Name: induire une plasticité à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-09-20T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 1 s
Description: Découvrez comment induire la plasticité de l'excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal du rat en utilisant des coupes de cerveau ex vivo et l'électrophysiologie patch-clamp.

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Avec le soutien de l'INSERM, du CNRS (à DD), d'AMU (à MR), de FRM (DVS20131228768 à DD et DEQ20180839583 à DD), de NeuroSchool (programme « France 2030 » via A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) et des financements ANR (ANR-17-EURE-0029 à AW), et ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022 à DD, Plastinex, ANR-21-CE16-013 à DD). Nous remercions A Venture et K Milton pour les excellents soins prodigués aux animaux.

Toutes les expériences ont été menées conformément aux directives européennes et institutionnelles (Directive 86/609/CEE du Conseil et Conseil national de la recherche et approuvées par l’autorité sanitaire locale (Services vétérinaires, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marseille)).
1. Animaux
<ol>
	<li>Mener des expériences sur des rats Long Evans des deux sexes âgés de 19 à 25 jours (pesant entre 50 et 90 g).</li>
	<li>Hébergez les animaux dans des cages en plastique conventionnelles, avec leur mère et leur compagnon de portée. Maintenez la température constante avec un cycle lumière/obscurité de 12 h et un accès ad libitum à l’eau et à la nourriture.</li>
</ol>
2. Coupes aiguës de dLGN chez le rat
<ol>
	<li>Préparer des solutions de découpe/récupération et d’enregistrement extracellulaire.
	<ol>
		<li>Pour préparer la solution de bouturage/récupération, mélanger 92 mM de n-méthyl-D-glutamine, 30 mM de NaHCO3, 25 mM de D-glucose, 10 mM de MgCl2, 2,5 mM de KCl, 0,5 mM de CaCl2, 1,2 mM de NaH2PO4, 20 mM de Hepes, 5 mM d’ascorbate de sodium et 3 mM de pyruvate de sodium et 3 mM de pyruvate de sodium et de buller avec 95 % d’O2-5 % de CO2 (pH 7,4). Gardez la solution de coupe froide pendant la procédure de tranchage.</li>
		<li>Préparez la solution d’enregistrement (liquide céphalo-rachidien artificiel, ACSF) en mélangeant 125 mM de NaCl, 26 mM de NaHCO3, 2 mM de CaCl2, 2,5 mM de KCl, 2 mM de MgCl2, 0,8 mM de NaH2PO4 et 10 mM de D-glucose et équilibrez-la en permanence avec 95 % d’O2-5 % de CO2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparez les outils de dissection et deux plates-formes à glace (Figure 1A).</li>
	<li>Mettez de la glace dans le réservoir extérieur et remplissez la chambre de tranchage du vibratome avec une solution de coupe glacée (<classe forte="xfig">Figure 1B).</li>
	<li>Anesthésier profondément le jeune rat Long Evans (âge : P19-P25) avec de l’isoflurane (5 %). Après avoir confirmé que l’animal est profondément anesthésié (en pinçant fermement le pied sans réponse), euthanasiez l’animal par décapitation avec des ciseaux ou une guillotine (selon l’âge/la taille de l’animal) au niveau de la moelle. Placez la tête sur la première plate-forme glacée et arrosez le tissu isolé toutes les 10 s avec la solution de tranchage glacée oxygénée. 
	REMARQUE : Les procédures d’anesthésie et d’euthanasie doivent être effectuées dans une pièce séparée de l’animalerie.</li>
	<li>Coupez le cuir chevelu dans le sens caudal et, à l’aide de petits ciseaux, coupez le crâne bilatéralement. À l’aide d’une pince émoussée, ouvrez le crâne et extrayez rapidement le cerveau du crâne à l’aide d’une spatule et placez-le sur la deuxième plate-forme de glace. 
	REMARQUE : Le temps ne doit pas dépasser 2 min entre la décapitation et l’extraction du cerveau.</li>
	<li>Faites 2 incisions dans le plan frontal du cerveau sur l’ensemble du cerveau ; la première pour enlever la partie antérieure du cortex et les bulbes olfactifs (voir Figure 1C) et la seconde au niveau du colliculus inférieur pour enlever la partie postérieure du cortex et le cervelet.</li>
	<li>Collez le bloc cérébral sur la plaque du vibratome avec le côté rostral vers le haut (voir Figure 1D,E). Arrosez régulièrement le cerveau (toutes les 10 s) pendant toute la procédure jusqu’à ce qu’il soit immergé dans la chambre de tranchage du vibratome.</li>
	<li>Faites des tranches de 350 μm de mince contenant le dLGN avec le vibratome (Figure 1G). Retirez le cortex et l’hippocampe du mésencéphale à l’aide d’un crayon en tirant doucement sur ces structures.</li>
	<li>Aspirez les tranches à l’aide d’une pipette Pasteur cassée reliée à une ventouse en caoutchouc souple (Figure 1H).</li>
	<li>Laissez les tranches récupérer pendant 20 à 30 minutes dans la solution de récupération (Figure 1I).</li>
</ol>
3. Électrophysiologie par patch-clamp à cellules entières
REMARQUE : Pour les enregistrements de patch-clamp de cellules entières à partir de neurones relais dLGN, utilisez un amplificateur patch-clamp spécifique.
<ol>
