Name: Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-15T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Découvrez le modèle d'occlusion distale de l'artère cérébrale moyenne chez la souris C57BL/6J par électrocoagulation transcrânienne. Cette méthode permet d'évaluer les comportements neurologiques et les changements histopathologiques post-AVC.

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Cette étude a été soutenue par les subventions de la Nature Science Foundation de la province du Hubei (2022CFC057).

Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Jianghan et a été mené conformément aux directives éthiques sur les animaux de laboratoire publiées par le Centre de contrôle des maladies de Chine. Des souris C57BL/6J mâles adultes, âgées de 10 semaines, pesant de 24 à 26 g, ont été utilisées dans ce protocole. Toutes les souris ont été logées dans un environnement contrôlé par un cycle lumière/obscurité de 12 heures avec de la nourriture et de l’eau à volonté.
1. Préparation préopératoire
REMARQUE : Les principaux instruments et équipements requis pour ce protocole sont illustrés à la figure 1.
<ol><li>Avant l’intervention, stérilisez les instruments chirurgicaux par autoclavage.</li>
	<li>Administrer le méloxicam par voie sous-cutanée à une dose de 5 mg/kg pour l’analgésie 60 minutes avant la chirurgie.</li>
	<li>Anesthésie la souris avec de l’isoflurane à 5 % dans une chambre d’induction.</li>
	<li>Essuyez la planche de chirurgie chauffante avec de l’éthanol à 75 % et activez l’interrupteur de chauffage avec la température réglée sur 37 °C. Ensuite, positionnez la souris en position latérale gauche sur la planche, la tête positionnée à l’opposé du chirurgien et la queue tournée vers le chirurgien.</li>
	<li>Fixez un masque sur le visage de la souris qui fournit un apport constant de 2 % d’isoflurane et de 0,3 L/min d’oxygène pour l’anesthésie d’entretien. Appliquez la pommade oculaire sur la cornée pour la protéger du dessèchement pendant la procédure.</li>
	<li>Rasez la fourrure de l’orbite gauche au conduit auditif gauche avec un rasoir. Utilisez des crèmes dépilatoires pour enlever la fourrure restante pour la stérilisation.</li>
	<li>Préparez la zone chirurgicale en appliquant trois fois un désinfectant à base de povidone iodé et d’éthanol à 75 %.</li>
</ol>2. Modèle MCAO distal
<ol><li>Vérifiez si la souris est profondément anesthésiée en évaluant les réflexes du pincement de l’orteil.</li>
	<li>Faites une incision verticale entre l’orbite gauche et le conduit auditif gauche à l’aide d’une lame de scalpel stérile.</li>
	<li>Rétractez les tissus mous de la peau à l’aide d’écarteurs et exposez le muscle temporal.</li>
	<li>Utilisez des micropinces droites pour séparer les segments apical et dorsal du muscle temporal du crâne.</li>
	<li>Identifiez la bifurcation de l’ACM, qui prend une forme en « Y » sous l’os temporal avec un biais vers la base du crâne (Figure 2A). REMARQUE : Si la bifurcation de MCA n’est pas visuellement discernable (en raison d’une variation anatomiquement normale), déterminez le vaisseau le plus rostral.</li>
	<li>À l’aide d’une perceuse crânienne électrique, amincissez le crâne pour en faire une fenêtre osseuse (4 mm de diamètre) jusqu’à ce que la dure-mère, avec sa texture translucide, devienne visible. REMARQUE : Ajoutez par intermittence des gouttes de solution saline normale sur le crâne pour éviter la surchauffe pendant ce processus.</li>
	<li>Retirez la dure-mère au-dessus de l’artère à l’aide d’une micro-pince incurvée pour exposer la branche MCA.</li>
	<li>Réglez l’électrocautérisation à 7 W. Coagulez l’artère à l’aide de la pince de coagulation électrique aux sites proximaux et distaux de la bifurcation de l’ACM (Figure 2A). Lorsque la bifurcation n’est pas visible en raison d’une variation anatomique, effectuez la coagulation sur la branche MCA identifiée avec précision (comme mentionné ci-dessus) à deux endroitsdistincts à environ 1 mm de distance.</li>
	<li>Surveillez le flux sanguin de la branche corticale gauche du MCA à l’aide d’un débitmètre sanguin à moucheture laser. REMARQUE : Les souris présentant une réduction du débit sanguin inférieure à 40 % de la valeur de base après l’électrocoagulation ont été exclues de l’étude.</li>
	<li>Suturez le muscle et la peau séparément à l’aide de sutures à l’acide polyglycolique 5-0. Appliquez du gel de diclofénac sodique et de la pommade à la mupirocine sur l’incision cutanée à l’aide d’un coton-tige stérile.</li>
