Name: Analyse en temps réel de la communication neuronale intestin-cerveau : dynamique du calcium à l’échelle du cortex en réponse à la stimulation intestinale du glucose (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-29T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Découvrez une méthode d'imagerie du calcium cortical pour étudier la communication intestin-cerveau chez la souris. Cette technique réduit le traumatisme chirurgical et révèle l'activation rapide du cortex moteur secondaire après injection de glucose.

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Tous les protocoles expérimentaux ont été approuvés par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université d’Ochanomizu, au Japon (protocoles d’étude sur les animaux 22017). Toutes les expériences sur les animaux ont été effectuées conformément aux directives pour l’expérimentation animale de l’Université d’Ochanomizu qui sont conformes aux Directives fondamentales pour la bonne conduite de l’expérimentation animale et des activités connexes dans les institutions de recherche universitaires (Ministère de l’éducation, de la culture, des sports, de la science et de la technologie, Japon). Des efforts ont été déployés pour minimiser le nombre d’animaux utilisés. Cette étude a été réalisée dans le respect des directives ARRIVE.
1. Préparation de souris transgéniques
<ol>
	<li>Pour suivre cette expérience, utilisez la lignée de souris transgéniques BAC GLT-1-G-CaMP7 #817 mâles et femelles adultes, à savoir G7NG817 souris 24,25 (âgées de plus de 8 semaines). La souche de fond de G7NG817 souris25 est C57BL/6J.</li>
	<li>Placez les souris sous un cycle lumière/obscurité de 12 h / 12 h et élevez-les en groupes de jusqu’à cinq souris.</li>
</ol>
2. Création d’un cathéter
<ol>
	<li>À l’aide de ciseaux, ajustez le tube en silicone (diamètre intérieur 0,5 mm, diamètre extérieur 1,0 mm) à une longueur précise de 7 cm (Figure 1A-a). REMARQUE : Avant les procédures, les ciseaux et le tube de silicone ont été stérilisés.</li>
	<li>Collez de minuscules billes de plastique (diamètre intérieur 3 mm, diamètre extérieur 5 mm) sur le tube adapté, en veillant à ce qu’elles soient situées à 3 mm de son extrémité (figure 1A-b). Fixez solidement les billes à l’aide de colle cyanoacrylate (les variantes médicales ou standard sont acceptables).</li>
	<li>Exciser l’apex d’une aiguille de 23 G et couper ensuite à 1,5 cm de l’extrémité de l’aiguille (figure 1A-c).</li>
	<li>Introduisez l’aiguille 23 G sectionnée de l’étape 2.3 dans l’extrémité du tube en silicone, à l’opposé de l’endroit où les billes ont été fixées (Figure 1A-d).</li>
</ol>
3. Création d’injecteurs
<ol>
	<li>À l’aide d’une pince stérile, exciser à 1 cm de la pointe de l’aiguille (figure 1B-a). REMARQUE : Assurez-vous que l’orifice à l’extrémité sectionnée conserve son intégrité et ne se déforme pas, car toute distorsion pourrait obstruer l’écoulement de la solution d’injection.</li>
	<li>Couplage de l’aiguille d’injection de 23 G adaptée de l’étape 3.1.1 à une seringue de 2,5 mL (figure 1B-b).</li>
	<li>Segmentez un tube de silicium à la longueur requise (un tube de silicium de 15 cm dans cette expérience) et gainez-le sur l’aiguille d’injection de 23 G (Figure 1B-c). REMARQUE : Le volume de solution distribué fluctuera en fonction de la longueur du tube. Par exemple, avec un tube de 15 cm, environ 50 μL de solution persisteront après l’expérience.</li>
	<li>Coupez l’aiguille d’injection de 23 G à 1,5 cm de la pointe de l’aiguille.</li>
	<li>Joignez la partie sectionnée de l’étape 3.4 avec le cathéter en silicium façonné à l’étape 3.3 (Figure 1B-d). REMARQUE : Assurez-vous que les orifices créés aux étapes 3.1 et 3.4 ne sont pas déformés après l’incision. Si une rectification est nécessaire, utilisez des pinces pour restaurer sa configuration circulaire.</li>
</ol>
4. Localisation gastrique
<ol>
	<li>Administrer l’anesthésie à la souris par inhalation d’isoflurane à 3,0 % dans une chambre spécifiée. Appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir la sécheresse oculaire.</li>
