté de 6 mm pour percer la lame osseuse reliant la cochlée à la paroi médiale de la cavité tympanique vers le canal tenseur du tympan. Décompressez soigneusement le canal osseux du tenseur du tympan et retirez le muscle tenseur du tympan à l’aide d’une aiguille de 28 G. REMARQUE : La paroi médiale de la fosse tensorielle du tympan se connecte directement à l’os cochléaire autour de la RWM, et on prend soin de ne pas provoquer de fractures pouvant s’étendre à la fenêtre ronde.</li>
	<li>Percez la lame osseuse reliant la cochlée à la paroi inférieure de la cavité tympanique jusqu’à ce qu’il reste 1 mm de rebord osseux attenant à la cochlée (Figure 2B).</li>
	<li>À l’aide d’un foret diamanté de 2 mm (voir tableau des matériaux), faites une cochléostomie à la tour basale de la cochlée, en laissant environ 2 mm d’os à la fenêtre ronde. Poursuivre la cochléostomie vers le bas dans un plan parallèle à la membrane de la fenêtre ronde pour séparer la base de l’apex de la cochlée.</li>
	<li>Étendre la coupe de cochléostomie à travers la base du crâne, qui est beaucoup plus dense, ce qui donne une vue en coupe transversale de la rotation basale de la cochlée. REMARQUE : Diriger la perceuse vers le méat du conduit auditif interne permet d’obtenir une trajectoire qui maximise l’élimination osseuse tout en évitant de traverser trop près de la fenêtre ronde.</li>
	<li>Examinez le spécimen du côté de la base du crâne et, si ce n’est pas déjà fait, identifiez le conduit auditif interne et percez jusqu’à l’ouverture cochléaire. Retirez le nerf cochléaire avec une aiguille de 28 G.</li>
	<li>Examinez l’échantillon du côté intracochléaire. Identifiez et retirez le limbe osseux en spirale dans le tour basal et le modiolus restant avec une pince ou une aiguille de 28 G.</li>
	<li>Irriguer copieusement la cavité unifiée de la rampe tympanique-rampe vestibulaire pour éliminer les débris. La fenêtre ronde doit être clairement visible depuis la cochectomie sans aucun débris sus-jacent (Figure 2C).</li>
	<li>Ensuite, examinez l’échantillon du côté de l’oreille moyenne. Percez le canal semi-circulaire latéral et le canal facial jusqu’au niveau de la fenêtre ovale. Retirez délicatement l’étrier à l’aide d’une pince, exposant la niche ovale de la fenêtre. Il convient de noter qu’il y a un pont osseux entre la crura de l’étrier connu sous le nom de crista stapedis.</li>
	<li>À l’aide d’une perceuse diamantée de 1 mm (voir le tableau des matériaux), ouvrez davantage le vestibule en prolongeant la fenêtre ovale le long de la face de la fenêtre ronde, en prenant soin de maintenir 1 à 2 mm d’os cochléaire attenant à la niche de la fenêtre ronde (figure 2D).</li>
	<li>Complétez les coupes de l’os temporal en reliant les coupes de la fenêtre ovale avec les coupes de cochlectomie de chaque côté de la fenêtre ronde. REMARQUE : En raison de la fragilité de l’os cochléaire, la préservation de la fosse tympanique tensorielle dans l’échantillon et l’évitement des coupures aidera à prévenir les fractures de l’os cochléaire qui s’étendent à la MRS et compromettent son intégrité.</li>
	<li>Effectuez les dernières attaches à l’os dense de la base du crâne adjacent au conduit auditif interne et rasez-vous doucement pour obtenir un échantillon RWM excisé (Figure 3A).</li>
</ol>