	<li>Allumez les pompes de la plate-forme pour faire circuler la solution saline d’enregistrement extracellulaire (voir composition à l’étape 2.1) dans la chambre d’enregistrement.</li>
	<li>Préparez la solution intracellulaire en mélangeant 120 mM de K-gluconate, 20 mM de KCl, 10 mM d’Hepes, 0,5 mM d’EGTA, 2 mM de MgCl2, 2 mM de Na2ATP et 0,3 mM de NaGTP (pH de 7,4). 
	REMARQUE : La solution intracellulaire peut être préparée à l’avance et conservée congelée à -80°C. Lorsqu’elle n’est pas congelée, la solution est maintenue à 4 °C.</li>
	<li>Ajoutez l’inhibiteur du canal GABAA, la picrotoxine (concentration finale de 100 μM), et l’antagoniste des récepteurs ionotropiques du glutamate, le kynurénate (2 mM, concentration finale), à la solution saline extracellulaire.</li>
	<li>Transférez la tranche dans une chambre immergée montée sur un microscope vertical. La chambre est contrôlée à 30 °C et perfusée en permanence avec un aCSF équilibré.</li>
	<li>Placez le fil de platine en forme de U sur la tranche et positionnez la tranche de manière à visualiser le dLGN (Figure 2A).</li>
	<li>Préparez des pipettes patch à partir de tubes en verre borosilicate tirés à l’aide d’un extracteur. Assurez-vous que les pipettes patch ont une résistance de 5 à 10 MΩ lorsqu’elles sont remplies de solution intracellulaire.</li>
	<li>Visualisez le dLGN à fort grossissement (40x ou 60x) et sélectionnez un neurone pour l’enregistrement par patch-clamp à l’aide de la vidéo-microscopie infrarouge à contraste interférentiel différentiel (Figure 2B). Sélectionnez les neurones en fonction de leur apparence saine (c’est-à-dire légèrement gonflés avec des contours de membrane pointus).</li>
	<li>Positionnez la pipette patch sur le neurone sélectionné avec une pression positive constante à l’aide du micromanipulateur.
	<ol>
		<li>Réglez l’amplificateur sur le mode VC et injectez un pas de tension de 5 mV. Réglez la tension sur -65 mV. Ensuite, relâchez la pression positive pour obtenir un joint de haute résistance (correspondant à la réduction du courant en réponse aux pas de tension). Aspirez légèrement à travers la pipette pour obtenir des transitoires clairs.</li>
		<li>Réglez l’amplificateur en mode CC, équilibrez le pont pour compenser la résistance d’accès et maintenez le neurone à -65 mV.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Acquisition de données
<ol>
	<li>Acquérez des signaux à 20 KHz pour mieux détecter les potentiels d’action rapide. Réglez le filtre passe-bas sur 10 kHz pour les signaux de tension et de courant.</li>
	<li>Surveiller l’excitabilité neuronale pendant une période de contrôle d’environ 10 minutes en injectant une impulsion positive de courant (généralement ~80-250 pA pendant 500 ms) suffisante pour susciter 3-5 potentiels d’action dans des conditions de contrôle à une fréquence de 0,1 Hz.</li>
	<li>Surveillez la résistance d’entrée du neurone tout au long de l’expérience avec une brève impulsion négative de courant (généralement -20 pA pendant 100 ms). Maintenez l’amplitude de l’impulsion de courant constante avant et après l’induction de LTP-IE.</li>
</ol>
5. Induction de LTP-IE
<ol>
	<li>Après la période de contrôle, induire LTP-IE en provoquant des trains de 15 pointes évoquées par 15 petits pas (2-5 ms) de courant dépolarisant délivré à 40 Hz pendant 10 min.</li>
	<li>Choisissez l’amplitude de l’impulsion de courant pour générer un seul potentiel d’action à chaque fois (c’est-à-dire 15 potentiels d’action par train). 
	REMARQUE : Chaque train de 15 pointes est déclenché à une fréquence de 0,1 Hz (c.-à-d. 60 trains et 900 pointes).</li>
</ol>
6. Analyse des données
REMARQUE : La procédure d’analyse est la même avant (conditions de contrôle) et après l’induction LTP-IE.
<ol>
	<li>Pour chaque trace enregistrée, calculez la résistance d’entrée (Rin) de la réponse en tension à la petite impulsion de courant négative injectée avant l’étape de test du courant (Rin =pas V/pas I). S’il y a une montée ou une descente de la résistance d’entrée (plus de 10 %) pendant la période de contrôle, jeter l’expérience.</li>
	<li>Sélectionner les traces enregistrées en fonction du potentiel membranaire avant toute injection de courant. Ne conservez que les traces avec un potentiel de membrane au repos de -67 à -63 mV.</li>
	<li>Quantifier la LTP-IE sur une période de 10 min, 20 min après le début de la période post-induction en mesurant le nombre de PA évoqués par chaque impulsion de courant et en faisant la moyenne de chaque minute en utilisant une routine maison dans un logiciel d’analyse de données (voir le fichier supplémentaire 1 pour la routine Igor Pro). Détection des pics lorsque le signal de tension dépasse 0 mV. 
	REMARQUE : Le LTP-IE est exprimé comme le nombre de potentiels d’action induits par l’injection d’impulsions de courant après le protocole d’induction par rapport à avant ( %). L’analyse a été faite sur -10-0 min pour la ligne de base et +20/+30 min pour le test.</li>
</ol>

