Mise en place d’un modèle murin expérimental de l’endométriome pour étudier l’infertilité associée

La portée de notre recherche est axée sur la compréhension des mécanismes sous-jacents à l’infertilité associée à l’endométriome. Nous visons à combler le manque de connaissances en développant un modèle murin qui simule l’endométriome et en étudiant son impact sur la fertilité. Dans le domaine de la recherche sur l’endométriose, les développements récents comprennent des progrès dans la compréhension des mécanismes moléculaires sous-jacents à l’endométriose, l’identification de nouveaux marqueurs pour le diagnostic et le traitement, et le développement de modèles innovants pour étudier des sous-types spécifiques comme l’endométriome. Ces développements contribuent à améliorer les connaissances et les stratégies thérapeutiques potentielles pour l’endométriose. Les défis expérimentaux actuels dans la recherche sur l’endométriome comprennent l’absence d’un modèle animal fiable, une compréhension limitée de la pathogenèse et de l’impact sur la fertilité, et la nécessité d’études de récidive et de tests de diagnostic. Le modèle murin de l’endométriome et l’intégration des résultats permettent de relever ces défis et de faire progresser le domaine.

Notre protocole offre des avantages distincts par rapport aux autres techniques. Il se concentre spécifiquement sur l’imitation de l’endométriome alors qu’aucun autre sous-type n’a été établi par cette méthode. Avec un taux de réussite élevé, il permet des modifications génétiques et reproduit des caractéristiques reproductives similaires à celles de l’homme, ce qui en fait un outil précieux pour étudier l’infertilité liée à l’endométriome. Nos résultats ont ouvert la voie à une nouvelle ère de la recherche sur l’endométriose. En comblant une lacune de longue date, notre modèle promet des perspectives transformatrices, révolutionnant notre compréhension, notre traitement et potentiellement notre prévention de l’endométriome. En intégrant les résultats d’études sur la récidive et de diagnostic, notre recherche améliore le contexte plus large de la recherche sur l’endométriose et des soins aux patientes.

[Narrateur] Après avoir recueilli la litière contenant des phéromones mâles, introduisez-les dans la cage de la souris femelle pendant 48 heures. Versez 10 millilitres de PBS dans une boîte de Pétri et plongez-y une extrémité d’un coton-tige pour absorber le liquide. Sortez délicatement une souris de sa cage et placez-la sur le couvercle. Insérez délicatement le coton-tige humidifié dans le vagin et tournez doucement l’écouvillon à 45 degrés par rapport à l’axe long du corps de l’animal. Après avoir collecté les cellules des parois lumineuses vaginales, retirez soigneusement l’écouvillon. Roulez doucement l’embout de l’écouvillon sur une lame de verre propre et pré-étiquetée pour transférer les cellules collectées. Examinez la lame au microscope pour détecter la présence de cellules épithéliales cornifiées indiquant le stade de l’œstrus. Pour commencer, désinfectez la région abdominale de la souris femelle au stade de l’œstrus euthanasiée par donneur avec de l’éthanol à 70 %. Utilisez des ciseaux chirurgicaux stériles pour faire une incision d’un centimètre le long de la ligne médiane du péritoine, exposant la couche musculaire. Ensuite, utilisez une autre paire de ciseaux pour couper la couche musculaire et révéler la cavité pelvienne. Fermez les pointes de la pince et soulevez doucement les intestins à l’aide de la partie centrale émoussée. Après avoir localisé l’utérus, disséquez stérilement toute la corne utérine, en veillant à l’ablation des deux cornes utérines. Placez les tissus excisés dans une boîte de Pétri contenant du PBS et retirez les tissus adipeux en excès. À l’aide d’un scalpel stérile, disséquez minutieusement les tissus en morceaux cubes d’un millimètre. Ajoutez périodiquement du PBS pour garder les tissus humides. Placez la souris receveuse anesthésiée en position couchée sur une planche chirurgicale stérile. Identifiez le site chirurgical en manipulant doucement les pattes arrière pour sentir une proéminence osseuse sous la peau. Désinfectez la zone chirurgicale avec un tampon à 70 % d’éthanol, puis avec de la bétadine. À l’endroit choisi, faites une incision latérale précise entre trois et cinq millimètres. Stabiliser l’ovaire à l’aide d’une pince à main non dominante et injecter 100 microlitres de PBS dans la bourse ovarienne en observant une légère séparation. Faites une petite fente dans la bourse et, à l’aide d’une micro-pince, transplantez les fragments de tissu utérin cubiques d’un millimètre. Après la chirurgie, suturez les couches musculaires avec des sutures résorbables et la peau avec des sutures non résorbables. Après quatre semaines, retirez la souris receveuse transplantée de la cage d’hébergement. Faites une incision médiane sur la souris receveuse euthanasiée et exposez la cavité abdominale pour l’inspection des organes. Inspectez soigneusement la cavité abdominale à la recherche de lésions endométriosiques externes. Ensuite, extrayez les ovaires avec des lésions visibles pour la photographie. Fixez les ovaires avec des lésions dans du formol tamponné neutre à 10 %. Après avoir sectionné et monté les sections de tissu sur une lame, placez la solution de xylène de la lame pour éliminer la paraffine. Réhydratez les sections de tissu en plaçant la lame dans une série de concentrations décroissantes d’éthanol. Traitez des coupes de tissus avec de l’acide périodique à 1 % pendant cinq à 10 minutes à température ambiante. Ensuite, rincez abondamment la lame à l’eau distillée pour éliminer tout acide périodique résiduel. Maintenant, colorez des sections de tissu avec une solution de décalage pendant 15 minutes. Rincez la lame à l’eau chaude du robinet pour enlever l’excès de tache, puis à l’eau distillée. Contre-colorez les sections de tissu avec de l’hématoxyline de Mayer pendant deux à trois minutes. Rincez la lame à l’eau courante du robinet avant d’appliquer le réactif bleuissant pendant 30 secondes. Après avoir rincé la lame à l’eau distillée, déshydratez les sections en augmentant les concentrations d’éthanol. Immergez les sections dans du xylène pour les rendre transparentes. Appliquez un support de montage sur les sections et placez doucement une lamelle en évitant les bulles d’air. Après le séchage, examinez la lame au microscope optique pour détecter la présence de glandes endométriales, de stroma et de kystes hémorragiques confirmant l’endométriose dans l’ovaire. Par rapport au groupe témoin fictif, la croissance kystique ectopique de l’endomètre était visible en association avec la morphologie ovarienne quatre semaines après la transplantation dans le groupe endométrial. Un examen histopathologique plus approfondi a confirmé l’implantation réussie du tissu endométrial ectopique dans le groupe endométrial.