Cochon d’Inde Explantation de membrane de fenêtre ronde

<ol><li>Duan, M. I., Zhi-qiang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+round+window+membrane+and+its+role+for+drug+delivery%3A+our+own+findings+and+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Otol%22%5BJournal%5D)">Permeability of round window membrane and its role for drug delivery: our own findings and literature review.</a> J Otol. 4 (1), 34-43 (2009).</li>
<li>Kelso, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microperforations+significantly+enhance+diffusion+across+round+window+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Microperforations significantly enhance diffusion across round window membrane.</a> Otol Neurotol. 36 (4), 694-700 (2015).</li>
<li>Salt, A. N., Plontke, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+principles+in+the+inner+ear%3A+Influence+of+drug+properties+on+intratympanic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic principles in the inner ear: Influence of drug properties on intratympanic applications.</a> Hear Res. 368, 28-40 (2018).</li>
<li>Szeto, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inner+ear+delivery%3A+Challenges+and+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Laryngoscope+Investig+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Inner ear delivery: Challenges and opportunities.</a> Laryngoscope Investig Otolaryngol. 5 (1), 122-131 (2020).</li>
<li>Carpenter, A. M., Muchow, D., Goycoolea, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructural+studies+of+the+human+round+window+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Ultrastructural studies of the human round window membrane.</a> Arch Otolaryngol Head Neck Surg. 115 (5), 585-590 (1989).</li>
<li>Forouzandeh, F., Borkholder, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microtechnologies+for+inner+ear+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Microtechnologies for inner ear drug delivery.</a> Curr Opin Otolaryngol Head Neck Surg. 28 (5), 323-328 (2020).</li>
<li>Leong, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microneedles+facilitate+small-volume+intracochlear+delivery+without+physiologic+injury+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Microneedles facilitate small-volume intracochlear delivery without physiologic injury in guinea pigs.</a> Otol Neurotol. 44 (5), 513-519 (2023).</li>
<li>Singh, R., Birru, B., Veit, J. G. S., Arrigali, E. M., Serban, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+characterization+of+an+in+vitro+round+window+membrane+model+for+drug+permeability+evaluations%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceuticals+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Development and characterization of an in vitro round window membrane model for drug permeability evaluations.</a> Pharmaceuticals (Basel). 15 (9), 1105(2022).</li>
<li>Du, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+targeted+delivery+of+dexamethasone+acetate+across+the+round+window+membrane+in+guinea+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Magnetic targeted delivery of dexamethasone acetate across the round window membrane in guinea pigs.</a> Otol Neurotol. 34 (1), 41-47 (2013).</li>
<li>Kopke, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+nanoparticles%3A+inner+ear+targeted+molecule+delivery+and+middle+ear+implant%5BTitle%5D)+AND+%22Audiol+Neurootol%22%5BJournal%5D)">Magnetic nanoparticles: inner ear targeted molecule delivery and middle ear implant.</a> Audiol Neurootol. 11 (2), 123-133 (2006).</li>
<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AVMA+Guidelines+for+the+Euthanasia+of+Animals%3A+2020+Edition%5BTitle%5D)+AND+%22AVMA%22%5BJournal%5D)">AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition.</a> AVMA. , (2020).</li>
<li>Goksu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomy+of+the+guinea+pig+temporal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Anatomy of the guinea pig temporal bone.</a> Ann Otolaryngol. 101 (8), 699-704 (1992).</li>
<li>Wysocki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topographical+anatomy+of+the+guinea+pig+temporal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone.</a> Hear Res. 199 (1), 103-110 (2005).</li>
<li>Veit, J. G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+drug+permeability+properties+of+human+cadaveric+in+situ+tympanic+and+round+window+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceuticals+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the drug permeability properties of human cadaveric in situ tympanic and round window membranes.</a> Pharmaceuticals (Basel). 15 (9), 1037(2022).</li>
<li>Kansara, V., Mitra, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+an+ex+vivo+model+implication+for+carrier-mediated+retinal+drug+delivery%29%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of an ex vivo model implication for carrier-mediated retinal drug delivery).</a> Curr Eye Res. 31 (5), 415-426 (2006).</li>
<li>Lundman, L., Bagger-Sjöbäck, D., Holmquist, L., Juhn, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Round+window+membrane+permeability.+An+in+vitro+model%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Otolaryngol+Suppl%22%5BJournal%5D)">Round window membrane permeability. An in vitro model.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 457, 73-77 (1989).</li>
<li>Moatti, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+drug+permeability+through+an+ex+vivo+porcine+round+window+membrane+model%5BTitle%5D)+AND+%22iScience%22%5BJournal%5D)">Assessment of drug permeability through an ex vivo porcine round window membrane model.</a> iScience. 26 (6), 106789(2023).</li>
<li>Lin, Y. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+microbubble-facilitated+inner+ear+delivery+of+gold+nanoparticles+involves+transient+disruption+of+the+tight+junction+barrier+in+the+round+window+membrane%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Ultrasound microbubble-facilitated inner ear delivery of gold nanoparticles involves transient disruption of the tight junction barrier in the round window membrane.</a> Front Pharmacol. 12, 689032(2021).</li>
<li>Jeong, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Junctional+modulation+of+round+window+membrane+enhances+dexamethasone+uptake+into+the+inner+ear+and+recovery+after+NIHL%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Sci%22%5BJournal%5D)">Junctional modulation of round window membrane enhances dexamethasone uptake into the inner ear and recovery after NIHL.</a> Int J Mol Sci. 22 (18), 10061(2021).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucune divulgation à faire.

