Name: Chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez les souris diabétiques obèses induites par l’alimentation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-18T12:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 50 s
Description: Apprenez le protocole de chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez des souris obèses diabétiques induites par l'alimentation. Cette technique améliore le métabolisme du glucose et réduit la résistance à l'insuline indépendamment de la perte de poids.

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Toutes les étapes du protocole décrites ci-dessous suivent les directives du Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Hôpital général du Commandement du théâtre sud sous le numéro d’approbation 2020112501.
1. Préparation préopératoire générale
REMARQUE : Trente souris C57BL/6 mâles de 6 semaines ont été achetées. Les souris ont été hébergées dans un laboratoire exempt d’agents pathogènes spécifiques (FPS) selon un cycle lumière/obscurité de 12 heures ; température, 22 ± 2 °C ; et l’humidité, 55-65%. Les souris ont reçu un accès gratuit à de l’eau et ont été nourries avec un régime à 60% de matières grasses kcal pendant 6 semaines pour induire l’obésité. Une injection intrapéritonéale de 40 mg/kg de streptozotocine a été administrée pendant 5 jours pour induire le diabète17. Parmi les trente souris, vingt-deux souris ont été dépistées pour une glycémie aléatoire &gt; 300 mg/dL et réparties au hasard dans les groupes DJB (n = 15) et chirurgie simulée (n = 7). Huit souris ont été exclues de l’expérience en raison d’une glycémie inférieure à la norme.
<ol><li>Faites jeûner les souris pendant 8 h avant la chirurgie. Prélever l’eau 2 h avant l’intervention.</li>
	<li>Administrer une solution de pentobarbital sodique à 1 % (6 mL/kg) et de buprénorphine (1 mg/kg) par voie intrapéritonéale. Touchez les orteils ou la queue des souris avec des pinces et assurez-vous que les souris ne montrent pas de contractions ou de secousses évidentes. Sous une anesthésie adéquate, les souris peuvent respirer librement sans oxygène supplémentaire.</li>
	<li>Placez les souris en position couchée sur une planche stérile et sous un stéréomicroscope. Appliquez une pommade pour les yeux sur les yeux. Utilisez une couverture électrique pour garder les souris au chaud tout au long de la procédure. Utilisez des procédures stériles, y compris des blouses chirurgicales, des gants stériles et des instruments autoclavés.</li>
	<li>Chez les souris témoins fictives, faites les deux incisions respectivement dans le duodénum à 1 cm sous le pylore et dans le jéjunum à 5 cm sous le Treitz, puis suturez les incisions.</li>
</ol>2. Pontage jéjunal duodénal : procédure chirurgicale
<ol><li>Appliquez la pâte dépilatoire du xiphoïde vers l’abdomen pour enlever les poils de cette région. Essuyez la crème et assurez-vous que la peau est propre. Frottez la zone trois fois avec un gommage alterné de solutions iodées et alcoolisées.</li>
	<li>Couvrez la souris avec un champ stérile, en laissant la zone opérationnelle exposée, et faites une incision de 2 cm de la xiphoïde à l’abdomen.</li>
	<li>Utilisez un écarteur abdominal pour exposer la cavité abdominale. Repoussez la graisse abdominale à l’aide d’un coton-tige humide et déplacez le foie vers le côté céphalique pour exposer complètement l’estomac et les intestins.</li>
	<li>L’estomac et le pylore sont sous le foie, et le ligament de Treitz se trouve au duodénum distal. Double ligature du jéjunum, distale de 5 cm au ligament de Treitz avec une suture en soie 6-0 (Figure 1A). Coupez le jéjunum au milieu des deux ligatures et suturez le moignon jéjunal avec une suture en soie 10-0 (Figure 1B). REMARQUE : Évitez de tordre les vaisseaux sanguins mésentériques.</li>
	<li>Tirez l’incision jéjunale proximale de 5 cm le long de l’intestin jusqu’au jéjunum pour créer une anastomose jéjunale-jéjunale. Alignez les deux intestins horizontalement, puis utilisez une suture en soie 10-0 pour créer l’anastomose latérale (Figure 1C). REMARQUE : Pendant la chirurgie, gardez l’intestin humide avec une solution saline pour réduire la perte d’eau. Cela empêchera l’intestin de se recroqueviller et facilitera la suture.</li>
	<li>Fixez les deux extrémités de l’intestin et coupez l’incision à la même longueur (Figure 1D). Suturez la deuxième couche de la paroi intestinale postérieure avec une suture continue de pleine épaisseur. REMARQUE : La longueur de l’incision est d’environ 0,5 à 0,6 cm et la distance de l’aiguille est de ~0,5 mm.</li>
	<li>Fixez les deux extrémités de l’intestin et suturez la paroi antérieure de l’intestin. Suturez la première couche de la paroi antérieure avec une suture simple continue et la deuxième couche avec une suture horizontale en varus (Figure 1E-F). REMARQUE : Écouvillonnez le contenu de l’intestin avec des cotons-tiges pour prévenir l’infection de la cavité abdominale.</li>
	<li>Tirez l’incision jéjunale distale dans le duodénum à 1 cm sous le pylore pour créer une anastomose duodénale-jéjunale (Figure 1G). Suturez-le en utilisant la même méthode que dans les étapes 2.6-2.7 (Figure 1H-K). REMARQUE : Vérifiez la suture au coin anastomotique pour réduire les fuites anastomotiques.</li>
