Name: Chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-01-19T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 17 s
Description: Découvrez la chirurgie d'implantation d'électrodes sur le nerf vague abdominal chez le rat éveillé pour étudier les effets anti-inflammatoires de la stimulation vagale sans effets cardiaques ni respiratoires.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Le développement de l’implant VNS abdominal de rat a été financé par la Defense Advanced Research Projects Agency (DARPA) BTO, sous les auspices du Dr Doug Weber et du Dr Eric Van Gieson par l’intermédiaire du Space and Naval Warfare Systems Center (contrat n° N66001-15-2-4060). Les recherches présentées dans cette publication ont été soutenues par le Fonds d’incubation de l’Institut bionique. Le Bionics Institute reconnaît le soutien qu’il reçoit du gouvernement de Victoria par le biais de son programme de soutien aux infrastructures opérationnelles. Nous tenons à remercier M. Owen Burns pour la conception mécanique, le professeur John B Furness pour son expertise anatomique, le professeur Robert K Shepherd pour son expertise en interface périphérique, en neuromodulation et en enregistrement, Mme Philippa Kammerer et Mme Amy Morley pour l’élevage et les tests d’animaux, Mme Fenella Muntz et le Dr Peta Grigsby pour leurs conseils sur les soins postopératoires aux animaux, et Mme Jenny Zhou et l’équipe de fabrication d’électrodes de NeoBionica pour la production des réseaux VNS.

Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’hôpital St. Vincent (Melbourne) et étaient conformes au Code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques (Conseil national de la santé et de la recherche médicale d’Australie) et à la Loi sur la prévention de la cruauté envers les animaux (1986). Au total, 24 rats Dark Agouti femelles (âgés de 8 à 9 semaines) ont été utilisés pour cette étude. Les groupes expérimentaux comprenaient : une cohorte normale (n = 8) qui n’a reçu aucune injection de collagène ou implant VNS ; une cohorte de maladies non stimulées (n = 8) ayant reçu un implant et une injection de collagène (aucun test électrophysiologique effectué) ; et une cohorte de maladies stimulées (n = 8) qui a reçu un implant, une injection de collagène, des tests électrophysiologiques et une thérapie VNS. La chirurgie d’implantation a eu lieu 5 jours avant l’injection de collagène, et l’habituation au traitement VNS a commencé 4 jours après l’injection de collagène et s’est déroulée sur 7 jours. Le traitement par VNS a été appliqué du 11e au 17e jour (inclus) après l’injection de collagène15. Pour la cohorte de la maladie stimulée, des tests électrophysiologiques ont été effectués immédiatement après la chirurgie d’implantation sous anesthésie, le jour de l’injection de collagène, 10 jours après l’injection de collagène et le jour de l’arrêt (17 jours après l’injection de collagène).
1. Sonication et stérilisation du réseau d’électrodes
<ol><li>Réglez le nettoyeur à ultrasons sur une fréquence de 80 kHz et remplissez le réservoir à ultrasons avec de l’eau du robinet. Immergez le porte-électrodes dans la solution de nettoyage dans un récipient en plastique propre et placez-le dans le réservoir à ultrasons. REMARQUE : La solution de nettoyage et le temps de sonication à utiliser pour chaque étape sont résumés dans le tableau 1. Utilisez un récipient propre pour chaque étape.</li>
	<li>Placez le porte-électrodes soniquées dans un sac de stérilisation à l’aide d’une pince propre sonicée avec une solution de nettoyage liquide à 0,5 % dans de l’eau distillée et rincée à l’eau distillée. Autoclavez le réseau d’électrodes pendant 45 min à une température maximale de 130 °C, et laissez-le sécher sur une paillasse propre.</li>
</ol>2. Implantation d’un réseau d’électrodes sur le nerf vague abdominal
REMARQUE : Dans cette étude, nous avons utilisé des rats agouti noirs femelles (âgés de 8 à 9 semaines)15. Nous avons également utilisé avec succès ce protocole pour implanter de manière chronique des rats Sprague-Dawley mâles adultes (âgés de 10 à 14 semaines)10,16. La chirurgie est réalisée dans des conditions aseptiques, et tous les instruments, le réseau d’électrodes et les consommables tels que la gaze et les cotons-tiges sont stérilisés par autoclavage.
<ol><li>Anesthésier le rat dans une chambre d’induction en utilisant 3 % d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène. Une fois qu’il n’y a plus de réflexe de pédale pour pincer les orteils, déplacez le rat vers le tapis chauffant avec un thermostat sur la table d’opération et placez un masque à l’isoflurane sur le nez.</li>
	<li>Surveillez la fréquence respiratoire et la température rectale tout au long de la chirurgie et ajustez le taux d’isoflurane entre 1,5 % et 2,5 % pour maintenir la fréquence respiratoire entre 40 et 62 respirations par minute. Ajustez le réglage du tapis chauffant si nécessaire, pour maintenir la plage de température rectale entre 35,9 et 37,5 °C.</li>
	<li>Administrer l’analgésie avant la médication par voie sous-cutanée à l’aide de seringues de 1 mL avec des aiguilles de 25 G (carprofène 5 mg/kg et buprénorphine 0,03 mg/kg par voie sous-cutanée) avant le début de la chirurgie.</li>
	<li>Rasez-vous généreusement autour du site d’incision, y compris la zone le long de la ligne médiane ventrale de l’apophyse xyphoïde à l’extrémité de la cage thoracique, la face lombaire du dos le long de la ligne médiane dorsale et le côté gauche du corps entre le membre antérieur et le membre postérieur pour permettre le creusement sous-cutané du réseau.</li>
	<li>Nettoyez les sites chirurgicaux en mouvements circulaires trois fois avec des cycles alternés de bétadine et d’alcool et placez un champ chirurgical sur l’animal. Administrer la bupivacaïne (1 à 2 mg/kg) par voie sous-cutanée à l’aide d’une seringue de 1 mL munie d’une aiguille de 25 G aux sites d’incision dorsale et ventrale.</li>
	<li>Placez l’animal en décubitus ventral et faites une incision de 2 cm de long sur le dos où le piédestal percutané sera ancré à l’aide d’une lame de scalpel.</li>
	<li>Tournez le rat en position couchée dorsale et faites une incision de 3 cm sur la peau le long de la ligne médiane, juste en dessous de l’apophyse xyphoïde à l’aide d’une lame de scalpel. Tenez la peau près du site d’incision et, à l’aide de ciseaux de dissection, disséquez la couche de peau de la couche musculaire autour de l’incision.</li>
	<li>Pour permettre l’effet tunnel sous-cutané du réseau du socle au site d’implantation, placez l’animal sur son côté droit, insérez un hémostatique à partir de l’incision ventrale et disséquez émoussé vers le site d’incision dorsale. Coupez le bord d’un capuchon d’aiguille et insérez le porte-électrodes pour le protéger pendant le transport (Figure 1B). À l’aide des mains (porter des gants stériles), tunneliser le réseau d’électrodes sous la peau vers l’incision ventrale.</li>
	<li>Pour accéder à l’œsophage et au nerf vague, posez à nouveau l’animal en décubitus dorsal. Faites une incision de 3 cm sur la couche musculaire le long de la ligne médiane sous l’apophyse xyphoïde, suffisamment grande pour exposer toute la longueur du foie. Évitez d’endommager le foie pendant cette étape.</li>