	<li>Transférez délicatement la souris anesthésiée de la chambre d’inhalation à la table d’opération après avoir vérifié l’état anesthésié de la souris. Fournir un soutien thermique tout au long de la procédure.</li>
	<li>Posez la souris en décubitus dorsal, en alignant sa bouche à proximité de l’appareil d’inhalation, et modulez la concentration d’isoflurane de 3,0 % à 2,0 %. REMARQUE : Dégagez le segment inférieur du masque d’isoflurane de son homologue supérieur et ancrez le masque séparé (segment supérieur) à la table chirurgicale à l’aide de ruban adhésif.</li>
	<li>Complétez la cavité buccale, les membres antérieurs et les membres postérieurs de la souris sur la table d’opération à l’aide de ruban adhésif. REMARQUE : En fixant la souris à la table, les erreurs chirurgicales dues au mouvement peuvent être évitées même si la souris est anesthésiée.</li>
	<li>Retirez les poils de la souris de la partie supérieure gauche de l’abdomen (150 % de la zone autour du site chirurgical) à l’aide d’une crème dépilatoire. Appliquez un analgésique local par voie topique sur le site de la chirurgie et attendez 5 minutes avant de procéder.</li>
	<li>Appliquez un gel anesthésique local sur la peau abdominale et attendez 5 à 10 min. Ensuite, désinfectez la zone chirurgicale 3 fois avec une alternance d’iodophores et d’éthanol à 70%. Confirmez la profondeur de l’anesthésie à l’aide d’un pincement des orteils et couvrez l’animal avec des champs chirurgicaux stériles. Faites une incision cutanée d’environ 1,5 cm de longueur (figure 1C-b), située à 1 cm à droite de la médiane abdominale et à 5 mm sous l’apophyse xiphoïde (figure 1C-c). Ensuite, créez une incision de 1,5 cm dans la paroi abdominale au même endroit que l’incision cutanée initiale. REMARQUE : Faites preuve de prudence pour éviter d’infliger des dommages au foie sous-jacent.</li>
	<li>Repositionnez délicatement le lobe hépatique gauche latéralement à l’aide d’une pince à bout émoussé, en révélant l’estomac en dessous.</li>
</ol>
5. Insertion du cathéter
<ol>
	<li>Surélevez l’estomac et extirpez-le prudemment par l’incision. REMARQUE : Faites preuve du plus grand soin pour préserver l’intégrité des organes adjacents, notamment le foie, et évitez d’exercer une force excessive sur l’estomac.</li>
	<li>À l’aide de ciseaux, vous créez une petite perforation (environ 1,5 mm de diamètre) dans l’antre du pylore.</li>
	<li>Introduisez l’extrémité du cathéter dans la perforation, en vous assurant que la bille est en contact direct avec l’antre pylorique. REMARQUE : Le cathéter est désinfecté avec une solution de gluconate de chlorhexidine à 0,1 à 0,5 % avant l’insertion.</li>
	<li>Collez la perle du cathéter sur l’estomac à l’aide d’une colle cyanoacrylate de qualité médicale. REMARQUE : Assurez-vous que l’estomac reste non attaché aux organes environnants.</li>
	<li>Vérifiez l’attachement ferme du cathéter à l’estomac, puis repositionnez délicatement l’estomac à sa position innée sous le lobe hépatique gauche.</li>
	<li>Coudre la paroi abdominale, permettant au cathéter de s’étendre vers l’extérieur, à l’aide d’une suture en polydioxanone (PDS). Après cela, fermez l’incision cutanée d’une manière analogue à la fermeture abdominale.</li>
	<li>Repositionnez doucement la souris dans une cage aseptisée. REMARQUE : Les souris postopératoires doivent être logées individuellement. Appliquez un analgésique local localement sur la fermeture de la plaie et suivez les plans analgésiques recommandés par les directives de l’établissement local.</li>
	<li>Prévoyez une période de récupération minimale de 48 h dans un environnement standard. REMARQUE : Une extrémité du cathéter inséré dans l’estomac de la souris est fermée avec une aiguille 23G avec une pointe scellée pour empêcher l’entrée de substances étrangères et pour éviter de mordre. Comme le cathéter qui dépasse de l’abdomen est court, il empêche la souris de le traîner à travers la litière, ce qui pourrait le faire s’ouvrir ou s’emmêler.</li>
</ol>
6. Préparation à l’imagerie transcrânienne in vivo Ca2+