	<li>Lister l’intestin avec la micro-pince et couper l’intestin avec les micro-ciseaux. Double ligaturer le duodénum avec une suture en soie 6-0, à 2 mm de l’extrémité distale de l’anastomose duodénale-jéjunale. Coupez au milieu avec des micro-ciseaux et suturez le moignon avec une suture en soie 10-0 (Figure 1L). REMARQUE : Les vaisseaux gastroduodénaux se ramifient perpendiculairement à la tête du pancréas et sont adjacents au pylore, nécessitant une exploration minutieuse des vaisseaux dans la section transversale. La confluence du canal cholédoque et du duodénum a été localisée, en prenant soin de ne pas endommager le pancréas ou le canal cholédoque.</li>
	<li>Rincez la cavité abdominale avec une solution saline à 30 °C. Remettez l’intestin dans la cavité abdominale. Suturez le muscle et la peau séparément avec une soie 6-0. Ensuite, désinfectez la peau avec de l’iodophore.</li>
	<li>Après l’opération, injecter une solution saline à 30 °C (30 mL/kg) par voie sous-cutanée dans le dos pour prévenir la déshydratation. Injecter de la pénicilline (10 mg/kg) par voie intramusculaire pour prévenir l’infection.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66049/66049fig01.jpg"> Figure 1 : Procédure de pontage duodénal-jéjunal. (A) Emplacement du jéjunum à 5 cm distal du ligament de Treitz. (B) Ligaturez deux fois le jéjunum avec de la soie 6-0, coupée au milieu de la ligature. (C) Anastomose jéjunale-jéjunale. (D) Faites une incision de 0,5 à 0,6 cm et suturez la paroi postérieure. (E-F) Anastomose jéjunale-jéjunale complète. (G) Tirez le jéjunal distal vers le duodénum à 1 cm sous le pylore. (H) Anastomose duodénale-jéjunale. (I) Coupez l’anastomose duodénale-jéjunale avec une incision de 0,5 à 0,6 cm et suturez la paroi postérieure avec une simple suture continue. (J-K) Anastomose duodénale-jéjunale complète. (L) À 2 mm de l’anastomose distale à l’anastomose duodénale-jéjunale, ligaturer deux fois le duodénum avec de la soie 6-0 et couper au milieu de la ligature. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66049/66049fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
3. Soins postopératoires généraux
<ol><li>Après la chirurgie, placez les souris sur une couverture électrique pour prévenir l’hypothermie. Laissez les souris ramper librement jusqu’à ce qu’elles soient complètement réveillées avant de retourner dans leurs cages.</li>
	<li>Le jour postopératoire, limitez la nourriture et l’eau et injectez 2 ml de solution saline par voie sous-cutanée dans le dos des souris. Le premier jour postopératoire, administrer 10 ml de glucose à 10 % et une boisson fonctionnelle (rapport 1:1) sans nourriture, et injecter 1 ml de solution saline par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Les deuxième et troisième jours postopératoires, nourrissez les souris avec un mélange de 20 ml de glucose à 10 % et une boisson fonctionnelle. Après le quatrième jour, donnez aux souris de l’eau pure et un régime riche en graisses. L’alimentation transitoire doit être effectuée en fonction de l’état de récupération postopératoire dans l’ordre suivant : solution alimentaire, semi-liquide ou solide.</li>
	<li>Analgésie postopératoire : injecter de la buprénorphine (0,1 mg/kg) toutes les 12 h du 1er au 3e jour, puis une fois par jour jusqu’au 5e jour.</li>
	<li>Après la chirurgie, observez les conditions d’alimentation, l’activité, les excréments et la cicatrisation des souris.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66049/66049fig02.jpg"> Figure 2 : Le schéma de la chirurgie DJB. (A) Anastomose duodénale-jéjunale. (B) Anastomose jéjunale-jéjunale. (C) Membre biliopancréatique. (D) Membre digestif. (E) Membre commun. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66049/66049fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66049/66049fig03.jpg"> Figure 3 : Anatomie de la chirurgie DJB. (A) Anastomose duodénale-jéjunale. (B) Anastomose jéjunale-jéjunale. (C) Membre biliopancréatique. (D) Membre digestif. (E) Membre commun. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66049/66049fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
4. Évaluation postopératoire des paramètres métaboliques
<ol><li>Mesure du poids corporel<ol><li>Jeûnez les souris pendant 8 h avant la mesure. Pesez les souris chaque semaine le lundi avant et après la chirurgie pendant 8 semaines.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure de l’apport alimentaire<ol><li>Hébergez une souris dans chaque cage. Mesurez la quantité de nourriture solide dans chaque cage avant et après 24 h. La différence entre les deux valeurs représente l’apport alimentaire quotidien.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure aléatoire de la glycémie<ol><li>À 8h00 le lundi hebdomadaire de mesure, prélevez une goutte de sang du bout de la queue de la souris et appliquez-la sur une bandelette de glucose insérée dans le glucomètre.</li>
	</ol></li>
	<li>Test de tolérance au glucose par voie orale<ol><li>Huit semaines après la chirurgie DJB, faites jeûner les souris pendant 8 h avant le test de tolérance au glucose par voie orale. Prélevez une goutte de sang au bout de la queue de la souris et placez-la sur une bandelette de glucose insérée dans le glucomètre. Administrer une dose orale de 20 % de D-glucose (2 g/kg). Mesurez la glycémie à 0, 15, 30, 60, 90, 120, 150 et 180 minutes après le gavage.</li>
	</ol></li>
</ol>