	<li>Faites une incision plus petite (moins de 1 cm) sur la couche musculaire latéralement (le côté gauche de l’animal) jusqu’à l’incision ventrale principale. Tunnelisez le réseau d’électrodes à travers cette petite incision à l’aide du capuchon d’aiguille utilisé à l’étape 2.8 pour insérer le réseau dans la cavité abdominale. REMARQUE : Cette étape réduit la tension appliquée au site d’incision principal et réduit le risque d’éclatement des sutures.</li>
	<li>Rétractez les couches cutanées et musculaires pour maintenir la cavité abdominale ouverte. Assurez-vous de garder les mouchoirs humides en utilisant des cotons-tiges et de la gaze imbibée de solution saline stérile pour manipuler les mouchoirs.</li>
	<li>Rétractez doucement le foie en coupant le tissu conjonctif qui l’entoure à l’aide de ciseaux Vannas et en plaçant un écarteur sur un petit morceau de gaze imbibé de solution saline pour le protéger. Rétractez doucement l’estomac, pour permettre le redressement de l’œsophage et du nerf vague sus-jacent, en plaçant un écarteur entre l’œsophage et l’estomac. REMARQUE : Les écarteurs sont fabriqués en arrondissant l’extrémité pointue des hameçons.</li>
	<li>Après l’exposition de la surface ventrale de l’œsophage, identifiez le nerf vague abdominal et ses sous-branches, y compris le nerf hépatique, le nerf cœliaque et deux branches gastriques (figure 1D).</li>
	<li>Coupez le tissu conjonctif fixant le nerf vague abdominal à l’œsophage à l’aide d’une pince fine et de ciseaux Vannas et disséquez la longueur du nerf juste au-dessus des branches hépatiques et cœliaques vers le diaphragme. Assurez-vous de ne pas déchirer, étirer ou pincer le nerf. Placez un réseau d’électrodes à côté du nerf pour confirmer que suffisamment de longueur du nerf est séparée du tissu conjonctif pour s’adapter au réseau.</li>
	<li>Une fois le tissu conjonctif dégagé autour du nerf, passez les sutures en soie (7-0) du côté électrode du brassard sous le nerf. Ouvrez le brassard du réseau et placez soigneusement le nerf dans le canal du réseau.</li>
	<li>Assurez-vous que toute la longueur du nerf se trouve à l’intérieur du canal du réseau. Attachez les sutures autour du brassard ensemble pour bien fermer le brassard afin de vous assurer que le nerf ne glisse pas hors du canal. Coupez les sutures.</li>
	<li>À l’aide d’une suture en soie 7-0, suturez la languette du réseau sur l’œsophage pour fixer le réseau en place et l’empêcher de se tordre. Évitez d’endommager les autres branches du nerf vague ou d’insérer une aiguille trop profondément dans le muscle lisse de l’œsophage.</li>
	<li>Retirez délicatement les écarteurs et assurez-vous que toute la gaze a été retirée de la cavité abdominale. Administrer 1 à 2 mL de solution saline stérile chaude à l’aide d’une seringue de 1 mL dans la cavité abdominale et repositionner le foie dans la bonne position.</li>
	<li>Fermez la couche musculaire avec une suture en soie 3-0 en utilisant la technique de suture simple de la course, en faisant des nœuds carrés sécurisés avec au moins 3 lancers aux deux extrémités. Espacez les points de suture étroitement (environ 3 mm d’intervalle) pour éviter les complications telles que la hernie/saillie de l’apophyse xyphoïde.</li>
	<li>Utilisez une suture pour fermer l’incision du péritoine avec l’incision de la couche musculaire, afin de réduire le risque d’adhésion des tissus.</li>
	<li>À l’aide d’un matériau de suture résorbable (Vicryl 4-0), fermez l’incision cutanée. Utilisez une technique de suture enterrée telle que la suture verticale du matelas enterrée ou la suture dermique enterrée pour empêcher l’animal de retirer la suture.</li>
	<li>Tournez l’animal en position couchée ventrale et, à l’aide de ciseaux, prolongez l’incision dorsale à 4-5 cm et disséquez davantage entre le muscle et la couche de peau afin que la base du connecteur percutané puisse reposer à plat sur la couche musculaire.</li>
	<li>À l’aide d’une suture en soie 3-0, faites 6 à 8 sutures interrompues simples autour de la base du connecteur pour le fixer à la couche musculaire en dessous. Fermez l’incision cutanée avec une suture en soie 3-0, en utilisant la technique de suture horizontale du matelas, en assurant des nœuds carrés sécurisés avec au moins 3 jets. REMARQUE : Dans cette étape, les sutures en soie tressée sont préférées pour leur facilité de manipulation et leur capacité à créer des nœuds plus sûrs par rapport aux sutures monofilament.</li>
	<li>À la fin de la chirurgie, administrer la solution de Hartmann par voie sous-cutanée (1 mL/100 g/h). Éteignez l’isoflurane et laissez l’animal récupérer sur un tapis chauffant tout en faisant fonctionner l’oxygène (1,5 L/min). Une fois que le rat est conscient et complètement mobile, remettez-le dans sa cage d’origine, placé sur un coussin chauffant, jusqu’à ce qu’il soit complètement remis de l’anesthésie.</li>
	<li>Observez attentivement la récupération de l’animal de l’isoflurane et assurez-vous que l’animal est en mesure d’accéder à la nourriture et aux boissons. Au cours des deux prochains jours, administrer par voie sous-cutanée une analgésie post-chirurgicale (carprofène 5 mg/kg, par jour) pour soulager la douleur. Surveillez l’animal au moins 2 fois par jour et vérifiez s’il y a des signes de défécation, la qualité du pelage, le niveau d’activité et la présence d’un gonflement ou d’un écoulement des plaies chirurgicales.</li>
