Name: Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-22T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Découvrez la purification du biogaz par un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels. Cette méthode permet de retirer le dioxyde de carbone et le sulfure d'hydrogène tout en produisant du biométhane de haute valeur.

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Nous remercions la DGAPA du projet UNAM numéro IT100423 pour le financement partiel. Nous remercions également PROAN et GSI de nous avoir permis de partager nos expériences techniques sur leurs installations complètes de valorisation du biogaz photosynthétique. Le soutien technique de Pedro Pastor Hernández Guerrero, Carlos Martin Sigala, Juan Francisco Díaz Márquez, Margarita Elizabeth Cisneros Ortiz, Roberto Sotero Briones Méndez et Daniel de los Cobos Vasconcelos est très apprécié. Une partie de cette recherche a été réalisée au laboratoire d’ingénierie environnementale de l’IIUNAM avec un certificat ISO 9001 :2015.

1. Configuration du système
REMARQUE : Un schéma de tuyauterie et d’instrumentation (P&ID) du système décrit dans ce protocole est illustré à la figure 2.
<ol><li>Installation du réacteur<ol><li>Préparez le sol en le nivelant et en le compactant pour améliorer la stabilité du réacteur.</li>
		<li>Sur un champ ouvert, creusez deux trous allongés et à 3 m de l’extrémité, creusez un trou de 3 m2 et 1 m de profondeur (connu sous le nom de puits d’aération).</li>
		<li>Placez deux PARH (figure 3) dans l’espace sur des supports métalliques recouverts d’une géomembrane. Chaque réacteur doit avoir une capacité d’exploitation de 22,2 m3.</li>
		<li>Placer une pompe à air par réacteur de 1728,42 watts (2,35 ch) près du point des HRAP où les puits d’aération ont été creusés.</li>
		<li>Fixez une roue à aubes (mue par un moteur électrique de 1103,24 watts [1,5 ch]) à travers le réacteur pour favoriser le contact entre la biomasse et les fluides.</li>
	</ol></li>
	<li>Mise en place d’un système de traitement des gaz (Figure 4)<ol><li>Construisez la colonne de désorption à l’aide d’un tube en polychlorure de vinyle (PVC) de 6 po, où le courant d’entrée entre à 2 m par le haut couvert et le courant de sortie s’écoule par le bas (Figure 2).</li>
		<li>Mettre en place le réservoir d’absorption (Vt : 2,55 m3), où le courant d’entrée gazeux (biogaz non traité) est bouillonné par le bas à travers 11 tubes diffuseurs et provient du digesteur anaérobie à travers une canalisation en PVC de 4 » passant par une soufflante de biogaz, un rotamètre de 1 » et un orifice d’échantillonnage, tandis que le liquide provient de la recirculation du média après la colonne de désorption au fond du réservoir. La sortie de liquide est située sur le côté du réservoir. Il transporte le milieu enrichi en CO2 vers la colonne de contrôle de niveau, et le gaz sort de la sortie située en haut du réservoir, qui est relié à une canalisation en PVC de 1 pouce pour conduire le biométhane obtenu vers un brûleur pour sa combustion continue (figure 2).</li>
		<li>Connectez le réservoir d’absorption à la colonne de désorption à l’aide d’un tube en PVC de 4 po, en passant par un orifice d’échantillonnage entre les deux opérations (Figure 2).</li>
		<li>Construisez la colonne de contrôle de niveau avec un tube en PVC de 6 po à l’endroit où l’entrée est située en bas. Il dispose de deux sorties (contrôlées par des vannes papillon), en fonction des besoins du système ; le premier est situé à une hauteur de 2,5 m et le second à 3 m du sol (figure 2).</li>
		<li>Connectez les photobioréacteurs HRAP à travers une canalisation en PVC de 2 pouces à la colonne de désorption de 6 pouces, en passant par une pompe centrifuge à recirculation (1103,24 watts [1,5 ch]) et un rotamètre de 1 » (Figure 2).</li>
		<li>Connectez la colonne de contrôle de niveau à travers un tube en PVC de 4 » à un tube en PVC de l’annexe 40, en passant par un orifice d’échantillonnage. Ensuite, connectez-le à une portion de tube en PVC flexible, suivi d’un autre tube en PVC de l’annexe 40, et enfin, d’un tube en PVC de 4 pouces, qui s’ouvre sur les photobioréacteurs HRAP (Figure 2).</li>
		<li>Mettez en place la dérivation de la colonne de désorption avec une canalisation en PVC de 2 po et connectez-la au tube principal avant l’orifice d’échantillonnage (Figure 2).</li>
	</ol></li>
</ol>2. Test fonctionnel du système
<ol><li>Pompe centrifuge à recirculation (1103,24 watts [1,5 ch])<ol><li>Pour déterminer le débit maximal de la pompe, amorcez l’intérieur pendant au moins 10 min pour éviter l’aspiration d’air et démarrez-la à 230 V et 1 phase.</li>
		<li>Testez le débit de recirculation en le laissant s’écouler à travers le rotamètre de 1 po.</li>
	</ol></li>
	<li>Système de bulles de biogaz<ol><li>Pour déterminer la force nécessaire pour faire bouillonner au moins une colonne d’air équivalente à 200 mbar, testez au moins 3 soufflantes de puissances différentes (485,52 watts [0,66 ch], 1838,74 watts [2,5 ch] et 3309,74 watts [4,5 ch]) en faisant bouillonner de l’air dans le réservoir d’absorption.</li>
		<li>Vérifiez visuellement la taille et la distribution atteintes par les bulles d’air à l’intérieur du réservoir. Dans les conditions de fonctionnement décrites ici, le diamètre moyen prévu des bulles est de 3 mm.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Inoculation et croissance dans des conditions intérieures
<ol><li>Transférer une souche pure d’Arthrospira maxima à partir de plaques de gélose à 15 mL de milieu minéral aqueux17 (NaHCO3 [10 g/L], Na3PO4 ·12H2O [0,033 g/L], NaNO3 [0,185 g/L], MgSO4 ·7H2O [0,014 g/L], FeSO4 ·7H2O [0,0008 g/L], NaCl [0,4 g/L]).</li>