Dans l’administration locale de médicaments à l’oreille, le RWM est la principale voie de passage pour que les thérapies atteignent l’oreille interne. Un modèle de paillasse précis et fiable est nécessaire pour mieux comprendre les mécanismes de transport et la perméabilité à travers les nouveaux véhicules d’administration et pour le développement de médicaments. Dans cette étude, nous démontrons que l’explantation RWM de cobaye est une procédure réalisable et fiable pour permettre des études systématiques des interactio...

De nouvelles classes de traitements ont vu le jour pour le traitement de la perte auditive neurosensorielle. L’application de ces thérapies aux populations cliniques est limitée par des voies de transport sûres et efficaces dans l’oreille interne. Les méthodes actuelles d’administration in vivo dans les études animales reposent soit sur la fenestration dans l’oreille interne, soit sur la diffusion à travers la membrane de la fenêtre ronde (RWM), une barrière non osseuse qui sépare l’espace de l’oreille moyenne de la cochlée1.
La fenestration chirurgicale et la micro-injection dans l’oreille interne sont toutes deux invasives et peuvent présenter des risques pour la fonction résiduelle de l’oreille interne2. Par conséquent, le RWM est une voie importante pour l’administration locale des médicaments, et les cobayes sont le principal modèle animal préclinique utilisé pour étudier la pharmacocinétique locale des médicaments dans le RWM et dans l’oreille interne pour le développement pharmaceutique 3,4. Bien que plus mince que le RWM humain, le RWM du cobaye partage une structure identique à trois couches. Il mesure environ 1 mm de diamètre, 15 à 25 μm d’épaisseur et est composé de deux couches de cellules épithéliales prenant en sandwich une couche de tissu conjonctif5. La couche épithéliale faisant face à l’oreille moyenne est densément tassée et reliée par des jonctions serrées, tandis que la couche faisant face à l’oreille interne et à la rampe tympanique a une architecture plus lâche et n’a pas d’adhérences intercellulaires significatives.
Les études précliniques actuelles portant sur la perméabilité aux médicaments chez le cobaye RWM reposent sur des injections in vivo dans l’oreille moyenne suivies d’un prélèvement du liquide périlymphatique dans l’oreille interne, ce qui ne permet pas l’étude spécifique du transport RWM 6,7. Des fragments d’explants de RWM ont été utilisés dans des études précliniques, mais en raison de leur fragilité et de leur petite taille, ils ne conviennent pas aux études microfluidiques systématiques du transport de médicaments et de véhicules nécessitant une étanchéité à travers le RWM2. D’autres groupes ont utilisé des modèles in vitro avec des cellules épithéliales humaines en culture pour approximer le RWM 8,9,10. Cependant, la majorité de ces constructions se concentrent uniquement sur la couche épithéliale externe et ne capturent pas la complexité de l’architecture tissulaire native. Pour une compréhension plus détaillée des mécanismes de transport dans l’ensemble de la RWM, des études ex vivo ciblées sont nécessaires.
Dans cette étude, nous démontrons l’explantation d’un RWM de cobaye avec un support osseux environnant pour préserver l’intégrité de la membrane et illustrons leur utilisation dans un paradigme expérimental conçu pour l’étude spécifique du transport RWM des véhicules d’administration de médicaments.