<ol>
	<li>Administrer une anesthésie à la souris à l’aide d’isoflurane (induction à 2 % ; entretien entre 0,8 % et 1,0 %).</li>
	<li>Fixez la souris sur une plate-forme stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille auxiliaires pour atténuer les effets de la pulsation et de la respiration. Par la suite, placez la souris sous un stéréomicroscope à fluorescence.</li>
	<li>Utiliser un ensemble de filtres de fluorescence bleue à large bande (avec excitation à 460-490 nm et émission à 520 nm) en conjonction avec une source lumineuse au mercure.</li>
	<li>Capturez les images à l’aide d’un appareil photo et traitez-les à l’aide du logiciel d’imagerie désigné.</li>
	<li>Retirez soigneusement les poils du cuir chevelu à l’aide d’un rasoir électrique ou d’une crème dépilatoire. REMARQUE : Si vous utilisez un rasoir, assurez-vous qu’il est soigneusement désinfecté et veillez à ne pas couper la peau.</li>
	<li>Désinfectez la surface du cuir chevelu à l’aide d’un coton-tige ou d’un outil similaire avec une solution de gluconate de chlorhexidine diluée à 0,1-0,5%. Ensuite, désinfectez avec de l’alcool et répétez cette alternance 3 fois.</li>
	<li>Appliquez un gel anesthésique local et attendez 5 à 10 minutes.</li>
	<li>Préparez-vous à appliquer du ciment acrylique dentaire.<ol>
		<li>Utilisez une lame de scalpel stérile pour couper le cuir chevelu. Soit vous enlevez complètement le cuir chevelu, soit vous faites une coupe franche de l’arrière de la tête vers le front.</li>
		<li>Utilisez des clips pour exposer le crâne en étendant tout excès de peau.</li>
		<li>Utilisez un coton-tige pour retirer le tissu conjonctif du périoste.</li>
		<li>Appliquez immédiatement le ciment acrylique après avoir retiré le périoste. Agissez rapidement pour éviter que la surface du crâne ne devienne opaque en raison de l’évaporation de l’os exposé.</li>
		<li>Attendez environ 5 minutes que le ciment sèche.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Imagerie transcrânienne Ca2+ avec administration intraduodénale de glucose
<ol>
	<li>Équilibrer à la fois la solution expérimentale et la solution saline à la température ambiante. Soumettez les souris à une restriction alimentaire pendant une durée déterminée (par exemple, 2 h).</li>
	<li>Purger tout contenu résiduel à l’intérieur du cathéter côté souris à l’aide de ~0,03 mL de solution saline avant de commencer l’injection.</li>
	<li>Aspirez la solution expérimentale (par exemple, une solution de glucose à 10 % préparée dans 300 μL d’eau, complétée par 300 μL d’eau supplémentaires) dans la seringue, puis interfacez-la avec le cathéter. Déterminez le dosage optimal de la solution adapté à l’objectif expérimental spécifique. REMARQUE : Pendant cette phase, faites preuve de prudence pour éviter une tension excessive sur le cathéter, ce qui pourrait compromettre l’anatomie interne de la souris. Essayez de manipuler le tube côté souris avec la plus grande douceur. De plus, assurez-vous que la seringue reste dépourvue d’air après l’aspiration de la solution, car l’air et les bulles emprisonnés pourraient induire une distension gastro-intestinale.</li>
	<li>Évaluez l’état physiologique de la souris et activez la fonction d’enregistrement du logiciel d’imagerie en cliquant sur le bouton de processus d’enregistrement de l’application logicielle.</li>
	<li>Capturez des images à une résolution de 512 x 512 pixels, une profondeur de 16 bits et une fréquence d’images de 10 Hz. REMARQUE : Les paramètres d’enregistrement peuvent être ajustés pour s’aligner sur les exigences expérimentales spécifiques.</li>
	<li>Obtenir des données spontanées (p. ex., sur une période de 50 s), suivies de l’infusion progressive de la solution expérimentale à un rythme adapté à l’expérience (ici, 0,035 mL/s). REMARQUE : À la fin de l’expérience, la souris sera euthanasiée rapidement par luxation cervicale sous anesthésie isoflurane.</li>
</ol>
8. Traitement et analyse des données d’image
<ol>
	<li>Regrouper les données d’image en 64 x 64 pixels.</li>