	<li>Augmenter la culture à des flacons de 500 ml avec un milieu aqueux Jourdan inoffensif, en utilisant 100 % du volume du flacon, et laisser croître dans des photopériodes de 12 h de lumière / 12 h d’obscurité à l’aide de lampes à diodes électroluminescentes (LED) avec dispositif de montage en surface (SMD) 2835 fournissant une lumière froide à 2000 lm et sous mélange continu par bulles d’air (0,3 L / min ou 0,6 vvm). (étape d’environ 1 mois).</li>
	<li>Poursuivez le processus de mise à l’échelle en ajoutant 20 % du volume précédent au nouveau volume jusqu’à ce que 50 L soient atteints.</li>
	<li>Adapter la culture à la lumière naturelle, aux conditions de fonctionnement et aux milieux de culture Jourdan en serre dans des sacs transparents de 50 L (étape d’environ 2 mois).</li>
	<li>Poursuivre la mise à l’échelle dans ces conditions jusqu’à 5 m3 photobioréacteurs HRAP (étape d’environ 2 mois).</li>
</ol>4. Mise en service du système dans des conditions extérieures
<ol><li>Ajouter le volume total de ces photobioréacteurs HRAP de 5 m3 aux photobioréacteurs HRAP de 13 m3 situés à l’extérieur et remplir le reste du volume avec un milieu de culture Jourdan. Commencez à mélanger à l’aide d’une roue à aubes à une vitesse de 30 cm/s, en cultivant en mode batch pendant 15 jours ou jusqu’à ce qu’elle atteigne 0,7 g/L (étape d’environ 1 mois).</li>
	<li>Une fois que la croissance atteint 0,7 g/L, transférez le volume sur le HRAP de 22,2 m3 en fonctionnement, remplissez le reste avec du média Jourdan et réglez la roue à aubes à une vitesse de 30 cm/s. Laisser croître la biomasse jusqu’à ce qu’elle atteigne 0,7 g/L et un pH de 10 ; Une fois ces conditions remplies, commencez l’échantillonnage et la récolte, si nécessaire.</li>
	<li>Démarrer la recirculation du liquide du photobioréacteur HRAP vers le réservoir d’absorption à débit variable pour augmenter la productivité de la biomasse. Commencer à faire bouillonner le biogaz à un débit moyen de 3,5 m3/h après 2 h pour fournir du carbone inorganique à la culture. Faites attention au pH car il doit rester au-dessus de 9. REMARQUE : Avant de faire recirculer le fluide dans le réservoir d’absorption, amorcez la pompe centrifuge décrite ci-dessus.</li>
	<li>Ajout d’éléments nutritifs : Surveiller les conditions d’éléments nutritifs chaque semaine jusqu’à la récolte et le bilan global de l’azote en supposant l’état d’équilibre calculé comme indiqué ci-dessous : MNaNO3 = (Mbiomasse x 0,10)/0,12 [g] Où: MNaNO3 = Masse de nitrate de sodium [g] MBiomasse = Biomasse récoltée [g] 1.10 : Rendement massique de l’azote/biomasse16 [g/g] 1.12 : Fraction massique de l’azote dans le nitrate de sodium [g/g]</li>
	<li>Avec les résultats du bilan azoté, reformuler le milieu de Jourdan pour ajouter la quantité proportionnelle de Na3PO4·12H2O, MgSO4·7H2O et FeSO4·7H2O. N’ajoutez plus de bicarbonate de sodium ou de chlorure de sodium. REMARQUE : Dissoudre les nutriments dans de l’eau propre avant de les ajouter aux réacteurs.</li>
	<li>Surveillez l’évaporation de l’eau et ajoutez-en chaque semaine si nécessaire.</li>
</ol>5. Échantillonnage et analyse
<ol><li>Biogaz<ol><li>Échantillonner le biogaz à partir de la sortie d’échantillonnage avant le réservoir d’absorption et de l’orifice d’échantillonnage après le réservoir en raccordant un sac de polyfluorure de vinyle de 10 L à la sortie avec un tube flexible de diamètre approprié ; Placez chacun d’eux dans des sacs de fluorure de polyvinyle séparés.</li>
		<li>Calibrez l’analyseur de gaz portable en réglant le transducteur de pression à zéro et en attendant la stabilisation. Pour ce faire, appuyez sur Démarrer, puis sur Suivant, et connectez un tube transparent et un tube jaune comme indiqué par l’analyseur. Appuyez sur Suivant et enfin, Lectures de gaz.</li>
		<li>Connectez chaque échantillon contenu dans les sacs de polyfluorure de vinyle à l’analyseur, appuyez sur Suivant et mesurez les concentrations de CH4, CO2, O2 et H2S en % vol des deux points du système.</li>
		<li>Déterminer le rapport volumétrique liquide/biogaz de recirculation (L/G) en divisant le débit de recirculation du liquide par le débit de production de biogaz. Calculez le débit de gaz correspondant (m3/h) qui présente l’efficacité la plus élevée d’élimination du CO2 et H2S.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure en ligne de l’état du système (pH, oxygène dissous, température)<ol><li>Calibrez tous les capteurs selon les spécifications du fabricant.</li>
		<li>Placez une sonde de pH, une sonde d’oxygène dissous (OD) et une sonde de température dans le liquide de chaque HRAP. REMARQUE : Pour la marque et les spécifications de chacun des capteurs, consultez le fichier Table des matériaux.</li>
		<li>Connectez les capteurs de pH et d’oxygène dissous à un dispositif d’acquisition de données composé d’un processeur quad-core 64 bits de 1,4 GHz connecté à un écran portable qui stocke un programme Python prédéfini écrit dans l’environnement de développement et d’apprentissage intégré (IDLE) 2.7.<ol><li>Ouvrez le programme à travers l’écran et indiquez les intervalles de temps pour stocker chaque point de données (dans ce cas, toutes les 2 minutes).</li>
			<li>Créez une feuille de calcul dans laquelle le programme stockera automatiquement les données qu’il collecte.</li>
			<li>Cliquez sur le bouton qui indique ON, indiquant qu’il est prêt à commencer à stocker des données.</li>
			<li>Pour arrêter l’acquisition de données, cliquez sur le bouton qui indique OFF.</li>
			<li>Pour télécharger les informations, insérez un bus série universel (USB) et importez la feuille de calcul.</li>