	<li>Placez la souris dans une chambre de récupération. Surveillez toutes les souris jusqu’à ce qu’elles soient complètement réveillées. Fournir du méloxicam (5 mg/kg, SC) pour l’analgésie toutes les 24 h jusqu’à 72 h.</li>
</ol>3. Opération fictive
<ol><li>Reproduire la même procédure que celles mentionnées ci-dessus, à l’exclusion du processus de coagulation artérielle.</li>
</ol>4. Tests comportementaux
REMARQUE : Avant le dMCAO, les souris ont subi un entraînement comportemental deux fois par jour pendant 3 jours. Le 3èmejour après le dMCAO, déplacez les souris dans la salle de test comportemental pour une adaptation environnementale de 2 heures avant le test.
<ol><li>Test de force de préhension14 REMARQUE : Le compteur de force de préhension comprend une jauge de contrainte push-pull et une barre horizontale métallique.<ol><li>Saisissez la base de la queue de la souris. Abaissez progressivement la souris vers la barre de préhension métallique jusqu’à ce qu’elle saisisse la barre horizontale avec les deux pattes avant (Figure 2B).</li>
		<li>Tirez la souris vers l’arrière à une vitesse constante d’environ 2 cm/s et maintenez son corps à l’horizontale.</li>
		<li>Enregistrez la force maximale en grammes (g) lorsque la souris relâche ses pattes avant de la barre.</li>
	</ol></li>
	<li>Essai de pôle15<ol><li>Placez la souris au sommet d’un poteau vertical en bois (50 cm de haut, 1 cm de diamètre), la tête tournée vers le haut, et laissez-la descendre du poteau (Figure 2B).</li>
		<li>Notez le temps mis par la souris pour faire demi-tour (T-turn) et le temps total pour descendre du poteau (T-total) avec un temps de coupure de 60 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Test de retrait du ruban adhésif16<ol><li>Tenez la souris et fixez un morceau de ruban adhésif (2 × 2 mm) sur la patte avant droite de la souris (Figure 2B).</li>
		<li>Remettez la souris dans la cage d’élevage et laissez-la se déplacer librement.</li>
		<li>Enregistrez le temps nécessaire à la souris pour enlever l’adhésif avec une limite de 60 s.</li>
	</ol></li>
	<li>Essai de cylindre17<ol><li>Placez la souris dans un cylindre en verre transparent ouvert (diamètre : 14 cm ; hauteur : 20 cm) et enregistrez son comportement d’exploration spontané debout pendant 3 minutes à l’aide d’une caméra (Figure 2B). REMARQUE : Au cours de la procédure expérimentale, deux miroirs ont été positionnés le long du cylindre pour assurer un enregistrement optimal des mouvements des membres antérieurs.</li>
		<li>Essuyez le cylindre avec de l’éthanol à 75 % pour éliminer les signaux olfactifs résiduels avant de tester la souris suivante.</li>
		<li>Réduisez la vitesse de lecture de la vidéo à 1/5 de la vitesse réelle et comptez le nombre de touches murales avec la patte avant gauche (L) ou droite (R) ou l’utilisation simultanée des deux pattes avant (B). Calculez le taux d’utilisation de la patte avant droite comme suit : (L-R)/(L + R + B) × 100 %.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Perfusion et préparation des échantillons
<ol><li>Euthanasier la souris par injection péritonéale : surdosage de pentobarbital (300 mg/kg). Positionnez la souris en position couchée et immobilisez les membres.</li>
	<li>Faites une incision médiane sur la peau, en partant de la cavité abdominale médiane et en s’étendant vers la région supérieure de la poitrine.</li>
	<li>Ouvrez la poitrine à l’aide de ciseaux chirurgicaux et pliez le xiphoïde vers le haut à l’aide d’un hémostat. Retirez soigneusement le poumon et le diaphragme pour exposer le cœur.</li>
	<li>Insérez l’extrémité de l’aiguille de perfusion dans le ventricule gauche et percez l’oreillette droite avec des ciseaux. Perfuser le cœur avec 20 ml de solution saline normale par le ventricule gauche.</li>
	<li>Décapitez la souris et ouvrez le cuir chevelu le long de la ligne médiane entre les yeux. Coupez l’os des deux côtés, en partant de la base du crâne et en s’ouvrant jusqu’à l’orbite.</li>
	<li>Soulevez le calvarium et détachez doucement le cerveau de la base du crâne à l’aide d’une pince. REMARQUE : Les cerveaux de la moitié des souris ont été soumis à une coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC), tandis que les cerveaux de l’autre moitié ont fait l’objet d’un examen histologique.</li>
	<li>Faites tremper les cerveaux dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant la nuit pour une analyse histologique de suivi.</li>
</ol>6. Identification du volume de l’infarctus
<ol><li>Placez le cerveau dans un compartiment congélateur à -20 °C du réfrigérateur pendant 20 min.</li>
	<li>Positionnez le cerveau dans la matrice cérébrale de 1 mm et coupez le cerveau en sections coronaires d’une épaisseur de 2 mm à l’aide de lames de microtome.</li>