	<li>Enregistrez le poids de l’animal et, dans les rares cas où l’animal perd 10 % ou plus, commencez un traitement intensif. Le traitement intensif comprend l’administration sous-cutanée de liquides (solution de Hartmann, 2 x 10 ml) chaque jour, l’apport d’aliments supplémentaires tels que des légumes frais et des suppléments de gel alimentaire, et le placement de la moitié de la cage sur un coussin chauffant avec un thermostat pour plus de chaleur. Augmentez la fréquence de la surveillance jusqu’à ce que l’animal se rétablisse. Poursuivre l’administration d’analgésiques (carprofène 5 mg/kg, SQ, quotidien) si nécessaire sur une échelle de Grimace.</li>
</ol>3. Tests électrophysiologiques
REMARQUE : L’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués (ECAP) confirme le placement approprié du réseau d’électrodes sur le nerf vague. De plus, l’enregistrement des ECAP à l’aide du réseau d’électrodes décrit ci-dessus fournit une confirmation probable de l’activation électrique des fibres C vagales et des VNSsupraseuil 10,15.
<ol><li>Mesurez l’impédance de masse commune des électrodes pour évaluer leur intégrité et détecter tout circuit ouvert ou court-circuit des fils avant d’enregistrer les ECAP. Les électrodes du nerf vague abdominal fonctionnelles in vivo doivent avoir des valeurs d’impédance comprises entre 4 et 20 kΩ.</li>
	<li>Testez les animaux sous anesthésie, c’est-à-dire immédiatement après la chirurgie, ou éveillés et se déplaçant librement. Effectuez des tests d’éveil au moins 2 à 3 jours après la chirurgie pour permettre aux plaies cutanées chirurgicales de guérir et de se stabiliser. Rassembler l’équipement requis pour les tests d’impédance et électrophysiologiques, qui comprend un stimulateur sur mesure, un dispositif d’acquisition de données, un amplificateur différentiel isolé et un logiciel d’acquisition et d’analyse de données tel qu’indiqué dans le tableau des matériaux.</li>
	<li>Enveloppez l’animal dans une serviette si nécessaire, connectez un câble au connecteur percutané arrière et connectez l’autre extrémité du câble à un stimulateur. Pour tester l’impédance de masse commune des électrodes, appliquez des impulsions de courant biphasiques (100 μs par phase et courant de 107 μA) entre l’électrode d’intérêt et toutes les autres électrodes du réseau.</li>
	<li>Mesurez la tension de crête à la fin de la première phase de la forme d’onde de tension (Vtotal) et calculez l’impédance totale (Ztotal) à l’aide de la loi d’Ohm (Z = tension/courant).</li>
	<li>Connectez une paire d’électrodes au stimulateur et une paire d’électrodes à l’équipement d’enregistrement et appliquez une stimulation bipolaire pour générer des ECAP en utilisant l’électrode de référence de l’implant VNS placé sous la peau comme référence pour l’enregistrement différentiel des ECAP. Effectuez deux séries d’enregistrements moyennés à partir d’un total de 50 répétitions à l’aide du logiciel d’acquisition et d’analyse des données.</li>
	<li>Utilisez les paramètres suivants pour les mesures. Courants : 0 à 2 mA par incréments de 0,1 mA ; Largeur d’impulsion : 25 - 200 μs ; Intervalle interphasique : 8 - 50 μs ; Taux de stimulation : 10 - 30 impulsions/s ; Fréquence d’échantillonnage : 100 kHz ; Filtre : Passe-haut 200 Hz, passe-bas 2000 Hz, gain de tension 1 x 102.</li>
	<li>À l’aide du logiciel d’analyse de données, analysez la réponse ECAP en mesurant la tension crête à crête des formes d’onde dans la fenêtre d’analyse (4 à 10 ms après le stimulus, indiqué par un ombrage dans les figures 3A, B). Le seuil ECAP est défini comme l’intensité minimale du courant de stimulus produisant une amplitude de réponse d’au moins 0,1 μVcrête-crête dans les deux séries d’enregistrements électrophysiologiques moyens. Une réponse valide sera répétée pour au moins deux niveaux de courant au-dessus du seuil, et ne sera pas présente pour au moins deux niveaux de courant au-dessous du seuil10,15.</li>
</ol>4. SNV abdominale chronique chez les rats éveillés
REMARQUE : Le VNS abdominal peut être appliqué aux animaux éveillés une fois que la plaie chirurgicale autour du connecteur percutané a guéri et stabilisé. Pour réduire toute réponse au stress et permettre une meilleure collecte de données, les animaux sont habitués à l’environnement de manipulation et de stimulation des testeurs, une heure par jour pendant sept jours avant la chirurgie d’implantation et le début du traitement VNS.
<ol><li>Mesurez l’impédance de chaque électrode comme décrit à l’étape 3.4, avant d’appliquer un VNS. Assurez-vous que l’impédance des électrodes de stimulation est inférieure à 20 kΩ.</li>
	<li>Connectez un câble au connecteur percutané arrière et connectez l’autre extrémité du câble à un stimulateur programmé pour appliquer une stimulation appropriée (par exemple, 27 Hz, 1,6 mA, 200 μs de largeur d’impulsion avec un intervalle d’interphase de 50 μs, 30 s ON, 2,5 min off15), et allumez le stimulateur. REMARQUE : Bien que les animaux soient souvent observés en train de s’endormir pendant la stimulation s’ils sont correctement habitués, utilisez un câble avec un matériau extérieur protecteur tel que des bobines d’acier si possible pour éviter qu’il ne soit mâché.</li>
	<li>Observez l’animal au début de chaque séance de thérapie VNS pour vous assurer qu’il n’y a pas d’effet indésirable tel qu’un toilettage excessif ou une augmentation ou une diminution soudaine du niveau d’activité en synchronisation avec le moment de la stimulation.</li>
	<li>Surveillez toutes les 30 minutes pour vérifier la torsion ou la déconnexion du câble. Pour appliquer le SNV de façon chronique (par exemple, 3 h par jour pendant 7 jours15), répétez les étapes 4.1 à 4.3 au début de chaque séance. REMARQUE : L’utilisation d’un collecteur peut réduire le risque de torsion des câbles et pourrait nécessiter une surveillance moins fréquente.</li>
</ol>