		</ol></li>
		<li>Connectez le capteur de température à un enregistreur thermique pour stocker les données enregistrées pendant les expériences.</li>
	</ol></li>
	<li>Tests exploratoires courts<ol><li>Déterminer le L/G le plus efficace<ol><li>Réglez le débit de biogaz entrant pour sélectionner la valeur L/G à tester (0,5, 1, 1,5, 1,6, 2, 2,5, 3,3, 3,4).</li>
			<li>Mesurez le pH et les concentrations d’entrée et de sortie de chaque gaz (CH4, CO2, H2S, O2, N2) au départ et toutes les 15 min pendant une heure (60 min), à l’aide des instruments décrits précédemment.</li>
			<li>Déterminez le L/G le plus efficace en comparant les valeurs de sortie et choisissez celui qui vous convient le mieux en fonction des besoins de l’expérience.</li>
		</ol></li>
		<li>Relation entre le L/G, le pH et le CO2<ol><li>Choisissez au moins deux L/G à comparer.</li>
			<li>Pour chaque L/G, mesurez le pH et les concentrations d’entrée et de sortie de CO2 et de H2S, O2 et N2 comme témoin au début, toutes les 15 min pendant 60 min, puis toutes les heures pendant un total de 5 h, à l’aide des instruments décrits précédemment.</li>
			<li>Calculez les pourcentages d’élimination du CO2 à l’aide de l’équation : %Élimination du CO2 = ((CO2entrant - CO2sortant)/(CO2in)) x 100</li>
			<li>Tracez graphiquement les résultats et comparez le comportement du pH et du CO2 pour chacun des L/G testés.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Courbe d’étalonnage pour corréler le poids de la biomasse par litre de culture en fonction de l’absorbance à 750 nm18<ol><li>Échantillonnez la culture d’algues pour essayer d’obtenir une absorbance de 1,0. Si l’absorbance de la culture est inférieure à 1,0, extraire l’eau par filtration (filtre de 0,45 μm) d’un échantillon de culture. Si l’absorbance est supérieure à 1, elle peut être diminuée en ajoutant un milieu de culture frais.</li>
		<li>Préparez cinq suspensions cellulaires d’algues à l’aide de l’échantillon et ajoutez un milieu de culture frais, en pourcentage volume/volume (V/V) : 100 %, 80 %, 60 %, 40 % et 20 %.</li>
		<li>Mesurer et enregistrer l’absorbance à 750 nm des cinq solutions à l’aide d’un spectrophotomètre à l’aide de cuvettes en plastique, où le milieu de culture frais est le blanc.</li>
		<li>Déterminer le poids de la biomasse par litre de culture de chaque suspension en filtrant 10 mL à travers un filtre de 0,45 μm préalablement pesé et en séchant l’échantillon dans un dessiccateur de silice pendant 24 h, puis 48 h pour assurer un poids constant. Répétez cette étape pour chacune des cinq solutions. REMARQUE : Une température plus élevée (supérieure à 60 °C) n’est pas recommandée pour le séchage en raison de la perte de certains composés clés qui pourraient se volatiliser et modifier le poids de l’échantillon.</li>
		<li>Une fois le poids confirmé, calculez la concentration de biomasse dans le réacteur avec l’équation : Concentration de biomasse = (Poids de la biomasse - poids du filtre) x 1000/Volume filtré [g/L]</li>
		<li>Effectuer une régression linéaire des données de poids de la biomasse en grammes par litre de culture en fonction de l’absorbance mesurée à 750 nm à l’aide d’un tableur ou de tout autre logiciel. Le coefficient de régression linéaire doit être supérieur à 0,95 ; sinon, la courbe n’est pas utile et le protocole doit être répété. NOTA : Il s’agit d’un poids de biomasse et non d’un poids sec comme la plupart des méthodes, car la méthode de séchage utilisée ne permet pas d’éliminer complètement l’eau de l’échantillon, ce qui laisse une teneur en eau inférieure à 5 %19.</li>
	</ol></li>
	<li>Croissance de la biomasse<ol><li>Surveillez les réacteurs tous les jours. Prélevez un échantillon de 1 L à mi-chemin entre la roue à aubes et son retour de chaque culture et apportez-le au laboratoire.</li>
		<li>Vérifier la croissance de la colonie et la pureté de la culture au microscope.</li>
		<li>Mesurez et enregistrez l’absorbance à 750 nm des échantillons à l’aide d’un spectrophotomètre, où le milieu de culture frais est le blanc.</li>
		<li>Comparez avec la courbe d’étalonnage pour obtenir le poids estimé de la biomasse en grammes par litre.</li>
		<li>Enregistrez la croissance de chaque réacteur de chemin de roulement.</li>
	</ol></li>
	<li>Production de biomasse - récolte<ol><li>Surveillez les réacteurs tous les jours. Si la croissance de la biomasse dépasse 0,7 g/L pendant l’échantillonnage, la récolte est nécessaire.</li>
		<li>En alternant entre les deux HRAP, placez un treillis en polyester au-dessus d’une section à une extrémité du réacteur et placez l’extrémité d’un tube en PVC flexible dans l’écoulement du liquide afin que l’autre extrémité draine le liquide au-dessus du treillis.</li>
		<li>Drainer entre 4500 L et 7500 L (en fonction de la saturation en biomasse du réacteur) sur le maillage, en maintenant un flux continu vers le HRAP correspondant. La biomasse sera retenue sur le maillage.</li>
		<li>Pour récolter, retirez le treillis du haut du réacteur et placez-le sur une autre surface pour gratter la biomasse et le placer dans un entonnoir.</li>
		<li>Poussez la biomasse à travers l’entonnoir pour créer des formes allongées sur un maillage propre et sec ; Placez le maillage dans une pièce chaude et couverte (34-36 °C) pendant 48-72 h.</li>
		<li>Une fois sec, retirez la biomasse de la maille et pesez-la. Calculez la concentration de biomasse récoltée en g/L à l’aide des équations suivantes : Volume de liquide vidangé = Débit de la pompe x Temps de vidange [L] Concentration de biomasse récoltée = Poids de la biomasse récoltée/Volume de liquide drainé [g/L]</li>
	</ol></li>
</ol>