	<li>Transférez les sections cérébrales dans une plaque de culture à 24 puits et ajoutez 2 % de TTC pour couvrir le tissu cérébral. Mettez la plaque de culture à 24 puits dans un four à température constante pendant 30 min avec la température réglée à 37 °C.</li>
	<li>Soulevez soigneusement les sections du cerveau et fixez-les dans une solution de paraformaldéhyde à 4% pendant 15 min.</li>
	<li>Effectuez un balayage optique de ces sections cérébrales avec une résolution de 1200 x 1200 dpi par un scanister.</li>
	<li>Mesurez le volume de l’infarctus cérébral en additionnant la zone de l’infarctus de chaque section (aire de l’hémisphère droit moins zone non blessée de l’hémisphère gauche) à l’aide du logiciel Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Calculez le pourcentage de volume d’infarctus comme volume d’infarctus/volume de l’hémisphère droit × 100%.</li>
</ol>7. Analyse histopathologique et de coloration immunofluorescente
<ol><li>Prélevez les échantillons de cerveau de la solution de paraformaldéhyde et rincez-les à l’eau courante pendant 1 h.</li>
	<li>Transférez les échantillons de cerveau dans la machine automatisée de déshydratation des tissus. Lancez le programme prédéfini pour la déshydratation, la vitrification et l’immersion dans la cire. Incorporez les échantillons de cerveau déshydraté dans de la paraffine et coupez-les en sections de 5 m d’épaisseur à l’aide d’un microtome.</li>
	<li>Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E)<ol><li>Dépiaffinez les sections avec du xylène 3 fois pendant 8 minutes chacune.</li>
		<li>Réhydrater les sections en les immergeant successivement dans de l’éthanol à gradient (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) et de l’eau distillée pendant 5 min à chaque fois.</li>
		<li>Colorer les sections avec la solution d’hématoxyline pendant 5 min.</li>
		<li>Rincez les sections à l’eau distillée pour laver les résidus d’hématoxyline, puis trempez-les dans de l’alcool à 5% d’acide chlorhydrique pour une différenciation 5-s. Lavez les sections à l’eau distillée pendant 2 min.</li>
		<li>Teindre les sections avec une solution d’éosine pendant 30 secondes et rincer l’excès de liquide colorant à l’eau distillée.</li>
		<li>Immergez les sections dans 90% d’éthanol, 95% d’éthanol, 100% d’éthanol et xylène (2 fois) successivement pendant 5 min à chaque fois. Montez les sections avec un support de montage neutre pour baume.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration par immunofluorescence<ol><li>Daffinez les sections avec du xylène 3 fois pendant 8 min à chaque fois.</li>
		<li>Réhydratez les sections en les immergeant successivement dans de l’éthanol dégradé (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) et de l’eau distillée pendant 5 min à chaque fois.</li>
		<li>Préchauffez la solution de récupération de l’antigène citrate à ébullition au micro-ondes. Immergez les sections dans la solution de récupération de l’antigène. Réchauffez le tampon de récupération d’antigène à faible puissance (20 W) pendant 20 min.</li>
		<li>Éteignez le micro-ondes et laissez le tampon de récupération d’antigène refroidir à température ambiante (RT).</li>
		<li>Lavez les sections trois fois avec 0,1 mM de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 5 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Incuber les sections avec une solution bloquante (5 % d’albumine sérique bovine) à la RT pendant 1 h pour bloquer la liaison non spécifique de l’immunoglobuline.</li>
		<li>Incuber les sections avec de l’anticorps anti-NeuN de lapin (1:300), de l’anticorps anti-Iba-1 de lapin (1:500) et de l’anticorps anti-GFAP de souris (1:500) à 4°C pendant la nuit.</li>
		<li>Lavez les sections trois fois avec 0,1 mM PBS pendant 5 minutes à chaque fois.</li>
		<li>Incuber les sections avec des IgG conjuguées Alexa 594 anti-lapin (1:500) ou des IgG conjuguées Alexa 488 (1:500) pendant 1 h à RT.</li>
		<li>Lavez les sections avec 0,1 mM de PBS et montez-les avec un support de montage anti-décoloration contenant du 4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI).</li>
		<li>Prenez des images de trois champs microscopiques (300 μm × 300 μm) à l’intérieur de la pénombre ischémique à l’aide d’un microscope fluorescent à 594 nm et 488 nm, respectivement.</li>
		<li>À l’aide du logiciel ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), estimez la densité cellulaire colorée positivement en faisant la moyenne du nombre de cellules dans la pénombre ischémique19.</li>
	</ol></li>
</ol>