VNS abdominal pour le traitement des affections inflammatoires dans des modèles de rats

<ol><li>Fang, Y. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroimmunomodulation+of+vagus+nerve+stimulation+and+the+therapeutic+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Aging+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuroimmunomodulation of vagus nerve stimulation and the therapeutic implications.</a> Front Aging Neurosci. 15, 1173987(2023).</li>
<li>Fudim, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Device+therapy+in+chronic+heart+failure%3A+JACC+state-of-the-art+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Device therapy in chronic heart failure: JACC state-of-the-art review.</a> J Am Coll Cardiol. 78 (9), 931-956 (2021).</li>
<li>Sinniger, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+12-month+pilot+study+outcomes+of+vagus+nerve+stimulation+in+Crohn%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol+Motil%22%5BJournal%5D)">A 12-month pilot study outcomes of vagus nerve stimulation in Crohn's disease.</a> Neurogastroenterol Motil. 32 (10), 13911(2020).</li>
<li>Koopman, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation+in+patients+with+rheumatoid+arthritis%3A+24+month+safety+and+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Arthritis+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation in patients with rheumatoid arthritis: 24 month safety and efficacy.</a> Arthritis Rheumatol. 70, (2018).</li>
<li>Genovese, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+neurostimulation+with+a+miniaturised+vagus+nerve+stimulation+device+in+patients+with+multidrug-refractory+rheumatoid+arthritis%3A+a+two-stage+multicentre%2C+randomised+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of neurostimulation with a miniaturised vagus nerve stimulation device in patients with multidrug-refractory rheumatoid arthritis: a two-stage multicentre, randomised pilot study.</a> Lancet Rheumatol. 2 (9), e527-e538 (2020).</li>
<li>Lu, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+randomized+trial+on+the+effect+of+transcutaneous+electrical+nerve+stimulator+on+glycemic+control+in+patients+with+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">A randomized trial on the effect of transcutaneous electrical nerve stimulator on glycemic control in patients with type 2 diabetes.</a> Sci Rep. 13 (1), 2662(2023).</li>
<li>Huang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+transcutaneous+auricular+vagus+nerve+stimulation+on+impaired+glucose+tolerance%3A+a+pilot+randomized+study%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Complement+Altern+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of transcutaneous auricular vagus nerve stimulation on impaired glucose tolerance: a pilot randomized study.</a> BMC Complement Altern Med. 14, 203(2014).</li>
<li>Chang, R. B., Strochlic, D. E., Williams, E. K., Umans, B. D., Liberles, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagal+sensory+neuron+subtypes+that+differentially+control+breathing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Vagal sensory neuron subtypes that differentially control breathing.</a> Cell. 161 (3), 622-633 (2015).</li>
<li>McAllen, R. M., Shafton, A. D., Bratton, B. O., Trevaks, D., Furness, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calibration+of+thresholds+for+functional+engagement+of+vagal+A%2C+B+and+C+fiber+groups+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectron+Med+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Calibration of thresholds for functional engagement of vagal A, B and C fiber groups in vivo.</a> Bioelectron Med (Lond). 1 (1), 21-27 (2018).</li>
<li>Payne, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anti-inflammatory+effects+of+abdominal+vagus+nerve+stimulation+on+experimental+intestinal+inflammation%29%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Anti-inflammatory effects of abdominal vagus nerve stimulation on experimental intestinal inflammation).</a> Front Neurosci. 13, 418(2019).</li>
<li>Ben-Menachem, E., Revesz, D., Simon, B. J., Silberstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgically+implanted+and+non-invasive+vagus+nerve+stimulation%3A+a+review+of+efficacy%2C+safety+and+tolerability%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurol%22%5BJournal%5D)">Surgically implanted and non-invasive vagus nerve stimulation: a review of efficacy, safety and tolerability.</a> Eur J Neurol. 22 (9), 1260-1268 (2015).</li>
<li>Parhizgar, F., Nugent, K., Raj, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Obstructive+sleep+apnea+and+respiratory+complications+associated+with+vagus+nerve+stimulators%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Sleep+Med%22%5BJournal%5D)">Obstructive sleep apnea and respiratory complications associated with vagus nerve stimulators.</a> J Clin Sleep Med. 7 (4), 401-407 (2011).</li>
<li>Mao, H., Chen, Y., Ge, Q., Ye, L., Cheng, H. S. hort- <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((and+long-term+response+of+vagus+nerve+stimulation+therapy+in+drug-resistant+epilepsy%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromodulation%22%5BJournal%5D)">and long-term response of vagus nerve stimulation therapy in drug-resistant epilepsy: A systematic review and meta-analysis.</a> Neuromodulation. 25 (3), 327-342 (2022).</li>
<li>Payne, S. C., Furness, J. B., Stebbing, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioelectric+neuromodulation+for+gastrointestinal+disorders%3A+effectiveness+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Bioelectric neuromodulation for gastrointestinal disorders: effectiveness and mechanisms.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 16 (2), 89-105 (2019).</li>
<li>Payne, S. C., Romas, E., Hyakumura, T., Muntz, F., Fallon, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abdominal+vagus+nerve+stimulation+alleviates+collagen-induced+arthritis+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Abdominal vagus nerve stimulation alleviates collagen-induced arthritis in rats.</a> Front Neurosci. 16, 1012133(2022).</li>
<li>Payne, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+glucose+modulation+and+safety+of+efferent+vagus+nerve+stimulation+in+a+type+2+diabetic+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Blood glucose modulation and safety of efferent vagus nerve stimulation in a type 2 diabetic rat model.</a> Physiol Rep. 10 (8), 15257(2022).</li>
<li>Shepherd, R. K., Fallon, J. B., Payne, S. C., Burns, O., Furness, J. B. Peripheral nerve electrode array. US patent. , US-2020230400-A1 (2019).</li>
<li>Castoro, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitation+properties+of+the+right+cervical+vagus+nerve+in+adult+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Excitation properties of the right cervical vagus nerve in adult dogs.</a> Exp Neurol. 227 (1), 62-68 (2011).</li>
<li>Payne, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+effects+of+vagus+nerve+stimulation+strategies+on+glycemia+and+pancreatic+secretions%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rep%22%5BJournal%5D)">Differential effects of vagus nerve stimulation strategies on glycemia and pancreatic secretions.</a> Physiol Rep. 8 (11), 14479(2020).</li>
<li>Prechtl, J. C., Powley, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fiber+composition+of+the+abdominal+vagus+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Embryol+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">The fiber composition of the abdominal vagus of the rat.</a> Anat Embryol (Berl). 181 (2), 101-115 (1990).</li>
<li>Gasser, H. S., Erlanger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+played+by+the+sizes+of+the+constituent+fibers+of+a+nerve+trunk+in+determining+the+form+of+its+action+potential+wave%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol-Legacy+Content%22%5BJournal%5D)">The role played by the sizes of the constituent fibers of a nerve trunk in determining the form of its action potential wave.</a> Am J Physiol-Legacy Content. 80 (3), 522-547 (1927).</li>
<li>Parker, J. L., Shariati, N. H., Karantonis, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrically+evoked+compound+action+potential+recording+in+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectron+Med%22%5BJournal%5D)">Electrically evoked compound action potential recording in peripheral nerves.</a> Bioelectron Med. 1 (1), 71-83 (2018).</li>
<li>Villalobos, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulation+parameters+for+directional+vagus+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectron+Med%22%5BJournal%5D)">Stimulation parameters for directional vagus nerve stimulation.</a> Bioelectron Med. 9 (1), 16(2023).</li>
<li>Verma, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+applications+of+evoked+responses+during+epidural+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Bioelectron+Med%22%5BJournal%5D)">Characterization and applications of evoked responses during epidural electrical stimulation.</a> Bioelectron Med. 9 (1), 5(2023).</li>
<li>Hoffman, H. H., Schnitzlein, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+numbers+of+nerve+fibers+in+the+vagus+nerve+of+man%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">The numbers of nerve fibers in the vagus nerve of man.</a> Anat Rec. 139, 429-435 (1961).</li>
<li>Bassi, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical+and+clinical+implications+of+vagal+modulation+of+the+spleen%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Biobehav+Rev%22%5BJournal%5D)">Anatomical and clinical implications of vagal modulation of the spleen.</a> Neurosci Biobehav Rev. 112, 363-373 (2020).</li>
<li>Courties, A., Berenbaum, F., Sellam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagus+nerve+stimulation+in+musculoskeletal+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Joint+Bone+Spine%22%5BJournal%5D)">Vagus nerve stimulation in musculoskeletal diseases.</a> Joint Bone Spine. 88 (3), 105149(2021).</li>
<li>Hilderman, M., Bruchfeld, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cholinergic+anti-inflammatory+pathway+in+chronic+kidney+disease-review+and+vagus+nerve+stimulation+clinical+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Nephrol+Dial+Transplant%22%5BJournal%5D)">The cholinergic anti-inflammatory pathway in chronic kidney disease-review and vagus nerve stimulation clinical pilot study.</a> Nephrol Dial Transplant. 35 (11), 1840-1852 (2020).</li>
</ol>