Culture de microalgues pour l’obtention de biométhane à partir de biogaz de déchets porcins

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Conflit d’intérêts. Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Au fil des ans, cette technologie algale a été testée et utilisée comme alternative aux techniques physico-chimiques difficiles et coûteuses pour purifier le biogaz. En particulier, le genre Arthrospira est largement utilisé à cette fin spécifique, avec Chlorella. Cependant, il existe peu de méthodologies à l’échelle semi-industrielle, ce qui ajoute de la valeur à cette procédure.
Il est essentiel de maintenir des concentrationsd’O2 plus faibles en utilisant le bon rapport L/G ; Cependant, cela dépend de la région où ce protocole sera appliqué. La teneur en oxygène du biométhane est fortement régulée en raison des risques d’explosion et de corrosion dans les canalisations. Certains pays de l’Union européenne exigent que les teneurs soient aussi basses que 1%vol 29,30,31. Le méthane, quant à lui, doit être à une concentration supérieure à 65% vol31. Au Mexique, il n’existe pratiquement aucune réglementation concernant le biogaz et le biométhane, car il est considéré comme équivalent au gaz naturel, où, selon les normes mexicaines32, la teneur minimale en CH4 dans le biométhane est de 84 % vol et une teneur maximale en O2 de 0,20 % vol est autorisée.
De plus, le pH détermine grandement l’élimination du CO2 , plus que le L/G, pendant la culture, c’est pourquoi il est essentiel de maintenir un contrôle adéquat du pH tout au long de la méthodologie, en particulier pendant le bouillonnement du biogaz. Il est important de comprendre qu’une fois que le CO2 est solubilisé dans le liquide, il y a un équilibre chimique en jeu qui a un impact direct sur les niveaux de pH. Aux niveaux de pH autour desquels ces cultures ont oscillé (8,5-9,5), les bicarbonates sont la forme sous laquelle cette molécule est présente, avec une légère augmentation des carbonates à l’extrémité supérieure de la plage de pH33. Sous cette forme, les microalgues sont également capables de métaboliser le carbone lors des réactions sombres de la photosynthèse pour produire des glucides34. Le moment du bouillonnement du biogaz est également important, dont il est recommandé de maintenir le bouillonnement diurne. Néanmoins, L/G affecte également l’élimination du CO2 et le pH, comme on peut le voir sur la FIG. 5. Le pourcentage d’élimination et le pH dans un rapport de 1,58 étaient moins constants et beaucoup plus faibles que ceux enregistrés pour le rapport de 1,64. Ce comportement pourrait être attribué à une consommation plus élevée de gaz dans le rapport de recirculation (plus de gaz donne un rapport plus petit), ce qui abaisse le pH à un rythme plus rapide. Cependant, on pourrait également faire valoir que le pH de départ pour 1,64 était plus élevé, ce qui a favorisé le comportement tamponné des efficacités d’élimination du CO2 pendant ce test. Dans ce protocole, la L/G est contrôlée par la quantité de biogaz qui est mise en bulle ; Cependant, d’autres protocoles font varier le débit de liquide de recirculation, ce qui est également une option. De plus, il n’est pas possible de faire des bulles de biogaz la nuit en raison de l’acidification de la culture et du métabolisme des algues, car aucune lumière artificielle n’est fournie à ce moment-là.
Un autre phénomène qui introduit une variabilité dans la validité des résultats est le bouillonnement intermittent de l’air utilisé pour éviter la sédimentation de la biomasse dans les réacteurs, ce qui empêche l’inhibition de la croissance par l’accumulation d’oxygène. Ceci, cependant, ne peut pas être évité si cette méthode est utilisée. Une alternative au bouillonnement de l’air consiste à ajouter plus de roues à aubes pour améliorer le mouvement sur toute la longueur du réacteur, ce qui peut être efficace dans d’autres expériences. D’autre part, les vastes superficies de terrain nécessaires à l’installation des réacteurs, ainsi que la consommation importante d’eau pour démarrer et maintenir le système afin d’obtenir une productivité équitable du biométhane.
Il est important de noter que ce processus d’échantillonnage régulier utilise la courbe d’étalonnage poids - absorbance de la biomasse (figure 9), où la corrélation entre les données est de près de 1 (0,9995) ; Bien que la méthode ne soit peut-être pas basée sur un article précédent sur les mêmes algues, le coefficient de détermination montre un lien statistique fort avec la fiabilité de cette méthode. De plus, il est pertinent de décrire l’importance de l’échantillonnage et de la récolte dans une méthodologie comme celle-ci. L’échantillonnage a permis d’assurer un bon entretien de la culture d’algues, tandis que la récolte a un triple objectif : d’une part, elle a permis d’éviter l’inhibition de la croissance due à un surpeuplement de la culture qui pourrait provoquer une accumulation d’oxygène35 ; deuxièmement, la récupération de la biomasse algale peut ouvrir la voie à de nouvelles opportunités économiques ; Et enfin, cela a donné une autre occasion de mesurer la tendance de croissance de la culture.
Néanmoins, la détermination des moments appropriés pour la récolte (qui dans ce protocole sont définis par les résultats de l’échantillonnage) est également une étape critique car elle réduit la biomasse dans les réacteurs. Une concentration de biomasse plus faible affecte l’élimination du pH et du CO2 en tant que cycle : dans des conditions défavorables du système (par exemple, à des valeurs de pH plus faibles), la croissance de la biomasse ralentit, ce qui, à son tour, réduit la capacité du système à éliminer le CO2 car il y a moins de biomasse pour le métaboliser ; Une plus grande quantité de CO2 dissous acidifierait le milieu de culture et fermerait le cycle36. De nombreux autres facteurs contribuent à la croissance du pH et de la biomasse, ce qui ne doit pas être négligé dans cette simplification excessive de la relation de cause à effet ; La disponibilité de l’azote peut être extrêmement importante pour les algues Arthrospira maxima, ainsi que pour les conditions climatiques telles que la température et l’intensité lumineuse16,36, qui ne peuvent pas être contrôlées dans un système comme celui-ci. À titre d’exemple, l’ajout d’urée, comme le montre la figure 4, est la preuve que l’azote, associé à des valeurs de pH plus élevées, peut régulariser un système d’algues.
D’autres limites de cette méthode sont liées à la productivité de la récolte qui, par rapport à l’échantillonnage, est environ 50% moins efficace, ce qui entrave la faisabilité économique du système et nécessiterait l’amélioration des techniques de filtration. Les résultats du poids de récolte sont surestimés de 6 % (mesurés par la suite selon les méthodes standard de poids sec), étant donné que les conditions de séchage de cette partie du protocole n’entraînent pas une élimination complète de l’eau. En ce qui concerne la biomasse, les résultats d’échantillonnage (y compris la courbe d’étalonnage) sont surestimés d’au moins 5 % en raison de l’élimination incomplète de l’eau dans la méthodologie19 ; Cependant, comme l’erreur est systématique, il est recommandé de procéder uniquement à une analyse thermogravimétrique pour vérifier la teneur en eau dans la culture à considérer et apporter les corrections analytiques aux résultats et à la courbe d’étalonnage.