	<li>Déterminez les régions d’intérêt (ROI) dessinées à la main à l’aide d’ImageJ. Reportez-vous à l’atlas du cerveau de la souris pour désigner les zones d’intérêt comme la zone frontale (M2), l’aire somatosensorielle comprenant le tonneau (Somato), la zone occipitale (visuelle) et la région rétrosplénienne (RSC).</li>
	<li>Utilisez la fonction MATLAB ReadImageJROI pour extraire les coordonnées correspondant aux ROI. Accédez à la fonction MATLAB via le lien fourni : https://jp.mathworks.com/matlabcentral/fileexchange/32479-readimagejroi</li>
	<li>Calculez le taux moyen de changement d’intensité de fluorescence dans le ROI à l’aide de MATLAB.<ol>
		<li>Définir le taux de variation de l’intensité de fluorescence (ΔF/F) à l’aide de l’équation (1) : 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/65902/65902eq01.jpg" style="margin: auto;">(1) Où Ft représente la valeur de l’intensité de fluorescence à un moment donné et la valeur moyenne de l’intensité depuis le début de l’enregistrement jusqu’à 50 s après le début de l’injection est notée F0.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tenez compte du retard dans l’arrivée de la solution d’injection dans l’organe. Utilisez la valeur d’intensité moyenne couvrant les trois secondes suivant l’injection comme référence. Formes d’onde cibles dépassant la valeur d’intensité de base + 1 écart-type pour l’analyse si elles se produisent 3 secondes ou plus après l’injection.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Étude de l’interaction intestin-cerveau via l’imagerie calcique transcrânienne chez la souris

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<li>Ming, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane-induced+burst+suppression+is+a+thalamus-modulated%2C+focal-Onset+rhythm+with+persistent+local+asynchrony+and+variable+propagation+patterns+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Systems+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Isoflurane-induced burst suppression is a thalamus-modulated, focal-Onset rhythm with persistent local asynchrony and variable propagation patterns in rats.</a> Frontiers in Systems Neuroscience. 14, 599781(2021).</li>
<li>Schwalm, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+states+shape+the+spatiotemporal+representation+of+local+and+cortex-wide+neural+activity+in+mouse+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Functional states shape the spatiotemporal representation of local and cortex-wide neural activity in mouse sensory cortex.</a> Journal of Neurophysiology. 128 (4), 763-777 (2022).</li>
<li>Ueno, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+intragastric+infusion+%28iG%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Mouse intragastric infusion (iG) model.</a> Nature Protocols. 7 (4), 771-781 (2012).</li>
<li>Zukerman, S., Ackroff, K., Sclafani, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-oral+glucose+stimulation+of+intake+and+conditioned+flavor+preference+in+C57BL%2F6J+mice%3A+A+concentration-response+study%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%26+Behavior%22%5BJournal%5D)">Post-oral glucose stimulation of intake and conditioned flavor preference in C57BL/6J mice: A concentration-response study.</a> Physiology & Behavior. 109, 33-41 (2013).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Seringue TERUMO 2,5 mL</td><td>TERUMO</td><td>ss-02Sz</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille d’injection 23 G</td><td>TERUMO</td><td>4987350390691</td><td></td></tr><tr><td>Anesthésique (solution d’inhalation ISOFLURANE)</td><td>viatris</td><td>871119</td><td></td></tr><tr><td>coton-tige</td><td></td><td></td><td>entreprise locale</td></tr><tr><td>Colle cyanoacrylate (AronArufa A)</td><td>TOAGOSEI</td><td>7990700Q1022</td><td></td></tr><tr><td>dentaire ciment acrylique C& B&nbsp ;</td><td>Sun Medical&nbsp ;</td><td>221AABZX00115000</td><td></td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Kracie</td><td></td><td>entreprise locale</td></tr><tr><td>Caméra numérique CMOS&nbsp ;</td><td>Hamamatsu Photonics&nbsp ;</td><td>ORCA-Spark</td><td></td></tr><tr><td>Barre d’oreille</td><td>NARISHIGE</td><td>EB-5N</td><td></td></tr><tr><td>Set de filtres (U-MWB2)</td><td>Evident</td><td>U-MWB2&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins</td><td>Outils de science</td><td>fine 14040-10</td><td></td></tr><tr><td>G7NG817 souris</td><td>RIKEN BRC</td><td>RBRC09650</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’image</td><td>Hamamatsu Photonics&nbsp ;</td><td>HC Logiciel</td><td></td>d’image</tr><tr><td>Isoflurane vapolizer</td><td>shinanoseisakusyo</td><td>SN-487-0T</td><td></td></tr><tr><td>Source lumineuse (U-HGLGPS)</td><td>Microscopie</td><td>U-HGLGPS</td><td></td></tr><tr><td>évidente (MVX10)</td><td>Perles de plastique évidentes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>(diamètre intérieur 3 mm, diamètre extérieur 5 mm)</td><td></td><td></td><td>entreprise locale</td></tr><tr><td>Pinces</td><td></td><td></td> entreprise <td>locale</td></tr><tr><td>Suture en polydioxanone, monodiox</td><td>Alfresa Pharma</td><td>HR1305MV45-KF2R</td><td>Cette suture résorbable en monofilament PDS est utilisée pour fermer l’incision chirurgicale</td></tr><tr><td>Pince à bout rond</td><td>F.S.T.&nbsp ;</td><td>11617-12</td><td></td></tr><tr><td>saline</td><td>Otsuka Pharmaceutical Factory</td><td>35061311</td><td></td></tr><tr><td>Tube en silicone (diamètre intérieur 0,5 mm, diamètre extérieur 1,0 mm)</td><td>AS ONE&nbsp ; CORPORATIO</td><td>33151413</td><td>entreprise locale</td></tr><tr><td>petite aiguille chirurgicale</td><td>Natsume Seisakusho Co., Ltd.</td><td></td><td></td>AC03DNT</tr><tr><td>Stade stéréotaxique</td><td>NARISHIGE</td><td>MA-6N</td><td></td></tr><tr><td>Xylocaïne Jelly 2 %</td><td>Sandoz K.K.</td><td>614429303</td><td>Cette gelée est utilisée comme analgésique local pour soulager la douleur chirurgicale</td></tr></tbody></table>

analyse en temps réel de la communication neuronale intestin-cerveau : dynamique du calcium à l’échelle du cortex en réponse à la stimulation intestinale du glucose

Real-time Analysis of Gut-brain Neural Communication: Cortex wide Calcium Dynamics in Response to Intestinal Glucose Stimulation

Imagerie Ca2+ à l’échelle du cortex transcrânien avec une souris G7NG817 anesthésiée à l’isoflurane Nous avons créé le cathéter en suivant la procédure illustrée à la figure 1. Après avoir soigneusement identifié la position de l’estomac, nous avons fixé le cathéter à cet endroit (Figure 1). Après avoir laissé un temps de récupération suffisant après l’insertion du cathéter (environ 48 h), nous avons mesuré l’activité neuronale spontanée sous anesthésie légère à l’isoflurane (0,8-1,0%) pour établir les changements d’intensité de fluorescence de base pour les observations ultérieures de stimulation intestinale. En conséquence, nous avons confirmé les modèles d’oscillation aléatoires Ca2+ qui couvraient l’ensemble du cortex (Figure 2A). La figure 2 fournit des exemples représentatifs d’activité cérébrale spontanée, avec les cathéters insérés au préalable. Nous avons défini le temps du premier pic transitoire Ca2+ observable dans la région M2 après l’injection à 0,0 s. La représentation pseudo-couleur affichait le pic de ce transitoire Ca2+ comme valeur maximale, avec la valeur moyenne plus un écart-type (1 ET) comme valeur minimale. Il était clair que les hémisphères gauche et droit présentaient une activité synchrone dans toutes les régions.
Ensuite, nous avons établi des retours sur investissement pour caractériser les ondes au sein de chaque zone fonctionnelle. Comme le montre la figure 2B, nous avons présenté les changements temporels du taux d’intensité de fluorescence pour chaque retour sur investissement (figure 2B). Ces oscillations de surface Ca2+ observées ont suivi un schéma de suppression en rafale, alternant entre des périodes de faible activité et des changements de fluorescence de grande amplitude. Ce modèle d’activité s’aligne sur les résultats précédents qui ont mesuré simultanément l’EEG de surface corticale et la dynamique Ca2+ 26.