Occlusion de l’artère moyenne distale pour développer un modèle murin d’AVC ischémique

<ol><li>Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperacute+management+of+ischemic+strokes%3A+JACC+Focus+Seminar%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar.</a> J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).</li>
<li>GBD 2016 Stroke Collaborators. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+stroke%2C+1990-2016%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+study+2016%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016.</a> Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).</li>
<li>Joo, H., Wang, G., George, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+literature+review+of+cost-effectiveness+of+intravenous+recombinant+tissue+plasminogen+activator+for+treating+acute+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke+Vasc+Neurol%22%5BJournal%5D)">A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke.</a> Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).</li>
<li>Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+functional+stroke+mimic+patients%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis.</a> Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).</li>
<li>Tamura, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+cerebral+ischaemia+in+the+rat%3A+Description+of+technique+and+early+neuropathological+consequences+following+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).</li>
<li>Kuraoka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+experimental+occlusion+of+the+distal+middle+cerebral+artery+induces+high+reproducibility+of+brain+ischemia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice.</a> Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).</li>
<li>Orset, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+in+situ+thromboembolic+stroke+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion.</a> Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Des+Devel+Ther%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Candelario-Jalil, E., Paul, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+aging+and+comorbidities+on+ischemic+stroke+outcomes+in+preclinical+animal+models%3A+A+translational+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective.</a> J Exp Neurol. 335, 113494(2021).</li>
<li>Zuo, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attenuation+of+secondary+damage+and+A%CE%B2+deposits+in+the+ipsilateral+thalamus+of+dMCAO+rats+through+reduction+of+cathepsin+B+by+bis%28propyl%29-cognitin%2C+a+multifunctional+dimer%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer.</a> Neuropharmacology. 162, 107786(2020).</li>
<li>Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular%2C+histological%2C+and+behavioral+pathological+alterations+associated+with+the+mouse+model+of+photothrombotic+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chem+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke.</a> J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).</li>
<li>Caleo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rehabilitation+and+plasticity+following+stroke%3A+Insights+from+rodent+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models.</a> Neuroscience. 311, 180-194 (2015).</li>
<li>Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice%3A+permanent+coagulation+of+the+distal+middle+cerebral+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery.</a> J Vis Exp. (89), e51729(2014).</li>
<li>Lavayen, B. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotection+by+the+cannabidiol+aminoquinone+VCE-004.8+in+experimental+ischemic+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochem+Int%22%5BJournal%5D)">Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice.</a> Neurochem Int. 165, 105508(2023).</li>
<li>Hu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cathepsin+B+knockout+confers+significant+brain+protection+in+the+mouse+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke.</a> J Exp Neurol. 368, 114499(2023).</li>
<li>Yu, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optochemogenetic+stimulation+of+transplanted+iPS-NPCs+enhances+neuronal+repair+and+functional+recovery+after+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke.</a> J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).</li>
<li>Lin, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opening+a+new+time+window+for+treatment+of+stroke+by+targeting+HDAC2%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2.</a> J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).</li>
<li>Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SAT%3A+Free+software+for+the+semi-automated+analysis+of+rodent+brain+sections+with+2%2C3%2C5-triphenyltetrazolium+chloride+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining.</a> Front Neurosci. 13, 102(2019).</li>
<li>Jensen, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+histological+staining+and+fluorescence+using+ImageJ%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ.</a> Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).</li>
<li>Donahue, J., Wintermark, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+CT+and+acute+stroke+imaging%3A+foundations%2C+applications%2C+and+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review.</a> J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).</li>
<li>Sun, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+L-3-n-butylphthalide+pretreatment+attenuates+ischemic+brain+injury+in+mice+with+permanent+distal+middle+cerebral+artery+occlusion+through+the+Nrf2+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway.</a> Heliyon. 8 (7), e09909(2022).</li>
<li>Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+outcome+measures+to+improve+experimental+stroke+research%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research.</a> Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).</li>
<li>Hao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+mechanism+of+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+with+treatment+of+stepharine+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Phytomedicine%22%5BJournal%5D)">Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats.</a> Phytomedicine. 79, 153353(2020).</li>
<li>Pietrogrande, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+oxygen+post+conditioning+prevents+thalamic+secondary+neuronal+loss+caused+by+excitotoxicity+after+cortical+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke.</a> Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).</li>
<li>Shi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke+subtype-dependent+synapse+elimination+by+reactive+gliosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice.</a> Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).</li>
<li>Chen, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aryl+hydrocarbon+receptor+modulates+stroke-induced+astrogliosis+and+neurogenesis+in+the+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22JNeuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain.</a> JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont pas d’intérêts conflictuels à divulguer.