Ces dernières années, plusieurs technologies ont vu le jour pour purifier le biogaz en biométhane, favorisant ainsi son utilisation en tant que combustible non fossile, atténuant ainsi les émissions de méthane non désaérosables1. La pollution de l’air est un problème qui touche la majeure partie de la population mondiale, en particulier dans les zones urbanisées ; En fin de compte, environ 92 % de la population mondiale respire de l’air pollué2. En Amérique latine, les taux de pollution de l’air sont principalement générés par l’utilisation de carburants, alors qu’en 2014, 48 % de la pollution de l’air était provoquée par le secteur de la production d’électricité et de chaleur3.
Au cours de la dernière décennie, de plus en plus d’études sur la relation entre les polluants dans l’air et l’augmentation des taux de mortalité ont été proposées, arguant qu’il existe une forte corrélation entre les deux ensembles de données, en particulier dans les populations d’enfants.
Afin d’éviter la poursuite de la pollution de l’air, plusieurs stratégies ont été proposées ; L’une d’entre elles est l’utilisation de sources d’énergie renouvelables, notamment les éoliennes et les cellules photovoltaïques, qui diminuent les émissions deCO2 dans l’atmosphère 4,5. Une autre source d’énergie renouvelable provient du biogaz, un sous-produit de la digestion anaérobie de la matière organique, produit avec un digestat organique liquide6. Ce gaz est composé d’un mélange de gaz, dont les proportions dépendent de la source de matière organique utilisée pour la méthanisation (boues d’épuration, fumier de bovin, ou biodéchets agro-industriels). Généralement, ces proportions sont CH4 (53 %-70 %vol), CO2 (30 %-47 %vol), N2 (0 %-3 %vol), H2O (5 %-10 % vol), O2 (0 %-1 % vol), H2S (0-10 000 ppmv), NH3 (0-100 ppmv), hydrocarbures (0-200 mg/m3) et siloxanes (0-41 mg/m3)7,8,9, où la communauté scientifique s’intéresse au méthane car il s’agit du composant énergétique renouvelable du mélange.
Cependant, le biogaz ne peut pas être simplement brûlé tel qu’il est obtenu, car les sous-produits de la réaction peuvent être nocifs et contaminants ; Cela soulève la nécessité de traiter et de purifier le mélange pour augmenter le pourcentage de méthane et diminuer le reste, le convertissant essentiellement en biométhane10. Ce processus est également connu sous le nom de mise à niveau. Même si, à l’heure actuelle, il existe des technologies commerciales pour ce traitement, ces technologies présentent plusieurs inconvénients économiques et environnementaux 11,12,13. Par exemple, les systèmes avec lavage au charbon actif et à l’eau (ACF-WS), lavage à l’eau sous pression (PWS), perméation au gaz (GPHR) et adsorption modulée en pression (PSA) présentent certains inconvénients économiques ou autres en termes d’impact environnemental. Une alternative viable (Figure 1) est l’utilisation de systèmes biologiques tels que ceux qui combinent des microalgues et des bactéries cultivées dans des photobioréacteurs ; Parmi les avantages, citons la simplicité de conception et d’utilisation, les faibles coûts d’exploitation et les opérations et sous-produits respectueux de l’environnement 10,13,14. Lorsque le biogaz est purifié en biométhane, ce dernier peut être utilisé comme substitut du gaz naturel, et le digestat peut être mis en œuvre comme source de nutriments pour soutenir la croissance des microalgues dans le système10.
Une méthode largement utilisée dans cette procédure de valorisation est la croissance de microalgues dans des photoréacteurs à circuit ouvert couplée à une colonne d’absorption en raison des coûts d’exploitation inférieurs et du capital d’investissement minimal nécessaire6. Le type de réacteur à couloir le plus utilisé pour cette application est le bassin d’algues à haut débit (HRAP), qui est un bassin de chemin de roulement peu profond où la circulation du bouillon d’algues se fait par l’intermédiaire d’une roue à aubes de faible puissance14. Ces réacteurs ont besoin de grandes surfaces pour leur installation et sont très sensibles à la contamination s’ils sont utilisés dans des conditions extérieures ; dans les procédés de purification du biogaz, il est conseillé d’utiliser des conditions alcalines (pH > 9,5) et d’utiliser des espèces d’algues qui se développent à des niveaux de pH plus élevés pour améliorer l’élimination du CO2 et du H2S tout en évitant la contamination15,16.
Cette recherche visait à déterminer l’efficacité du traitement du biogaz et la production finale de biométhane à l’aide de photobioréacteurs HRAP couplés à un système de colonne d’absorption-désorption et à un consortium de microalgues.