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<li>Liang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duodenal-jejunal+bypass+surgery+reverses+diabetic+phenotype+and+reduces+obesity+in+db%2Fdb+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Chem+Genom+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Duodenal-jejunal bypass surgery reverses diabetic phenotype and reduces obesity in db/db Mice.</a> Curr Chem Genom Transl Med. 11, 41-49 (2017).</li>
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<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Close-up+on+lab+animal+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Close-up on lab animal microsurgery.</a> Lab Anim (NY). 35 (1), 43(2006).</li>
<li>Couceiro, J., Castro, R., Tien, H., Ozyurekoglu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Step+by+step%3A+microsurgical+training+method+combining+two+nonliving+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Step by step: microsurgical training method combining two nonliving animal models.</a> J Vis Exp. (99), e52625(2015).</li>
<li>Nasser, K. M., Wahba, H. A., Kamal, E., El-Makhzangy, A. M., Bahaa, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+model+for+training+and+improvement+of+the+surgical+skills+in+endolaryngeal+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Voice%22%5BJournal%5D)">Animal model for training and improvement of the surgical skills in endolaryngeal microsurgery.</a> J Voice. 26 (3), 351-357 (2012).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Enrouleur abdominal</td><td>F.S.T</td><td>17000-03</td><td>Colibri Retractor -3cm, plage d’écarteur 1,5 cm/3 cm de long</td></tr><tr><td>1 % de sodium pentobarbital solution</td><td>Guangzhou Chemical Reagent Factory</td><td>/</td><td>&nbsp ; Dissoudre 500 mg de poudre de pentobarbital sodique dans 50 ml de solution saline normale pour obtenir une solution sodique de pentobarbital à 1 %.</td></tr><tr><td>Benzylpénicilline sodique pour injection</td><td>North China Pharmaceutical Company Ltd.</td><td>F2062121</td><td>Pénicilline</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Guangzhou Chemical Reagent Factory</td><td>/</td><td>Analgesia</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Guangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>/</td><td>Analgésique</td></tr><tr><td>Acide citrique-citrate de sodium Tampon</td><td>LEAGENE</td><td>R00522</td><td>Solution tampon</td></tr><tr><td>Cotons-tiges</td><td>HaoZheng Medical</td><td>60220610</td><td>Cotons-tiges</td></tr><tr><td>Pâte dépilatoire</td><td>Veet</td><td>AAPR-S222</td><td>Crème dépilatoire</td></tr><tr><td>Boucle d’oreille</td><td>ZEYA</td><td>SUS304</td><td>Marque d’oreille</td></tr><tr><td>Couverture électrique</td><td>ZOSEN</td><td>ZS-CWDRT</td><td>Coussin chauffant</td></tr><tr><td>Balance électronique</td><td>WETTLER TOLEDO</td><td>20060902-6</td><td>Mesurer le poids</td></tr><tr><td>Poudre nutritionnelle entérale</td><td>Abbott Laboratories</td><td>/</td><td>Poudre nutritionnelle</td></tr><tr><td>Œil pommade</td><td>Guangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>/</td><td>Protect the eyes</td></tr><tr><td>Glucometer</td><td>Roche</td><td>6993788001</td><td>Évaluer la glycémie</td></tr><tr><td>Graphpad Prism version 9.4.1</td><td>GraphPad Software</td><td>version 9.4.1</td><td>Logiciel pour l’analyse statistique</td></tr><tr><td>Régime riche en graisses (régime riche en graisses [60FDC] Purified Rodent Diet)</td><td>Dyets</td><td>112252</td><td>60kcal % High Fat Diet</td></tr><tr><td>Micro Forceps</td><td>Jinzhong Medical</td><td>18-1140</td><td>Micro pince</td></tr><tr><td>Micro porte-aiguille</td><td>Jinzhong Medical</td><td>EMT-160-Z Porte-aiguille</td><td></td></tr><tr><td>Micro ciseaux</td><td>Jinzhong Medical</td><td>YBC010</td><td>Micro ciseaux</td></tr><tr><td>Caméra de microscope</td><td>LAPSUN</td><td>E 2000</td><td>Vidéo</td></tr><tr><td>Ciseaux ophtalmiques</td><td>Jinzhong Medical</td><td>Y00030</td><td>Ciseaux</td></tr> <tr>chirurgicaux<td>Pentobarbital</td><td>Guangzhou Chemical Reagent Factory</td><td>/</td><td>Narcosis</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium Injection</td><td>Guangzhou Otsuka Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>B21L0301</td><td>NaCl 0,9</td></tr> % <tr><td>Stéréomicroscope</td><td>ZEISS</td><td>Stemi 305</td><td>Stéréomicroscope binoculaire</td></tr><tr><td>Streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>S110910-1g</td><td>STZ</td></tr><tr><td>Ligne de suture</td><td>LINGQIAO SUTURE</td><td>ZS-LQPMRZ5/ 0</td><td>Prolene 6/0,Prolene 10/0</td></tr><tr><td>Pince à tissus</td><td>Jinzhong Medical</td><td>H1701</td><td>Pince chirurgicale</td></tr></tbody></table>

chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez les souris diabétiques obèses induites par l’alimentation

Duodenal-Jejunal Bypass Surgery in Diet-Induced Obese Diabetic Mice

Conditions générales Le temps opératoire moyen de la procédure DJB était de 84,5 ± 2,6 min. Quinze souris ont subi une chirurgie DJB, neuf souris ont survécu. Comme le montre le tableau 1, la majorité des décès sont survenus pendant l’intervention chirurgicale ou dans les 7 jours suivants. Les causes de décès postopératoire étaient l’hémorragie (n = 2) le jour 1 postopératoire, la fuite anastomotique (n = 1) le jour 4 postopératoire, l’obstruction anastomotique (n = 2) le jour 7 posto...

Chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez les souris diabétiques obèses induites par l’alimentation

The prevalence of obesity and type 2 diabetes is a serious global health concern. Obesity is a major pathogenic factor in type 2 diabetes, cardiovascular ...

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De nombreuses études utilisant des modèles de rats de dérivation gastrique ont été récemment menées pour découvrir les mécanismes physiologiques sous-jacents de Roux-en-Y des opérations de pontage gastrique. Cet article vise à démontrer et discuter des détails techniques et expérimentales de notre modèle de dérivation gastrique du rat publié à comprendre les avantages et les limites de cet outil expérimental.