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<li>Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+plasticity+rules+with+physiological+calcium+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).</li>
<li>Blitz, D. M., Regehr, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Timing+and+specificity+of+feed-forward+inhibition+within+the+LGN%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN.</a> Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).</li>
<li>Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+excitatory+actions+of+orexins+upon+thalamo-cortical+neurons+in+dorsal+lateral+geniculate+nucleus+-+implications+for+vision+modulation+by+arousal%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal.</a> Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Nous rapportons ici l’induction de LTP-IE dans les neurones dLGN maintenus en vie dans des coupes cérébrales aiguës par stimulation du neurone enregistré pour évoquer des potentiels d’action à une fréquence de 40 Hz pendant 10 min. Ce protocole est simple à mettre en œuvre dans n’importe quel laboratoire de neurophysiologie car il nécessite un nombre minimal d’équipements (trancheuse, microscope, 1 amplificateur, 1 carte d’acquisition et ordinateur). Cependant, quelques étapes critiques doivent être respectées afin de collecter des données précieuses. La première étape critique du protocole est la qualité du tissu cérébral. Une tranche thalamique saine contient de nombreux neurones de la surface au milieu de la tranche (~150 μm). Les neurones sains semblent légèrement gonflés tandis que les neurones mourants sont généralement ratatinés. La deuxième étape critique est la stabilité de l’enregistrement pendant la ligne de base. Le nombre de potentiels d’action doit être stable sans aucun point de montée ou de descente. De plus, la résistance d’entrée testée avec une brève impulsion de courant hyperpolarisant ne doit pas afficher de changement supérieur à 10 %. Enfin, le courant de maintien doit être stable à +/- 10 pA. Un tel protocole d’induction a été utilisé pour la première fois pour induire LTP-IE dans les neurones corticaux visuels19,20. Nous montrons ici que ce protocole peut également induire une potentialisation intrinsèque dans les neurones-relais thalamiques du système visuel26. L’induction de pointes avec injection de courant continu est censée imiter la stimulation d’entrée rétinienne qui pilote normalement les neurones dLGN, car la stimulation d’une seule fibre rétinienne évoque généralement un potentiel postsynaptique excitateur (EPSP) capable de déclencher un potentiel d’action dans le neurone dLGN27,28. Les mécanismes d’expression de LTP-IE dans les neurones dLGN ont été étudiés dans la publication originale26 et ont révélé que les canaux Kv1 sont régulés à la baisse après l’induction de LTP-IE. Ainsi, la régulation négative des canaux Kv1 est responsable à la fois de LTP-IE dans les interneurones corticaux16 et les neurones dLGN26 et de la plasticité homéostatique dans la région CA329,30. Cependant, la voie de signalisation diffère car la protéine kinase A (PKA) est impliquée dans les neurones dLGN, tandis qu’un rôle majeur pour mTOR a été suggéré dans les interneurones à stimulation rapide.
Le présent protocole fournit des résultats reproductibles dans les conditions expérimentales utilisées ici : 3 mM Ca2+, 2 mM Mg2+, picrotoxine et kynurenate, stimulation 10 min à 40 Hz chez des rats âgés de 19 à 25 jours26. En effet, en moyenne, ce protocole permet une augmentation de 2 fois l’excitabilité. L’ampleur de l’excitabilité accrue diminue avec la durée de la stimulation, la fréquence de la stimulation ou l’âge de l’animal26 ans. Avant l’ouverture des yeux, aucun LTP-IE ne peut être observé. La fréquence utilisée pour induire une plasticité durable de l’excitabilité neuronale intrinsèque correspond à la bande gamma des oscillations cérébrales connue pour être la fréquence de liaison pour la perception sensorielle31 et pour promouvoir la plasticité dans le système visuel32.
Cependant, si une concentration de calcium plus faible a été utilisée (c’est-à-dire 1,5 mM Ca2+), le protocole doit probablement être révisé comme il a été démontré précédemment pour la plasticité synaptique33. Dans ce cas, la fréquence de stimulation devra probablement être élevée à 60-80 Hz. L’incidence des antagonistes des récepteurs GABA (picrotoxine de la gabazine) utilisés dans le protocole actuel sur l’induction de LTP-IE est considérée comme limitée car les pics sont évoqués par injection de courant continu. Néanmoins, dans la situation in vivo où les potentiels d’action sont évoqués dans les neurones dLGN par stimulation rétinienne, l’entrée GABAergique recrutée34 élèverait probablement le seuil de pointe. Ainsi, des entrées rétiniennes plus fortes seraient probablement nécessaires pour déclencher LTP-IE dans les neurones dLGN. Cependant, les systèmes neuromodulateurs actifs pendant l’excitation, tels que l’orexine, peuvent réduire le seuil35.
L’induction d’une plasticité intrinsèque de longue durée dans les neurones relais dLGN peut être obtenue soit par la privation visuelle, la stimulation des entrées rétiniennes pour évoquer des potentiels d’action, soit directement en suscitant des potentiels d’action par injection de courant dans les neurones enregistrés26. Ce dernier protocole est de loin la méthode la plus simple car il est rapide à mettre en œuvre et il fournit des résultats équivalents à la procédure de simulation synaptique26.
Il a été démontré que ce protocole induit LTP-IE dans les neurones pyramidaux corticaux visuels19 et dans les neurones relais thalamiques26. Il pourrait probablement aussi être utilisé pour induire une plasticité durable de l’excitabilité neuronale dans d’autres noyaux visuels sous-corticaux, y compris le LGN ventral (vLGN) ou le colliculus supérieur (SC).