<table><tbody><tr><td>Mèche à billes diamantées de 1 mm</td><td>Anspach</td><td>1SD-G1</td><td></td></tr><tr><td>Mèche à billes diamantées de 2 mm</td><td>Anspach</td><td>2SD-G1</td><td></td></tr><tr><td>Mèche à billes diamantées de 6 mm</td><td>Anspach</td><td>6D-G1</td><td></td></tr><tr><td>ANSPACH EMAX 2 Plus System</td><td>Anspach</td><td>EMAX2PLUS</td><td>Tout système de perçage d’os peut fonctionner</td></tr><tr><td>Aiguille BD Eclipse 27 G x 1/2 po avec seringue BD Luer-Lok amovible de 1 ml</td><td>Becton, Dickinson et Cie.</td><td>382903057894</td><td>N’importe quelle aiguille de 27-28 g</td></tr><tr><td>Gorilla Epoxy</td><td>Gorilla</td><td>4200101</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-CAST</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr></tbody></table>

explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Guinea Pig Round Window Membrane Explantation for Ex Vivo Studies

L’administration efficace et peu invasive de médicaments dans l’oreille interne est un défi de taille. La membrane de fenêtre ronde (RWM), étant l’un des rares points d’entrée de l’oreille interne, est devenue un centre de recherche essentiel. Cependant, en raison de la complexité de l’isolement du RWM, notre compréhension de sa pharmacocinétique reste limitée. Le RWM comprend trois couches distinctes : l’épithélium externe, la couche de tissu conjonctif moyen et la couche épithéliale interne, chacune possédant potentiellement des propriétés d’administration uniques.
Les modèles actuels d’étude du transport à travers le RWM utilisent des modèles animaux in vivo ou des modèles RWM ex vivo qui reposent sur des cultures cellulaires ou des fragments de membrane. Les cobayes servent de modèle préclinique validé pour l’étude de la pharmacocinétique des médicaments dans l’oreille interne et constituent un modèle animal important pour le développement translationnel des véhicules d’administration à la cochlée. Dans cette étude, nous décrivons une approche d’explantation d’un RWM de cobaye avec l’os cochléaire environnant pour des expériences d’administration de médicaments sur paillasse. Cette méthode permet de préserver l’architecture RWM native et peut fournir une représentation plus réaliste des obstacles au transport que les modèles de paillasse actuels.

Comme le montre la figure 3A, cette méthode permet d’explanter la membrane intacte de la fenêtre ronde du cobaye avec un anneau d’os rigide qui l’entoure. Le RWM doit être entièrement connecté à l’anneau osseux sur la circonférence. Aucune fracture de l’os cochléaire ne doit être appréciée. Par rapport aux spécimens humains à fenêtre ronde, le cobaye RWM n’a pas de pseudomembrane sus-jacente. De plus, contrairement aux humains, il existe un pont osseux entre la crura de l’étrier du cobaye, q...

Ce protocole décrit une méthode d’explantation de la membrane de la fenêtre ronde des os temporaux de cobaye, fournissant une ressource précieuse pour les études ex vivo .

Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry ...

Notre groupe étudie les médicaments et les véhicules d’administration de médicaments pour le traitement des maladies de l’oreille interne telles que la perte auditive. La membrane de fenêtre ronde est la barrière essentielle qui empêche les médicaments appliqués localement de pénétrer dans la cochlée et nous travaillons actuellement à comprendre comment les véhicules d’administration de nanoparticules peuvent être conçus pour traverser cette barrière. Comprendre comment fonctionne la membrane de la fenêtre ronde en termes de transport de médicament est crucial pour développer des stratégies efficaces d’administration de médicaments à l’oreille.Le cobaye est un modèle animal préclinique important pour étudier l’administration de médicaments à l’oreille. Cependant, l’isolement de cette membrane fragile, qui ne fait que 17 microns d’épaisseur, pour les études de transport de médicaments reste un défi important. Ici, nous décrivons une méthode d’extraction de la membrane de la fenêtre ronde du cobaye qui permet des études efficaces sur le transport des médicaments en paillasse.Les recherches actuelles sur l’administration de médicaments à l’année intérieure reposent principalement sur

guinea-pig-round-window-membrane-explantation-for-ex-vivo-studies

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Cette vidéo montre comment chirurgicalement obstruction conduit endolymphatique le cochon de Guinée pour produire hydrops endolymphatique.

Induction chirurgicale d&#39;hydrops endolymphatique par oblitération du canal endolymphatique

Dans cette vidéo, nous décrivons une technique permettant d’isoler les cellules épithéliales de l’iris et du pigment rétinien des yeux porcins afin d’obtenir leurs cultures primaires pour des études in vivo et ex vivo. Ces cellules pigmentaires pourraient être génétiquement modifiées pour étudier des approches régénératives pour traiter les troubles oculaires.