Malgré les fluctuations globales ou régionales de Ca2+ de surface entre les états de suppression et d’explosion, la région corticale spécifique à l’origine de la poussée calcique peut différer. Comme indiqué précédemment, lorsqu’un signal stimule une région corticale locale, on s’attend à ce que la zone s’active, entraînant par la suite un changement global de l’état cortical27,28.
Modifications de la dynamique du cortex Ca2+ après injection intragastrique de glucose Ensuite, pour élucider comment l’administration de glucose ou d’eau influence l’activité corticale, nous avons surveillé la dynamique du Ca2+ à l’échelle du cortex pendant et après l’injection. En conséquence, nous avons constaté des altérations de la dynamique corticale du Ca2+ après une injection intragastrique de glucose. Contrairement à l’activité spontanée illustrée dans diverses régions d’activation corticale, nous avons observé une activation immédiate dans la zone préfrontale ou le cortex moteur secondaire (M2) lors de l’injection directe de glucose dans l’intestin via le cathéter, un effet non induit par l’injection d’eau intragastrique (Figure 3A-C). De plus, nous avons observé que ces événements transitoires et proéminents de Ca2+ avaient tendance à se produire en continu pendant environ 10 secondes après l’injection intragastrique de glucose. De tels phénomènes persistants n’étaient pas apparents lors de l’administration de l’eau (Figure 3D-F).
Les événements Ca2+ dans chaque ROI ont été caractérisés en calculant le rapport du rapport de changement d’intensité de fluorescence, en utilisant le cortex auditif (référence) comme référence, au premier pic survenant dans les 4 à 8 s suivant la fin de l’administration de glucose. En conséquence, un changement significatif a été observé lors de l’injection de glucose après comparaison de la réponse dans la région M2 en utilisant le cortex auditif comme référence avant et après l’injection.
En revanche, aucun changement de ce type n’a été observé lorsque l’eau a été injectée (Figure 3G, eau N = 7 : avant l’injection, 2,38 ± 2,53 ± 1,84, p &gt; 0,05 ; glucose N = 7 : avant l’injection, 2,48 ± 0,97 ± 2,76, p &lt; 0,01, test de Wilcoxon). Ensuite, en définissant les niveaux d’activation dans chaque région corticale par le rapport entre la valeur après injection et la valeur avant injection, une différence significative n’a été observée que dans la région M2 (Figure 3H, M2 : 0,92 ± 0,89 vs. 1,30 ± 0,32, p = 0,006 ; Somato : 0,95 ± 0,076 vs 1,04 ± 0,13, p = 0,27 ; Visuel : 0,92 ± 0,3 vs 1,00 ± 0,06, p = 0,89 ; RSC : 0,97 ± 0,27 vs 1,10 ± 0,27, p = 0,60, test t).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig01.jpg"> 
Figure 1 : Vue d’ensemble de la méthode. (A) Création du cathéter : (a) Coupez le tube de silicium. b) Fixer une bille de plastique sur le tube de silicone à l’aide d’une colle médicale cyanoacrylate. (c) Coupez l’aiguille de 23 G à 1,5 cm de la pointe. (d) Fixez l’extrémité coupée de l’aiguille au tube de silicone. (B) Ensemble injecteur : (a) Coupez une aiguille d’injection de 23 G de 1 cm. (b) Connectez l’aiguille d’injection coupée à une seringue de 2,5 mL. c) Engainer la section coupée de l’aiguille d’injection à l’aide d’un tube en silicone. (d) Coupez l’aiguille de 23 G à 1,5 cm de la pointe. (e) Fixez l’extrémité coupée de l’aiguille au tube de silicone. (C) Intervention chirurgicale : (a) Épiler la zone chirurgicale. (b) Inciser la peau et la paroi abdominale sur une longueur d’environ 1,5 cm. (c) Créer une petite perforation (environ 1,5 mm de diamètre) dans l’antre pylorique à l’aide de ciseaux et insérer le cathéter (tube de silicone). Fixez le cathéter à l’antre pylorique à l’aide d’une colle médicale cyanoacrylate. (d) Coudre la paroi abdominale et la peau à l’aide d’un matériau de suture en soie 5/0 et d’une aiguille. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig02.jpg"> 