Roux-en-Y Opération Bypass gastrique chez le rat

Cette vidéo décrit une procédure de chirurgie bariatrique-Roux-en-Y. Cela implique la coupe du jéjunum - la partie centrale de l’intestin - pour générer deux membres intestinaux. Le membre biliaire est attaché à l’anse intestinale existante et le membre digestif est attaché à l’estomac, créant un pontage gastrique. Le pontage gastrique créé ici aide à diminuer l’absorption de nutriments et réduit efficacement le poids corporel.

Procédure de pontage gastrique Roux-en-Y : une procédure chirurgicale bariatrique pour la résection gastrique dans un modèle murin

La chirurgie bariatrique est le moyen le plus efficace de réduire le poids corporel et les complications métaboliques mortelles (diabète, obésité et dyslipidémie) fréquemment associées à l’obésité morbide. Les modèles murins de chirurgie bariatrique représentent un atout unique pour déchiffrer les mécanismes moléculaires à l’origine des effets bénéfiques de ces chirurgies sur le diabète, l’hypertension et la dyslipidémie.

Techniques de sleeve gastrectomie et modification Roux-en-Y bypass gastrique chez la souris

Ce protocole démontre l'isolation des îlots murins et le semis sur un échafaud décellularisé. Les îlots soutenus par des échafaudages ont été transplantés dans la pate épididymique des souris diabétiques induites par la streptozotocine (STZ). Les îlots ont survécu au site de transplantation et ont inversé l'état hyperglycémique.

Transplantation soutenue d&#39;échafaudage d&#39;îlots dans la pate épididimale de souris diabétiques

La section suivante décrit les performances de gastrectomie verticale chez les souris. Il s’agit d’un type de chirurgie de perte de poids qui implique le retrait d’environ 70 % de l’estomac.

Un modèle murin de gastrectomie verticale

Ce protocole est pour l’exécution de celui-anastomose pontage gastrique (OAGB) chez le rat. L’opérateur effectue une poche gastrique longue et tubulaire-agrafé suivie d’anastomose cousus à la main. Pour ce modèle, l’opérateur a reproduit le même rapport entre la dérivation biliopancréatique et branche commune chez l’être humain ; par conséquent, la branche de dérivation biliopancréatique mesure 35 cm.

Un-anastomose pontage gastrique (OAGB) chez le rat

La prévalence du diabète et de l’obésité ne cesse d’augmenter dans le monde entier. Les mécanismes entre le diabète, l’obésité et leur mortalité et leurs comorbidités associées doivent faire l’objet d’une étude plus approfondie. Ici, nous présentons un protocole pour la gastrectomie de manche (SG) dans les animaux comme modèle préclinique simple de chirurgie bariatrique.

Gastrectomie à manches chez les souris à l’aide de clips chirurgicaux

Le pontage gastrique de Roux-en-Y (RYGB) est effectué pour traiter l’obésité et le diabète. Cependant, les mécanismes sous-jacents à l’efficacité du RYGB ne sont pas entièrement compris, et les études sont limitées par des difficultés techniques conduisant à une mortalité élevée chez les modèles animaux. Cet article fournit des instructions sur la façon d’exécuter RYGB chez les rats avec des taux de réussite élevés.

Un protocole pour le pontage gastrique de Roux-en-Y chez le rat à l’aide d’agrafeuses linéaires

Le pontage duodéno-iléal par anastomose unique (ISAD-S) est une procédure bariatrique émergente ayant des effets métaboliques importants. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.

Dérivation duodéno-iléale à anastomose unique avec modèle de gastrectomie à manchon chez la souris

Détermination de la vidange gastrique avec un non-invasive...

Évaluation de la vidange gastrique chez des souris diabétiques non obèses aide d&#39;un [<sup&gt; 13</sup&gt; C]-octanoïque test respiratoire à l&#39;acide

Apprenez le protocole de chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez des souris obèses diabétiques induites par l'alimentation. Cette technique améliore le métabolisme du glucose et réduit la résistance à l'insuline indépendamment de la perte de poids.

Chirurgie de pontage duodénal-jéjunal chez les souris diabétiques obèses induites par l’alimentation

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