Dans le protocole actuel du modèle dMCAO d’électrocoagulation par craniotomie, les interventions chirurgicales sont menées avec un minimum d’invasivité, dans lequel seule une partie du muscle temporal est séparée pour atténuer les effets indésirables sur la fonction masticatoire. Les souris se sont toutes bien rétablies après la procédure, sans qu’aucun cas de difficultés d’alimentation n’ait été observé. L’ACM peut être facilement discernée dans l’os temporal de la souris, facilitant ainsi l’identification précise des e...

L’accident vasculaire cérébral est une maladie cérébrovasculaire aiguë fréquente caractérisée par une incidence élevée d’invalidité et de mortalité1. Sur l’ensemble des cas d’AVC, près de 80 % appartiennent à l’AVC ischémique2. Jusqu’à présent, la thrombolyse intraveineuse reste l’une des rares approches productives pour le traitement de l’AVC ischémique aigu. Cependant, l’efficacité du traitement thrombolytique est limitée par la fenêtre temporelle efficace étroite et la survenue d’une transformation hémorragique3. Dans la phase de rééducation à long terme après un AVC ischémique, un nombre considérable de patients sont susceptibles de présenter des dysfonctionnements neurologiques durables4. Des recherches plus approfondies sont nécessaires de toute urgence pour démêler les mécanismes physiopathologiques sous-jacents de l’AVC ischémique, ainsi que pour faciliter le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques ciblant l’AVC ischémique. L’établissement d’un modèle fiable et reproductible de l’AVC ischémique est crucial pour la recherche fondamentale ainsi que pour la recherche translationnelle ultérieure dans le domaine de l’AVC ischémique.
En 1981, Tamura et al. ont développé un modèle d’ischémie cérébrale focale en utilisant l’électrocoagulation transcrânienne au site proximal de l’artère cérébrale moyenne (ACM)5. Depuis lors, de nombreux chercheurs ont utilisé diverses méthodologies telles que la ligature, la compression ou le clipping pour induire une occlusion distale de MCA (dMCAO) pour établir des modèles d’AVC ischémique transitoire ou permanent 6,7,8. Par rapport au modèle de filament, le modèle dMCAO présente des avantages notables tels qu’une taille d’infarctus plus petite et un taux de survie plus élevé, ce qui le rend plus adapté à l’étude de la récupération fonctionnelle à long terme après un AVC ischémique9. De plus, le modèle dMCAO démontre un taux de survie plus élevé chez les rongeurs âgés par rapport au modèle à filament, ce qui en fait un outil avantageux pour l’étude de l’AVC ischémique chez les personnes âgées et les modèles animaux comorbides10. Il a été démontré que le modèle d’AVC photothrombotique (PT) possède les caractéristiques d’une intervention chirurgicale moins invasive et d’un taux de mortalité significativement faible. Cependant, le modèle PT présente un degré plus élevé de nécrose cellulaire et d’œdème tissulaire par rapport au modèle dMCAO, conduisant à l’absence de circulation collatérale11. De plus, il convient de noter que les lésions ischémiques observées dans le modèle PT résultent principalement d’une occlusion microvasculaire, qui diffère considérablement de l’ischémie cérébrale induite par l’embolie des gros vaisseaux dans le modèle dMCAO12.
Dans cet article, nous présentons la méthodologie permettant d’induire le modèle murin dMCAO en coagulant le MCA distal via une craniotomie à fenêtre osseuse. De plus, nous avons effectué des examens histologiques et des évaluations comportementales pour caractériser de manière exhaustive les agressions ischémiques et les résultats des accidents vasculaires cérébraux dans ce modèle expérimental. Notre objectif est de familiariser les chercheurs avec ce modèle et de faciliter d’autres recherches sur les mécanismes pathologiques de l’AVC ischémique.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>108380</td><td>Colorant pour coloration TTC</td></tr><tr><td>Plaque de culture à 24 puits</td><td>Corning (États-Unis)</td><td>CLS3527</td><td>Récipient pour coloration TTC</td></tr><tr><td>4 % paraformaldéhyde</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1101</td><td>Fixation tissulaire</td></tr><tr><td>5 % d’albumine sérique bovine</td><td>Wuhan BOSTER Bio Co., Ltd.