L’objectif global de cet article de méthode est de fournir un moyen simple d’induire une plasticité durable de l’excitabilité neuronale dans les neurones thalamiques visuels du rat in vitro, en utilisant le mode de pince de courant standard de la technique de patch clamp1,2. La raison d’être du développement de cette technique est sa simplicité et sa reproductibilité. L’avantage par rapport aux techniques alternatives, telles que la stimulation des entrées synaptiques appariées ou non avec des potentiels d’action postsynaptiques délivrés avec un timing donné, est sa fiabilité.
La plasticité du système visuel est traditionnellement considérée comme étant exclusivement exprimée au niveau cortical, tandis que le noyau géniculé latéral dorsal (dLGN), une structure réceptrice primaire des entrées rétiniennes au niveau thalamique, est traditionnellement considéré comme n’étant qu’un relais d’informations visuelles3. Cependant, cette conclusion initiale a été contestée par des travaux récents indiquant que cette vision simpliste ne tient pas plus longtemps 4,5,6. Par exemple, des déficits fonctionnels de la réponse visuelle sont déjà observés chez les patients amblyopes au stade de la classe LGN7. De plus, une grande proportion de neurones relais dLGN dans un territoire monoculaire donné reçoivent des entrées de chaque œil, indiquant une binocularité potentielle pour une grande proportion de neurones dLGN8,9,10. De plus, la privation monoculaire produit un changement significatif de la dominance oculaire dans les neurones dLGN5,11,12.
Parmi les mécanismes de plasticité fonctionnelle qui peuvent se produire lors du déplacement de la dominance oculaire, la plasticité de l’excitabilité neuronale intrinsèque est un candidat potentiel. En effet, de nombreuses régions cérébrales incluant les aires visuelles expriment une plasticité intrinsèque suite à diverses tâches comportementales 13,14. Une plasticité intrinsèque à long terme a été signalée dans les neurones centraux suite à la stimulation des entrées de glutamate afférent15,16,17,18, pic d’activité19,20, stimulation sensorielle21 ou suite à une activité ou à une privation sensorielle20,22,23. Ici, nous décrivons un protocole permettant l’induction d’une potentialisation à long terme de l’excitabilité intrinsèque (LTP-IE) dans les neurones relais dLGN suite à une activité de pointe à une fréquence de 40 Hz. La fréquence de décharge de 40 Hz correspond à une fréquence observée dans la plupart des neurones dLGN in vivo lors de la stimulation visuelle 24,25.