<table><tbody><tr><td>Rotamètre 1 »</td><td>CICLOTEC</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Rotamètre 1 »</td><td>GPI</td><td>A10-LMA100IA1</td><td></td></tr><tr><td>Réservoir d’absorption</td><td>EFISA</td><td>Fabriqué selon la conception</td><td></td>précédente</tr><tr><td>Souffleur d’air (2.35 HP)</td><td>Elmo Rietschle</td><td>2BH11007AH01</td><td></td></tr><tr><td>Souffleur de biogaz (2 CV)</td><td>Elmo Rietschle</td><td>2BH11007AH01</td><td></td></tr><tr><td>Composition du biogaz mesure</td><td>Geotech</td><td>BIOGAS 5000</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif d’acquisition de données</td><td>LabJack Co.</td><td>U3-LV</td><td></td></tr><tr><td>Tubes diffuseurs</td><td>Aero-Tube</td><td>C3060AR</td><td></td></tr><tr><td>capteur d’oxygène dissous</td><td>Applisens</td><td>Z10023525</td><td></td></tr><tr><td>phosphate trisodique dodécahydraté</td><td>Quimica PIMA</td><td>N/A</td><td>Engrais (en serre et en exteriorité)</td></tr><tr><td>Phosphate trisodique dodécahydraté&nbsp ;</td><td>Fermont</td><td>35963</td><td>Qualité analytique (Utilisé dans les cultures en laboratoire)</td></tr><tr><td>Membrane Durapore (45 &micro ; m)</td><td>MerckMillipore</td><td>HVLP04700&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Moteur électrique 1.5 HP</td><td>Weg</td><td>00158ET3ERS56C</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate ferreux heptahydraté</td><td>Agroquimica Samet</td><td>N/A</td><td>Qualité engrais (utilisation en serre et en expérioration)</td></tr><tr><td>Sulfate ferreux heptahydraté</td><td>Fermont</td><td>63593</td><td>Qualité analytique (Utilisé dans les cultures à l’intérieur du laboratoire)</td></tr><tr><td>Géomembrane</td><td>GEOSINCERE</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Magnésium sulfate heptahydraté</td><td>Tepeyac</td><td>N/A</td><td>Qualité engrais (utilisation en serre et en expérioration)</td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium heptahydraté</td><td>Fermont</td><td>63623</td><td>Qualité analytique (utilisé dans les cultures à l’intérieur du laboratoire)</td></tr><tr><td>Roue à aubes</td><td>GSI</td><td>Fabriqué sous la conception</td><td></td>précédente</tr><tr><td>capteur de pH</td><td>Van London pHoenix</td><td>715-772-0041</td><td></td></tr><tr><td>Écran portable</td><td>Rasspberry</td><td>Pi 3 B+</td><td></td></tr><tr><td>Pompe centrifuge à recirculation (1,5 CV)</td><td>Aquapak&nbsp ;</td><td>ALY 15</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium</td><td>Industria del alcali</td><td>N/A</td><td>Qualité engrais (utilisation en serre et en exteriorité)</td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium</td><td>Fermont</td><td>12903</td><td>Qualité analytique (utilisé dans les cultures en laboratoire)</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Sal Colima</td><td>N/A</td><td>Qualité engrais (utilisation en serre et en exteriorité)</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Fermont</td><td>24912</td><td>Qualité analytique (Utilisé dans les cultures à l’intérieur du laboratoire)</td></tr><tr><td>Nitrate de sodium</td><td>Vitraquim</td><td>N/A</td><td>Qualité engrais (utilisation en serre et en exteriorité)</td></tr><tr><td>Nitrate de sodium</td><td>Fermont</td><td>41903</td><td>Qualité analytique (Utilisé dans les cultures à l’intérieur du laboratoire)</td></tr><tr><td>Programme de stockage (pH, OD)</td><td>&nbsp ; Fondation du logiciel Python&nbsp ;</td><td>Sacs Python IDLE 2.7</td><td></td></tr><tr><td>Tedlar</td><td>SKC Inc.</td><td>232-25</td><td></td></tr><tr><td>Enregistreur de température</td><td>T& D</td><td>TR-52i</td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotomètre UV-Vis</td><td>ThermoFisher Instrument scientifique</td><td>GENESYS 10S&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à vide</td><td>EVAR</td><td>EV-40</td><td></td></tr></tbody></table>

purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues

Biogas Purification through the use of a Microalgae-Bacterial System in Semi-Industrial High Rate Algal Ponds

Ces dernières années, un certain nombre de technologies ont vu le jour pour purifier le biogaz en biométhane. Cette épuration implique une réduction de la concentration de gaz polluants tels que le dioxyde de carbone et le sulfure d’hydrogène afin d’augmenter la teneur en méthane. Dans cette étude, nous avons utilisé une technologie de culture de microalgues pour traiter et purifier le biogaz produit à partir de déchets organiques de l’industrie porcine afin d’obtenir du biométhane prêt à l’emploi. Pour la culture et l’épuration, deux photobioréacteurs à bassin ouvert de 22,2m3 couplés à un système de colonne d’absorption-désorption ont été mis en place à San Juan de los Lagos, au Mexique. Plusieurs rapports liquide/biogaz de recirculation (L/G) ont été testés pour obtenir les meilleures efficacités d’élimination ; d’autres paramètres, tels que le pH, l’oxygène dissous (OD), la température et la croissance de la biomasse, ont été mesurés. Les L/G les plus efficaces étaient de 1,6 et 2,5, ce qui a permis d’obtenir un effluent de biogaz traité avec une composition de 6,8 % vol et 6,6 % vol en CO2, respectivement, et des efficacités d’élimination pour H2S allant jusqu’à 98,9 %, ainsi que le maintien de valeurs de contamination en O2 inférieures à 2 % vol. Nous avons constaté que le pH détermine grandement l’élimination du CO2 , plus que le L/G, pendant la culture en raison de sa participation au processus photosynthétique des microalgues et de sa capacité à faire varier le pH lorsqu’il est solubilisé en raison de sa nature acide. L’oxygène dissous et la température ont oscillé comme prévu à partir des cycles naturels lumière-obscurité de la photosynthèse et de l’heure de la journée, respectivement. La croissance de la biomasse a varié en fonction de l’alimentation en CO2 et en nutriments ainsi que de la récolte dans le réacteur ; Cependant, la tendance est demeurée propice à la croissance.

La pollution de l’air a un impact sur la qualité de vie de tous les organismes. Nous décrivons ici l’utilisation de la biotechnologie des microalgues pour le traitement du biogaz (élimination simultanée du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène) et la production de biométhane par le biais de bassins d’algues semi-industriels ouverts à haut débit et l’analyse ultérieure de l’efficacité du traitement, du pH, de l’oxygène dissous et de la croissance des microalgues.

Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues

In recent years, a number of technologies have emerged to purify biogas into biomethane. This purification entails a reduction in the concentration of ...

Nos recherches se concentrent sur le développement d’une biotechnologie durable et viable des microalgues pour le biométhane Nous montrons qu’il était possible de mettre à l’échelle le filtre à biogaz jusqu’à une certaine échelle industrielle dans d’autres conditions. Le processus de mise à l’échelle vise à traiter des flux plus importants de biogaz dans des installations plus petites dans le but de le rendre plus économiquement viable. De plus, le procédé vise à promouvoir des conditions d’exploitation qui peuvent conduire à une plus grande production de valeur par des sous-produits extraits de la biomasse microalgue.Grâce à un processus à grande échelle exposé aux conditions extérieures, nous avons découvert diverses espèces de microalgues qui nous permettent de faire fonctionner efficacement le filtre à microalgues. Nous avons également identifié les conditions optimales de fonctionnement qui conduisent à une concentration volumétrique plus élevée de biométhane. Nous avons réussi à faire passer le filtre à microalgues à des opérations à grande échelle et à identifier les conditions de fonctionnement optimales pour les photobioréacteurs et le filtre à microalgues afin d’atteindre des concentrations de méthane allant jusqu’à 85 % en volume.L’utilisation d’autres espèces de microalgues dans les mêmes conditions de fonctionnement pourrait améliorer l’efficacité des performances du filtre à microalgues. Au printemps et en été, l’augmentation de la température contribuera à l’efficacité du système.