</td><td>AR004</td><td>Blocage d’antigène non spécifique</td></tr><tr><td>5-0 Suture à l’acide polyglycolique</td><td>Jinhuan Medical Co., Ltd</td><td>KCR531</td><td>Matériau pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Appareil d’anesthésie</td><td>Midmark Corporation</td><td>VMR</td><td>Animal anesthésié</td></tr><tr><td>Support de montage Antifade</td><td>Beyotime Biotech</td><td>P0131</td><td>Joint pour coloration IF</td></tr><tr><td>Automatisation-déshydratation des tissus&nbsp ; machine</td><td>Leica Biosystems (Allemagne)</td><td>TP1020</td><td>Tissu déshydraté</td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Veet (France)</td><td>20220328</td><td>Matériel pour chirurgie</td></tr><tr><td>Diclofénac&nbsp ; sodium&nbsp ; gel</td><td>Wuhan Ma Yinglong Pharmaceutical &nbsp ;Co., Ltd.</td><td>H10950214</td><td>Analgésie pour animaux</td></tr><tr><td>Pointe de forage (0,8 mm)</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td></td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Solution de coloration à l’éosine</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1001</td><td>Colorant pour H& E coloration</td></tr><tr><td>Pommade oculaire</td><td>Guangzhou Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H44023098</td><td>Matériau pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Microscope à fluorescence</td><td>Olympus (Japon)</td><td>BX51</td><td>Acquisition d’images</td></tr><tr><td>GFAP Anticorps monoclonal de souris Cell</td><td>Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>3670</td><td>Anticorps primaire pour la coloration IF</td></tr><tr><td>Chèvre anti-souris Alexa 488-conjugué IgG</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, États-Unis)</td><td>4408</td><td>Deuxième anticorps pour la coloration IF</td></tr><tr><td>Chèvre anti-lapin Alexa 594-conjugué IgG</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>8889</td><td>Deuxième anticorps pour coloration IF</td></tr><tr><td>Appareil de mesure de la force de préhension</td><td>Shanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.</td><td>XR501</td><td>Équipement pour test comportemental</td></tr><tr><td>Solution de coloration à l’hématoxyline</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1004</td><td>Colorant pour H& E coloration</td></tr><tr><td>Iba1 Anticorps monoclonal de lapin</td><td>Abcam</td><td>ab178846</td><td>Anticorps primaire pour la coloration IF</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>R510-22-10</td><td>Débitmètre sanguin Doppler laser animal anesthésié</td></tr><tr><td></td><td>Moor Instruments (UK)</td><td>moorVMS Surveillance du</td><td>débit sanguin</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer-Ingelheim</td><td>J20160020</td><td>Analgésie pour animaux</td></tr><tr><td>Microdrill</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>78001</td><td>Matériel chirurgical</td></tr><tr><td>Set d’instruments microchirurgicaux</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>SP0009-R</td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Production de coupes de tissus</td></tr><tr><td>Lame de microtome</td><td>Leica Biosystems (Allemagne)</td><td>819</td><td>Production de coupes de tissus</td></tr><tr><td>Générateur d’électrocoagulation monopolaire</td><td>Spring Scenery Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>CZ0001</td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Pommade à la mupirocine</td><td>Tianjin Smith Kline & Laboratoires < français > Ltée</td><td>H10930064</td> Anticorps monoclonal <td>anti-infectieux pour lapin NeuN animal</td></tr><tr><td></td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>24307</td><td>Anticorps primaire pour la coloration IF</td></tr><tr><td>Neutre baume</td><td>Absin Bioscience</td><td>abs9177</td><td>Sceau pour H& E coloration Centre d’enrobage</td></tr> de <tr><td>paraffine</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>EC 350</td><td>Produire des blocs de paraffine</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3761</td><td>Animal euthanasié</td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate</td><td>Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd</td><td>C0221A</td><td>Rinçage pour section</td></tr><tr><td>de tissu Rasoir</td><td>Shenzhen Codos Electrical Appliances Co.,Ltd.</td><td>CP-9200</td><td>Équipement pour la chirurgie</td></tr><tr><td>Solution de citrate de sodium</td><td>Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.</td><td>P0083</td><td>Récupération d’antigène pour la coloration IF</td></tr></tbody></table>