<table><tbody><tr><td>Microtome automatisé à lame vibrante</td><td>Leica</td><td>VT-1200S</td><td>vibratome/slicer</td></tr><tr><td>Tube en verre borosilicaté</td><td>Phymep</td><td>B-15086-10</td><td></td></tr><tr><td>Contrôleur Typ V</td><td>Luigs& </td><td>Régulateur de température</td>Neumann <td>Typ V</td></tr><tr><td>Logiciel Igor</td><td>Logiciel d’analyse de mesures</td><td></td><td>d’ondes</td></tr><tr><td>Vidéo microscopie infrarouge</td><td>Olympus</td><td>XM-10 Caméra</td><td></td></tr><tr><td>Kynurenate</td><td>Merk/Sigma</td><td>K3375</td><td>Bloqueur de récepteurs AMPA/NMDA</td></tr><tr><td>Système d’acquisition de données à faible bruit</td><td>Axon - Dispositifs moléculaires</td> Interface analogique/numérique <td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateurs</td><td>Luigs& Neumann</td><td>LN Mini25</td><td></td></tr><tr><td>Multiclamp 200B</td><td>Axon - Dispositifs moléculaires</td><td>N/A</td><td>Amplificateur patch-clamp</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B</td><td>Axon - Dispositifs moléculaires</td><td>N/A</td><td>Amplificateur patch-clamp Extracteur</td></tr><tr><td>PC-100</td><td>Narishige</td><td>PC-100</td><td>Extracteur de micropipettes</td></tr><tr><td>PClamp10</td><td>Axon - Dispositifs moléculaires</td><td>N/A</td><td>Logiciel</td></tr> <tr>d’enregistrement patch-clamp<td>Picrotoxine</td><td>AbCam</td><td>ab120315</td><td>Bloqueur des récepteurs GABAA</td></tr><tr><td>Tranche mini chambre&nbsp ;</td><td>Luigs& Neumann</td><td>LN Chambre Slice mini I-II</td><td>Chambre submergée</td></tr><tr><td>Microscope vertical</td><td>Olympus</td><td>BX51 WI</td><td></td></tr></tbody></table>

induire une plasticité à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal

Inducing Long-Term Plasticity of Intrinsic Neuronal Excitability in Neurons of the Dorsal Lateral Geniculate Nucleus

Le noyau géniculé latéral dorsal (dLGN) a longtemps été considéré comme un relais de base pour les informations visuelles voyageant de la rétine aux zones corticales, mais des découvertes récentes suggèrent une plasticité fonctionnelle largement sous-estimée des cellules principales dLGN. Cependant, les mécanismes cellulaires à l’origine de ces changements n’ont pas été pleinement explorés. Ici, nous rapportons un protocole pour induire une potentialisation à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque (LTP-IE) dans les cellules relais dLGN dorsales à partir de coupes cérébrales aiguës de jeunes rats. La plasticité intrinsèque est généralement induite en parallèle de la plasticité synaptique. Cependant, dans les neurones dLGN, LTP-IE est induit de manière fiable par une activité de pointe à une fréquence de 40 Hz pendant 10 min. LTP-IE dans les neurones relais dLGN est de longue durée car il peut être suivi jusqu’à 40 minutes après le protocole d’induction. En conclusion, les résultats de cette étude fournissent la première preuve de l’induction de la plasticité intrinsèque dans les cellules relais dLGN, soulignant ainsi le rôle des neurones thalamiques dans la plasticité visuelle dépendante de l’activité.