Figure 2 : Oscillations spontanées de Ca2+ à l’échelle du cortex chez G7NG817 souris avec un cathéter attaché. (A) Un exemple représentatif d’oscillations Ca2+ à l’échelle du cortex affichées à des intervalles de 0,2 s. Les changements d’intensité de fluorescence sont représentés par une superposition de pseudo-couleurs. La fenêtre de temps entourée par la ligne pointillée dans B montre le premier transitoire Ca2+ apparaissant, avec son pic défini sur le temps 0. La représentation pseudo-couleur utilise le pic de ce transitoire Ca2+ comme valeur maximale et la moyenne +1 SD comme valeur minimale. (B) Changements de série chronologique de l’intensité de fluorescence pour chaque retour d’intérêt dans l’exemple. Les couleurs des lignes correspondent à différentes zones corticales : le rouge représente M2 ; le magenta représente l’aire somatosensorielle (Somato) ; le bleu représente la zone visuelle (Visuel) ; et le vert représente la région rétro spléniale. La bande de couleur saumon indique le temps d’injection. (C) Un seul pic à l’intérieur du contour pointillé est isolé et affiché dans une vue agrandie. Abréviations : ET = écart-type ; ROI = région d’intérêt ; RSC = région rétro spléniale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65902/65902fig03.jpg"> 
Figure 3 : Réponse Ca2+ à l’échelle du cortex pendant/après l’injection de glucose ou d’eau. (A) Un exemple représentatif d’administration de glucose affiché à des intervalles de 0,2 s. Les changements d’intensité de fluorescence sont représentés par une superposition de pseudo-couleurs. La fenêtre de temps entourée par la ligne pointillée dans B montre le premier transitoire Ca2+ apparaissant après l’injection, avec son pic fixé au temps 0. La représentation pseudo-couleur est basée sur le pic du premier transitoire Ca2+ après l’injection comme valeur maximale et la moyenne +1 SD comme valeur minimale. (B) Changements de série chronologique de l’intensité de fluorescence pour chaque ROI dans l’exemple. Les couleurs des lignes correspondent à différentes zones corticales : le rouge représente M2, le magenta représente l’aire somatosensorielle (Somato), le bleu représente l’aire visuelle (Visual) et le vert représente la région rétro spléniale. (C) Un seul pic à l’intérieur du contour pointillé est isolé et affiché dans une vue agrandie. L’onde calcique cible est la vague la plus précoce qui est apparue dans les 4 à 8 secondes suivant l’injection. (D) Un exemple représentatif d’injection d’eau en tant que données de contrôle du glucose. (E) Changements de série chronologique de l’intensité de fluorescence pour chaque retour d’intérêt dans l’exemple. Les couleurs des lignes sont comme dans B. (F) Un seul pic à l’intérieur du contour pointillé est isolé et affiché dans une vue agrandie. L’onde calcique cible est la vague la plus précoce qui est apparue dans les 4 à 8 secondes suivant l’injection. (G) Comparaison de l’activité spontanée de M2 (avant) et de la réponse après injection (injectée). L’intensité moyenne de la fluorescence change en 50 s avant l’injection, et la réponse maximale dans la région M2 entre 4 s et 8 s après l’injection a été calculée, en utilisant le cortex auditif comme référence. (H) Comparaison des niveaux d’activation dans chaque région corticale lors de l’administration d’eau ou de glucose. Le rapport entre la valeur après injection et la valeur avant injection, déterminé en G, a été calculé pour chaque région. N.S. représente non significatif (p &gt; 0,05). ** &lt;0,01. Les barres d’erreur sont définies comme l’erreur type de la moyenne. Abréviations : ET = écart-type ; ROI = région d’intérêt ; RSC = région rétro spléniale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65902/65902fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Analyse en temps réel de la communication neuronale intestin-cerveau : dynamique du calcium à l’échelle du cortex en réponse à la stimulation intestinale du glucose

Communication between the gastrointestinal tract and the brain after nutrient absorption plays an essential role in food preference, metabolism, and ...

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Analyse en temps réel de la communication neuronale intestin-cerveau : dynamique du calcium à l’échelle du cortex en réponse à la stimulation intestinale du glucose

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