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Les gaz de combustion des centrales est une source de CO 2 pas cher pour la croissance des algues. Nous avons construit "gaz de combustion à des algues de culture" prototype systèmes et décrit comment redimensionner le processus de culture des algues. Nous avons démontré l'utilisation d'un modèle bio-réaction de transfert de masse afin de simuler et de concevoir le fonctionnement optimal du gaz de fumée pour la croissance de la Chlorella sp. en algues photobioréacteurs.

Optimiser les réglages des gaz de combustion pour la promotion de la croissance des microalgues en photobioréacteurs via des simulations informatiques

L’intégration de la culture de microalgues avec les gaz de combustion industriels introduira finalement des métaux lourds et d’autres composés inorganiques dans le milieu de croissance. Cette étude présente une procédure utilisée pour déterminer le devenir final et l’impact des métaux lourds et des contaminants inorganiques sur la croissance de Nannochloropsis salina cultivé dans des photobioréacteurs.

Quantification des métaux lourds et d&#39;autres contaminants inorganiques sur la productivité des microalgues

Nous présentons ici un protocole visant à construire le laboratoire bulle colonne photobioréacteurs et utilisez-les pour la culture micro-algues. Il fournit également une méthode pour déterminer le taux de croissance de la culture et de la teneur en lipides neutres.

Culture de microalgues vertes en bulle colonne photobioréacteurs et un dosage des lipides neutres

La culture halenique à l'échelle du banc facilite la caractérisation microalgale et l'optimisation de la productivité avant l'intensification des processus ultérieurs. Les photobioréacteurs fournissent le contrôle nécessaire pour des expériences microalgal fiables et reproductibles et peuvent être adaptés pour cultiver en toute sécurité des microalgues avec les gaz corrosifs (CO2, SO2, NO2) à partir d'émissions de combustion municipales ou industrielles.

Culture de microalgues et quantification de la biomasse dans un photobioréacteur à l'échelle du banc avec des gaz de flue corrosif

Un protocole est décrit pour utiliser le dioxyde de carbone dans les gaz de combustion des centrales électriques au gaz naturel pour cultiver des microalgues dans des étangs ouverts. L’injection de gaz de combustion est contrôlée à l’aide d’un capteur de pH et la croissance des microalgues est surveillée avec des mesures en temps réel de la densité optique.

Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

Nous présentons ici un protocole qui permet de visualiser les sites de formation de glace et les voies de propagation de la glace dans les plantes en utilisant la thermographie infrarouge à haute résolution (HRIT).

L&#39;utilisation de la haute résolution thermographie infrarouge (HRIT) pour l&#39;étude de la glace et de la glace nucléation Propagation dans les plantes

L’exactitude et la précision des techniques utilisées pour mesurer les émissions de méthane des ruminants sont d’une importance cruciale pour le succès des efforts d’atténuation des gaz à effet de serre. Ce manuscrit décrit les principes et le fonctionnement d’un système automatisé de surveillance des flux massiques de méthane et de dioxyde de carbone provenant de l’haleine des ruminants.

L&#39;utilisation d&#39;un système (fourrage vert) automatisé pour surveiller entérique méthane et de dioxyde de carbone Les émissions provenant de ruminants Animaux

Un système d’exposition à circulation continue robuste et flexible conçu pour maintenir les sédiments en suspension est présenté. Le système est utilisé en laboratoire pour étudier les effets des sédiments en suspension sur diverses espèces aquatiques et à différents stades de leur vie.

Un système d&#39;exposition accréditives pour l&#39;évaluation de suspension Sédiments effets sur la vie aquatique

Des travaux antérieurs suggèrent que la composition isotopique de l’azote des oxydes d’azote atmosphériques pourrait distinguer l’influence de différentes sources dans l’environnement. Nous présentons une méthode automatisée, mobile et basée sur le terrain pour l’efficacité élevée de la collecte du NOx atmosphérique pour l’analyse isotopique de l’azote à une résolution temporelle horaire.

Automatisé, haute résolution mobile Système de collecte pour l&#39;analyse d&#39;azote isotopique du NO<sub&gt; x</sub

Une méthode expérimentale est présentée pour comparer les performances de la petite (100 L) et de grande taille (1000 L) échelle des réacteurs conçus pour les algues d'assainissement de la décharge des eaux usées. Les caractéristiques du système, y compris la surface au rapport de volume, temps de rétention, la densité de la biomasse, et les concentrations d'alimentation des eaux usées, peuvent être ajustées en fonction de l'application.

Comparaison de l&#39;échelle dans un système de réacteur photosynthétique pour algales assainissement des eaux usées

Découvrez la purification du biogaz par un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels. Cette méthode permet de retirer le dioxyde de carbone et le sulfure d'hydrogène tout en produisant du biométhane de haute valeur.

Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues (Vidéo) | JoVE Journal

Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues

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