Des neurones du dLGN ont été enregistrés en configuration tout-cellule, et la PPL-IE a été induite par un tirage de potentiels d'action à 40 Hz pendant 10 min en présence d'antagonistes des récepteurs ionotropiques du glutamate et du GABA (Figure 3A). Une augmentation triple du nombre de potentiels d'action a été observée 20 à 30 min après l'induction (Figure 3B), sans changement de la résistance d'entrée, Rin (Figure 3C). Ce protocole induisait de manière fiable la PPL-IE dans les neurones du dLGN (Figure 3D)26. Ces résultats démontrent comment le protocole décrit ici s'avère efficace pour induire une plasticité durable de l'excitabilité neuronale dans les neurones du dLGN in vitro.
<img alt="Préparation et sectionnement des tissus pour la microscopie ; configuration du microtome et sectionnage en cours ; étapes de l'expérience." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65950/65950fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 1"> 
Figure 1 : Méthode pour obtenir des tranches de cerveau contenant le dLGN. (A) Outils nécessaires pour extraire le cerveau. (B) Microtome. (C) Sectionnement du cerveau selon des plans frontaux. (D) Application de la colle sur la plaque. (E) Positionnement du cerveau sur la plaque. (F) Cerveau collé sur la plaque. (G) Sectionnage. (H) Prélèvement de la tranche. (J) Tranches dans la solution de récupération. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65950/65950fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Image microscopique du dLGN et du vLGN de souris, détails cellulaires. Échelles : 150 µm, 10 µm." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65950/65950fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2 : Vue de la tranche contenant le dLGN et visualisation des neurones au microscope. (A) Vue globale avec l'objectif 4x de la tranche contenant le dLGN et le vLGN, immobilisée dans la chambre d'enregistrement par un fil de nylon. (B) Vue avec l'objectif 40x des neurones du dLGN dans la région contralatérale du dLGN, symbolisée par le rectangle en pointillés dans le panneau A. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65950/65950fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Résultats d&#x27;électrophysiologie dans le LGNd montrant des modifications des potentiels d&#x27;action ; graphique et analyse des données de la réponse neuronale." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65950/65950fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 3"> 
Figure 3: Induction de la PPL-IE dans un neurone du LGNd. (AConfiguration de l'enregistrement et stimulus d'induction. Le stimulus utilisé pour l'induction de la PPL-IE consistait en 15 impulsions d'environ 1 nA afin d'évoquer un potentiel d'action par chaque impulsion de courant dépolarisant.B) Courbe temporelle de la LTP-IE. Haut : tracés représentatifs avant (noir) et après (rouge) l'induction de la LTP-IE. Bas : courbe temporelle du nombre normalisé de potentiels d'action par impulsion dépolarisante en fonction du temps. Remarquez l'augmentation du nombre de sursauts qui ne montre aucune décroissance au fil du temps. &gt;40 min. (C) Stabilité de la résistance d'entrée. Déflexion du potentiel induite par un courant négatif avant (noir) et après (rouge) l'induction de la LTP-IE. La résistance d'entrée est mesurée à une latence fixe (symbolisée par *). (D) À gauche, données groupées provenant de 8 neurones du dLGN montrant la reproductibilité de la LTP-IE. À droite, données groupées provenant de 8 neurones du dLGN montrant l'absence de Rdans changement. Le panneau B est réutilisé avec la permission de Duménieu et al.26. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65950/65950fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour visualiser une version agrandie de cette figure.</a>
Fichier supplémentaire 1 : Analyse Igor LTP-IE. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65950/Supplementary%20File%201-Igor%20LTP-IE%20analysis.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Ici, nous décrivons un protocole pour induire la plasticité à long terme de l’excitabilité intrinsèque neuronale dans les neurones relais du noyau géniculé latéral dorsal maintenu dans des tranches de cerveau ex vivo.

The dorsal lateral geniculate nucleus (dLGN) has long been held to act as a basic relay for visual information traveling from the retina to cortical ...

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