Cette recherche a été menée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

Cette méthode de chirurgie implantaire VNS abdominale et de stimulation chronique du nerf vague et d’enregistrement des ECAP a été utilisée avec succès et bien tolérée pendant 5 semaines chez le rat après l’implantation 10,15,16. La rétraction de l’estomac, du foie et de l’intestin pour avoir une bonne vue de l’œsophage et du nerf vague est l’une des étapes clés de la chirurgie. Une fois ces organes rétractés, le nerf vague devi...

La stimulation du nerf vague (SNV) administrée au site cervical dans le cou est un traitement approuvé par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis pour l’épilepsie réfractaire, la dépression réfractaire et la réadaptation post-AVCischémique 1, et approuvé par la Commission européenne pour l’insuffisance cardiaque en Europe2. Le VNS cervical non invasif est approuvé par la FDA pour la migraine et les maux de tête1. Son application devrait s’étendre, avec des essais cliniques récents montrant l’efficacité de la SNV dans d’autres indications telles que la maladie de Crohn3, la polyarthrite rhumatoïde 4,5 et l’intolérance au glucose et le diabète de type 2 6,7. Bien que prometteur, le SNV cervical peut provoquer une bradycardie et une apnée en raison de l’activation hors cible des fibres nerveuses qui innervent les poumons et le cœur 8,9,10. Des effets secondaires tels que toux, douleur, altération de la voix, maux de tête et augmentation de l’indice d’apnée-hypopnée sont fréquemment rapportés chez les patients recevant le VNScervical 11,12. La réduction de la force de stimulation est une stratégie courante pour réduire ces effets secondaires, mais une charge réduite peut limiter l’efficacité du traitement par SNV en n’activant pas les fibres thérapeutiques11. À l’appui de cette hypothèse, le taux de réponse des patients recevant une stimulation de haute intensité pour le traitement de l’épilepsie était plus élevé que celui des patients recevant une stimulation de faible intensité13.
La SNV abdominale est appliquée sur le nerf vague sous-diaphragmatique, au-dessus des branches hépatique et cœliaque14 (Figure 1). Notre étude précédente a démontré que chez le rat, le VNS abdominal ne provoque pas d’effets secondaires cardiaques ou respiratoires associés au VNScervical 10. Des études antérieures démontrent également des effets anti-inflammatoires du VNS abdominal dans un modèle de rat de maladie inflammatoire de l’intestin et de polyarthrite rhumatoïde10,15 ainsi qu’une réduction de la glycémie dans un modèle de rat de diabète de type 216. Récemment, la technologie VNS abdominale a été traduite pour un premier essai clinique chez l’homme pour le traitement des maladies inflammatoires de l’intestin (NCT05469607).
Le réseau d’électrodes des nerfs périphériques utilisé pour stimuler le nerf vague abdominal (WO201909502017) a été développé sur mesure pour être utilisé chez le rat et comprend deux ou trois paires d’électrodes en platine placées à 4,7 mm l’une de l’autre, soutenues par un brassard en élastomère de silicone de qualité médicale, une languette de suture pour ancrer le réseau à l’œsophage, un fil conducteur et un connecteur percutané à monter sur la région lombaire (figure 2). Le fil conducteur est creusé sous la peau du côté gauche de l’animal. La conception à paires d’électrodes multiples permet une stimulation électrique du nerf ainsi que l’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués électriquement (ECAP), ce qui confirme le placement correct de l’implant sur le nerf et les intensités de stimulation supraseuil. Le VNS abdominal est bien toléré chez les rats en mouvement libre pendant les mois 10,15,16. Cela permet d’évaluer son efficacité sur des modèles de maladies.
Ce manuscrit décrit les méthodes de stérilisation par réseau d’électrodes, de chirurgie d’implantation du nerf vague abdominal, de stimulation chronique et d’enregistrement des ECAP chez des rats éveillés pour étudier l’efficacité de la VNS abdominale dans divers modèles de maladies. Ces méthodes ont été développées à l’origine pour étudier l’efficacité de la VNS abdominale dans le modèle de rat de maladie inflammatoire de l’intestin10 et ont également été utilisées avec succès pour un modèle de rat de polyarthrite rhumatoïde15 et de diabète16.