induction de l’avc ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Induction of Acute Ischemic Stroke in Mice Using the Distal Middle Artery Occlusion Technique

L’AVC ischémique reste la principale cause de mortalité et de déficience fonctionnelle parmi les populations adultes à l’échelle mondiale. Seule une minorité de patients victimes d’un AVC ischémique sont éligibles pour recevoir une thrombolyse intravasculaire ou une thrombectomie mécanique dans la fenêtre de temps optimale. Parmi ces survivants d’AVC, environ deux tiers souffrent de dysfonctionnements neurologiques sur une période prolongée. L’établissement d’un modèle expérimental stable et reproductible de l’AVC ischémique est extrêmement important pour approfondir l’étude des mécanismes physiopathologiques et développer des stratégies thérapeutiques efficaces pour l’AVC ischémique. L’artère cérébrale moyenne (ACM) représente l’emplacement prédominant de l’AVC ischémique chez l’homme, l’occlusion de l’ACM servant de modèle fréquemment utilisé de l’ischémie cérébrale focale. Dans ce protocole, nous décrivons la méthodologie d’établissement du modèle d’occlusion distale de MCA (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6. Étant donné que le site d’occlusion est situé au niveau de la branche corticale de l’ACM, ce modèle génère une lésion infarctus modérée limitée au cortex. La caractérisation neurologique, comportementale et histopathologique a mis en évidence un dysfonctionnement moteur visible, une dégénérescence neuronale et une activation prononcée de la microglie et des astrocytes dans ce modèle. Ainsi, ce modèle de souris dMCAO fournit un outil précieux pour étudier l’ischémie, l’AVC et la valeur de la popularisation.

Les principaux instruments utilisés pour effectuer le dMCAO sont l’ensemble d’instruments microchirurgicaux, le vaporisateur d’isoflurane et le générateur d’électrocoagulation microchirurgicale monopolaire illustré à la figure 1. La procédure expérimentale de cette étude est illustrée à la figure 2. En bref, une petite craniotomie osseuse a été utilisée pour exposer le MCA distal, qui a ensuite été coagulé pour induire une ischémie cérébrale focale permanente ch...

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle distal d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (dMCAO) par électrocoagulation transcrânienne chez les souris C57BL/6J et évaluons le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

Ischemic stroke remains the predominant cause of mortality and functional impairment among the adult populations globally. Only a minority of ischemic ...