Isolement des cellules IPE et RPE : une technique pour obtenir des cellules épithéliales pigmentées à partir d’un œil porcin isolé

Dans cette vidéo, nous décrivons une intervention chirurgicale visant à extraire des tissus bronchiolaires d’un poumon de porc prélevé. Le tissu bronchiolaire ex vivo pourrait être utilisé pour développer des modèles d’infection afin d’étudier les infections pulmonaires chroniques.

Extraction de tissus bronchiolaires de porc : une procédure pour disséquer des coupes de tissus bronchiolaires de poumons porcins

Le but du présent protocole est de fournir un modèle animal d’implantation cochléaire, qui peut être utilisé pour traiter une multitude de questions de recherche. Les applications potentielles incluent l’évaluation des interventions pharmaceutiques ou stimulation électrique pour des effets bénéfiques sur les seuils d’audition ou d’impédance de l’électrode.

Implantation cochléaire chez le cobaye

Cet article démontre une approche extradurale pour effacer le sac endolymphatique de cobaye et blesser le conduit endolymphatique avec un pic fin afin d’induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux.

Une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de Guinée

Ici, un protocole pour isoler et transfecter les cellules épithéliales pigmentaires primaires de l’iris et de la rétine de divers mammifères (souris, rats, lapins, porcs et bovins) est présenté. La méthode est parfaitement adaptée à l’étude des approches de thérapie génique oculaire dans diverses configurations pour des analyses ex vivo et des études in vivo transférables à l’homme.

Isolement, culture et génie génétique de cellules épithéliales pigmentaires primaires de mammifères pour la thérapie génique non virale

L’implantation sous-rétinienne de l’épithélium pigmenté rétinien (EPR) est l’une des approches les plus prometteuses pour le traitement des maladies dégénératives de la rétine. Cependant, la réalisation d’études précliniques sur des modèles animaux à grands yeux reste difficile. Ce rapport présente des lignes directrices pour la transplantation sous-rétinienne d’EPR sur un support cellulaire chez des miniporcs.

Implantation sous-rétinienne de l’EPR sur un porteur chez les miniporcs: lignes directrices pour les préparations préopératoires, les techniques chirurgicales et les soins postopératoires

Les porcs miniatures (mini-porcs) sont un modèle animal idéal pour la recherche sur les implants cochléaires. La chirurgie d’implantation cochléaire chez les mini-porcs peut être utilisée pour fournir des preuves initiales de la sécurité et de la performance potentielle de nouveaux réseaux d’électrodes et d’approches chirurgicales dans un système vivant similaire aux êtres humains.

Le cochon miniature : un grand modèle animal pour la recherche sur les implants cochléaires

Nous décrivons une méthode simple et efficace pour isoler les cellules de l’épithélium pigmentaire rétinien (EPR) des yeux de jeunes cobayes pigmentés. Cette procédure permet des études de biologie moléculaire de suivi sur l’EPR isolé, y compris des analyses d’expression génique.

Isolement de cellules épithéliales pigmentaires rétiniennes à partir d’yeux de cobaye

Cette étude présente une méthode évolutive, fiable et reproductible pour les enregistrements corticaux chroniques répétés dans un modèle porcin. La méthode a des applications dans divers domaines des neurosciences, notamment la recherche sur la douleur et le diagnostic des maladies neurologiques.

Technique de la fenêtre crânienne chronique pour les enregistrements corticaux répétés pendant l’anesthésie chez le porc

Ici, nous fournissons une méthodologie détaillée pour isoler la rétine de l’œil de la souris pour une expérimentation ex vivo étendue. Ce protocole vise à rendre cette approche techniquement exigeante accessible aux chercheurs qui souhaitent tirer parti des avenues de recherche offertes par le maintien de la glie rétinienne in situ dans les tissus vivants.

Un modèle d’explant ex vivo pour étudier les interactions gliales dans la rétine de la souris

Apprenez l'explantation de la membrane de la fenêtre ronde chez le cobaye pour des études ex vivo sur le transport de médicaments dans l'oreille interne. Cette méthode préserve l'intégrité tissulaire pour des recherches précises sur la délivrance de médicaments.

Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Explorer plus de vidéos