<table><tbody><tr><td>0,9 % sérum physiologique</td><td>Briemarpak</td><td>SC3050</td><td></td></tr><tr><td>Baytril Bayer</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Sanofi-Aventis Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprelieve (buprénorphine)</td><td>Jurox</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dispositif d’acquisition de données</td><td>National Instruments</td><td>USB-6210</td><td></td></tr><tr><td>DietGel Boost (complément alimentaire à base de gel)</td><td>ClearH2O</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler Dumont, style 5</td><td>ProSciTech</td><td>T05-822</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler Dumont, style N7, à fermeture automatique</td><td>ProSciTech</td><td>EMS72864-D</td><td></td></tr><tr><td>Elmasonic P sonicator</td> La solution <td>d’Elma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hartmann</td><td>Baxter</td><td>AHB2323</td><td></td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>ProSciTech</td><td>TS1322-140</td><td></td></tr><tr><td>HPMC/PAA Gel hydratant pour les yeux</td><td>Alcon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igor Pro-8 logiciel</td><td>Wavemetrics, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflo (Isoflurane)</td><td>Zoetis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur différentiel isolé</td><td>World Precision Instruments</td><td>ISO-80</td><td></td></tr><tr><td>Pyroneg</td><td>liquide Diversey</td><td>HH12291</td><td>solution de nettoyage</td></tr><tr><td>Marcaine (Bupivacaine)</td><td>Aspen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Champ plastique</td><td>Multigate</td><td>22-203</td><td></td></tr><tr><td>Implant du nerf vague du rat</td><td>Neo-Bionica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl (Carprofène)</td><td>Zoetis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie 3-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie 7-0</td><td>Autoclave Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SteriClave</td><td>Cominox</td><td>24S</td><td></td></tr><tr><td>Blouse chirurgicale stérile jetable</td><td>Zebravet</td><td>DSG-S</td><td></td></tr><tr><td>Suicide Crochets en nickel</td><td>Jarvis Walker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eau ultrapure</td><td>Merck Millipre</td><td>Milli-Q Direct</td><td></td></tr><tr><td>Underpads</td><td>Zebravet</td><td>UP10SM</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux Vannas</td><td>ProSciTech</td><td>EMS72933-01</td><td></td></tr><tr><td>Suture Vicryl 4-0</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé

Implantation Surgery for Abdominal Vagus Nerve Stimulation and Recording Studies in Awake Rats

La stimulation du nerf vague abdominal (SNV) peut être appliquée à la branche sous-diaphragmatique du nerf vague des rats. En raison de son emplacement anatomique, il n’a pas d’effets respiratoires et cardiaques hors cible couramment associés au SNV cervical. L’absence d’effets respiratoires et cardiaques hors cible signifie que l’intensité de la stimulation n’a pas besoin d’être réduite pour réduire les effets secondaires couramment ressentis lors du SNV cervical. Peu d’études récentes démontrent les effets anti-inflammatoires du VNS abdominal dans des modèles de rats de maladies inflammatoires de l’intestin, de polyarthrite rhumatoïde et de réduction de la glycémie dans un modèle de rat de diabète de type 2. Le rat est un excellent modèle pour explorer le potentiel de cette technologie en raison de l’anatomie bien établie du nerf vague, de la grande taille du nerf qui permet une manipulation facile et de la disponibilité de nombreux modèles de maladies. Nous décrivons ici les méthodes de nettoyage et de stérilisation du réseau d’électrodes VNS abdominales et le protocole chirurgical chez le rat. Nous décrivons également la technologie requise pour confirmer la stimulation supraseuil en enregistrant les potentiels d’action composés évoqués. Le VNS abdominal a le potentiel d’offrir un traitement sélectif et efficace pour une variété d’affections, y compris les maladies inflammatoires, et l’application devrait s’étendre de la même manière que le VNS cervical.

L’enregistrement des potentiels d’action composés évoqués (ECAP, Figure 3A, B) immédiatement après la chirurgie est une technique qui peut être utilisée pour aider à confirmer le placement correct du nerf dans le canal de la matrice, et que la stimulation est efficace pour activer le nerf vague.
Dans la figure 3, des rats agouti noirs femelles (âgés de 8 à 9 semaines) ont été implantés avec le réseau d’électrodes VNS....

Le présent protocole décrit la technique chirurgicale d’implantation d’un réseau d’électrodes sur le nerf vague abdominal chez le rat, ainsi que les méthodes de test et de stimulation électrophysiologiques chroniques à l’aide du dispositif implanté.

Chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé

Abdominal vagus nerve stimulation (VNS) can be applied to the subdiaphragmatic branch of the vagus nerve of rats. Due to its anatomical location, it does ...