Dans la présente recherche, nous visons à fournir un protocole complet et détaillé pour établir un modèle d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne chez les souris C57BL/6J en utilisant l’électrocoagulation transcrânienne et nous avons évalué le comportement neurologique et les caractéristiques histopathologiques ultérieurs. L’artère cérébrale moyenne, ou ACM, est reconnue comme le principal site de l’AVC ischémique chez l’homme. Les méthodes d’occlusion MCA, y compris la technique, l’introduction photochimique et l’occlusion, ont été largement employées pour induire une ischémie cérébrale focale chez les rongeurs.Comparé à d’autres modèles d’ischémie, ce modèle présente l’avantage d’un caractère moins invasif chirurgical, d’une taille d’infarctus plus petite et d’un taux de survie plus élevé, ce qui le rend plus adapté à l’étude de la récupération fonctionnelle à long terme après un accident vasculaire cérébral ischémique. Dans l’ensemble, l’approche actuelle génère efficacement un modèle expérimental fiable de l’AVC ischémique qui présente une grande capacité de survie et une excellente répétabilité. Par conséquent, cette méthodologie constitue un outil inestimable pour la recherche fondamentale et translationnelle dans le domaine de l’AVC.À l’avenir, nous utiliserons des paradigmes de comportement tels que la reconnaissance de nouveaux objets et le labyrinthe d’eau pour étudier les altérations dynamiques des capacités d’apprentissage et de mémoire à long terme chez les souris distales occluses de MCA. Cela nous permettra de déterminer la viabilité de leur utilisation comme modèle animal pour les études sur les troubles cognitifs après un AVC.

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L'occlusion filamenteux de l'artère cérébrale moyenne est un modèle commun pour l'étude de l'AVC ischémique chez la souris.

Course de modélisation chez la souris - Moyen-occlusion artérielle cérébrale avec le modèle filamentaire

Nous démontrons dans la vidéo un procédé pour produire une occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez des souris adultes en utilisant un monofilament intraluminale. Nous montrons aussi comment évaluer l'étendue de l'infarctus cérébral par le chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) coloration.

Modèle murin d&#39;occlusion artère cérébrale moyenne

Le intraluminale de l'artère cérébrale occlusion (MCAO) est le modèle le plus fréquemment utilisé chez les modèles expérimentaux ischémiques AVC. Ici, nous allons démontrer tout le modèle en détail avec le guide de Laser Doppler, et ses résultats représentatifs.

Intraluminale Occlusion Artère cérébrale moyenne (MCAO) Modèle pour l&#39;AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez la souris

Le modèle de milieu intraluminal occlusion cérébrale chez la souris est présentée ici. L'étendue de l'infarctus cérébral est évaluée par un score neurologique et coloration au violet de crésyl, une alternative à la coloration TTC, offrant le grand avantage de tester en parallèle de nombreux marqueurs d'intérêt.

Modèle murin d&#39;MCAO intraluminale: Évaluation infarctus cérébral par coloration au violet de crésyl

Différents modèles murins de l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCAO) sont largement utilisés dans les recherches sur le cerveau expérimentale. Ici, nous démontrons le modèle de transcrânienne OAMC distale permanente qui produit infarctus cortical cohérente d'une taille correspondant à des dommages imposée par la majorité des accidents ischémiques cérébraux humains.

Modélisation des maladies chez les souris: Coagulation permanente de l&#39;artère cérébrale moyenne distale

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Approche chirurgicale pour Occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

Nous décrivons un modèle murin d’AVC induit par l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne à l’aide d’une suture recouverte de silicone. Le protocole peut être appliqué pour induire une occlusion permanente ou une ischémie temporaire, suivie d’une reperfusion.

Induction de l&#39;AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l&#39;artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

Intraluminale filament une occlusion de l’artère cérébrale moyenne est le modèle le plus souvent utilisé en vivo d’accidents cérébrovasculaires chez les rongeurs. Une autre approche chirurgicale pour permettre la réparation de l’artère carotide commune est effectuée ici, qui permet à la reperfusion de l’artère carotide commune et une reperfusion intégrale sur le territoire de l’artère cérébrale moyenne.

Occlusion de l’artère cérébrale moyenne permettant une Reperfusion par l’intermédiaire de réparation de l’artère carotide commune chez les souris

Un modèle murin d’ischémie-reperfusion cérébrale est mis en place pour étudier la physiopathologie des accidents vasculaires cérébraux. Nous distalement ligaturer l’artère cérébrale moyenne droite et artère carotide commune droite et restaurer le flux sanguin après 10 ou 40 min d’ischémie.

Modèle de souris de deux vaisseaux Occlusion d’ischémie-reperfusion cérébrale

Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.

Un modèle modifié d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne transcrânienne pour étudier les résultats de l’AVC chez des souris âgées

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Découvrez le modèle d'occlusion distale de l'artère cérébrale moyenne chez la souris C57BL/6J par électrocoagulation transcrânienne. Cette méthode permet d'évaluer les comportements neurologiques et les changements histopathologiques post-AVC.

Induction de l’AVC ischémique aigu chez la souris à l’aide de la technique d’occlusion de l’artère moyenne distale

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