Le SNV abdominal a l’avantage de ne pas provoquer d’effets secondaires cardiaques et respiratoires associés au SNV cervical. Le but de l’étude était d’étudier l’effet anti-inflammatoire du SNV abdominal dans un modèle de polyarthrite rhumatoïde chez le rat. Précédemment, nous avons montré que le VNS abdominal réduit les symptômes d’un modèle de rat de maladie inflammatoire de l’intestin.Un premier essai clinique chez l’homme est actuellement en cours pour étudier l’innocuité et l’efficacité de la SNV abdominale comme traitement des maladies inflammatoires de l’intestin. Nous élargissons nos recherches en neuromodulation pour déterminer si nous pouvons enregistrer l’activité spontanée du nerf vague induite par l’inflammation comme prochaine étape pour développer un système VNS abdominal adaptatif pour le traitement des affections inflammatoires. Nous avons démontré que le SNV abdominal ne provoque aucun effet cardiaque ou respiratoire hors cible associé au SNV cervical, et qu’il a des effets anti-inflammatoires dans des modèles de maladies inflammatoires de l’intestin et de polyarthrite rhumatoïde chez le rat.Les effets du SNV abdominal sur le corps ne sont pas bien compris par rapp

implantation-surgery-for-abdominal-vagus-nerve-stimulation-recording

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Source : Sanchez, C. A., et al. Préparation d’électrodes de stimulation des nerfs périphériques pour une implantation chronique chez le rat. J. Vis. Exp. (2020).Cette vidéo démontre la stimulation du nerf vague chez un rat éveillé. Un rat avec une électrode de brassard nerveux périphérique chronique implantée et entraîné à une tâche de pression à levier est connecté à un générateur de stimulus via un capuchon de tête implanté. Le nerf vague est stimulé immédiatement après chaque pression...

Stimulation du nerf vague par des électrodes de brassard nerveux périphérique implantées de manière chronique chez le rat

Dans cette vidéo, nous montrons la procédure d’installation d’une électrode de stimulation périodique automatisée sur le nerf vague pour la surveillance des nerfs lors de chirurgies thyroïdiennes dans un modèle porcin. Cela aide à l’identification correcte du nerf cible lors des interventions chirurgicales.

Installation automatisée d’électrodes de stimulation périodique : une technique pour implanter chirurgicalement un dispositif de stimulation automatisé sur le nerf vague dans un modèle porcin

Cette vidéo montre comment enregistrer l’électrorétinogramme (ERG) et le potentiel évoqué visuel (VEP) chez un rat conscient. Le rat, avec des électrodes implantées chirurgicalement, est d’abord adapté à l’obscurité. Après avoir appliqué des gouttes dilatantes, l’animal est placé dans une contention et positionné dans un bol Ganzfeld. Les signaux ERG et VEP sont ensuite enregistrés.

Enregistrement d’un électrorétinogramme et d’un potentiel évoqué visuel chez un rat

La vidéo montre l’enregistrement de signaux d’électroencéphalogramme (EEG) de ratons induits par des convulsions. Prenez un chiot se déplaçant librement implanté avec des électrodes connectées à un système d’acquisition de données. Une neurotoxine est administrée pour induire des crises d’épilepsie, et l’activité électrique qui en résulte est surveillée à l’aide du signal EEG.

Enregistrement des crises induites par électroencéphalographie chez des petits rats se déplaçant librement

Stimulation du nerf vague (VNS) a émergé comme un outil pour induire la plasticité synaptique ciblée dans le cerveau antérieur de modifier une gamme de comportements. Ce protocole décrit comment mettre en œuvre VNS pour faciliter la consolidation de la mémoire la peur de l'extinction.

Stimulation du nerf vague comme un outil pour induire la plasticité dans les voies pertinentes pour l&#39;extinction d&#39;apprentissage

Nous montrons les procédures d'implantation et d'enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l'oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Présenté ici est un protocole pour la fabrication d’un système implantable pour l’enregistrement chronologique in vivo des potentiels électromyographiques évoqués et spontanés. Le système est appliqué à l’étude de la rénnervation des muscles laryngiens suite à des lésions nerveuses.

Un système implantable pour l’électromyographie chronique de Vivo

Les approches existantes pour la construction d’électrodes de manchette périphériques implantables chroniques pour une utilisation chez les petits rongeurs nécessitent souvent un équipement spécialisé et/ou un personnel hautement qualifié. Dans ce protocole, nous démontrons une approche simple et peu coûteuse pour fabriquer des électrodes de manchette chroniquement implantables, et démontrons leur efficacité pour la stimulation de nerf vague (VNS) chez les rats.

Préparation d’électrodes de stimulation nerveuse périphérique pour l’implantation chronique chez les rats

Il s’agit d’un protocole pour l’implantation chirurgicale et l’exploitation d’une interface alimentée sans fil pour les nerfs périphériques. Nous démontrons l’utilité de cette approche à l’aide d’exemples de stimulateurs nerveux placés sur le nerf sciatique ou phrénique du rat.

Implantation et contrôle de systèmes sans fil et sans batterie pour l’interfaçage des nerfs périphériques

Ce protocole présente une boîte comportementale basée sur un microcontrôleur pour évaluer l’inhibition pré-impulsion (IPP) en collectant des données d’accélération à partir d’un capteur situé sous la boîte. Ces données évaluent les déficits sensoriels chez les rats socialement isolés, avec une méthode supplémentaire pour synchroniser les données avec l’activité neuronale afin de faire progresser les études neurophysiologiques sur les troubles du comportement.

Développement d’une boîte comportementale pour évaluer l’inhibition prépulsive et l’activité neuronale dans des modèles animaux psychiatriques

Découvrez la chirurgie d'implantation d'électrodes sur le nerf vague abdominal chez le rat éveillé pour étudier les effets anti-inflammatoires de la stimulation vagale sans effets cardiaques ni respiratoires.

Chirurgie d’implantation pour la stimulation du nerf vague abdominal et études d’enregistrement chez le rat éveillé

Explorer plus de vidéos