Name: Électromyographie monofibre stimulée (SFEMG) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 30 s
Description: Apprenez la technique SFEMG pour évaluer la transmission des jonctions neuromusculaires chez le rat. Cette méthode permet de quantifier le jitter et le blocage des potentiels d'action in vivo.

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Tous les protocoles ont été approuvés et exécutés conformément aux règlements établis par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Missouri.
1. Préparation des animaux et administration de l’anesthésie
<ol><li>Mettez un équipement de protection individuelle approprié.</li>
	<li>Avant l’intervention, mesurez le poids du rat pour déterminer la dose appropriée pour les médicaments basés sur le poids et les réglages de la ventilation.</li>
	<li>Induire une anesthésie avec 3 à 5 % d’isoflurane inhalé. Une fois qu’un niveau adéquat d’anesthésie est établi, positionnez le rat en position couchée et maintenez l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane inhalé.</li>
	<li>Vérifiez l’adéquation de la profondeur de l’anesthésie en appuyant doucement sur le coussinet du pied des membres postérieurs avec une pince pour observer l’absence de réponse de retrait.</li>
	<li>Maintenir la température corporelle à 37 °C.</li>
	<li>Appliquez une pommade à base de pétrole approuvée par un vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse. Surveillez la profondeur de l’anesthésie en observant la fréquence respiratoire et en évaluant les réponses de retrait lors de l’application d’une pression sur le repose-pieds à l’aide d’une pince.</li>
	<li>Rasez le membre postérieur à évaluer à l’aide d’une tondeuse. Après une épilation adéquate, à l’aide d’un ruban adhésif, positionnez le membre à étudier avec la cheville fixée à environ 90° de dorsiflexion, le genou en extension et la hanche en abduction.</li>
	<li>Surveillez en permanence la respiration et le rythme cardiaque du rat pendant toute la durée de l’expérience. REMARQUE : Une augmentation de la fréquence cardiaque est couramment utilisée comme indicateur d’une profondeur d’anesthésie insuffisante.</li>
	<li>Administrer de l’isoflurane pour euthanasier le rat, à une dose de 5 % ou plus, jusqu’à ce qu’il cesse de respirer pendant au moins 3 minutes. Confirmer l’euthanasie par décapitation.</li>
</ol>2. Placement et configuration des électrodes
REMARQUE : La transmission NMJ du nerf sciatique et du muscle gastrocnémien est évaluée à l’aide du système d’électromyographie (EMG). Reportez-vous à la table des matériaux.
<ol><li>Insérez une paire d’aiguilles monopolaires isolées de 28 G pour stimuler le nerf sciatique avec la cathode dans la région du membre postérieur proximal, tandis que l’anode est plus proximale dans le tissu sous-cutané recouvrant le sacrum.</li>
	<li>Assurez-vous que les électrodes de stimulation ne sont pas placées à proximité immédiate du nerf sciatique ou excessivement profondes pour éviter de blesser directement le nerf sciatique ou d’autres structures adjacentes.</li>
	<li>Placez une électrode de terre jetable sur la patte postérieure ou la queue controlatérale.</li>
	<li>Placez avec précaution une électrode aiguille de calibre 27 et de 25 mm spécialement conçue pour l’EMG à fibre unique, dotée d’une surface d’enregistrement en matériau platine-iridium, dans le muscle gastrocnémien droit. Assurez-vous que les électrodes SFEMG sont autoclavées avant chaque utilisation pour maintenir la stérilité.</li>
	<li>Insérez l’électrode de l’aiguille SFEMG en parallèle avec les fibres du muscle gastrocnémien pour capturer les potentiels d’action des fibres uniques (SFAP).</li>
	<li>Évitez les lésions musculaires lors de l’insertion et de la manœuvre de l’aiguille SFEMG dans le muscle.</li>
</ol>3. Procédure d’électromyographie monofibre stimulée (SFEMG)
<ol><li>Appliquez une stimulation à courant constant sur le nerf sciatique droit à une fréquence de 10 Hz en utilisant une plage d’intensité de 0,3 à 10 mA et une durée d’impulsion de 0,1 ms.</li>
	<li>Configurez les paramètres du filtre dans un filtre basse fréquence de 1 kHz et un filtre haute fréquence de 10 kHz. Ajustez le gain de 200 μV à 1000 μV par division pour faciliter la visualisation des potentiels. Réglez la vitesse de balayage à 500 μs par division.</li>
	<li>Ajustez l’intensité du stimulus pour déclencher et isoler les SFAP pour l’enregistrement et l’analyse ultérieure.<ol><li>Pour identifier et analyser une réponse en tant que SFAP, assurez-vous que les critères spécifiques mentionnés ci-dessous sont remplis : Assurez-vous que le temps de montée entre le pic de référence et la phase négative est inférieur à 500 μs, que l’amplitude minimale (crête de base à négative) est d’au moins 200 μV et que la réponse présente systématiquement un comportement tout ou rien (taille et forme stables entre les réponses). REMARQUE : Il est essentiel que les réponses récurrentes présentent des phases ascendantes cohérentes sans encoches ni points d’inflexion. Notez que le dernier critère est crucial pour distinguer un signal de qualité de la somme de plusieurs signaux.</li>
	</ol></li>
	<li>Calculez la gigue, ou variabilité de la latence SFAP (temps entre la stimulation et la phase ascendante du pic négatif de SFAP) entre des décharges consécutives, après au moins 50 stimulations (50-100 stimulations), et évaluez et quantifiez le blocage. REMARQUE : Le blocage peut être évalué comme la présence ou l’absence à chaque synapse ou comme le pourcentage de stimulations qui ne parviennent pas à déclencher la génération de potentiel d’action d’une seule fibre. La gigue est calculée à l’aide de l’équation7 suivante (la gigue est généralement calculée automatiquement par les systèmes d’électromyographie des cliniques) : <img alt="Diagramme de formule de gigue MCD ; Méthode de calcul de la gigue en microsecondes à l’aide d’intervalles entre impulsions." src="/files/ftp_upload/66452/66452eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Equation 1"> MCD = Valeur moyenne de la différence consécutive IPI = Intervalle d’interpotentiel</li>
	<li>Répétez le processus pour obtenir d’autres réponses SFAP. En moyenne, évaluez 10 synapses de chaque animal pour calculer la gigue et déterminer par la suite les valeurs moyennes par animal.</li>
	<li>Exclure des analyses les SFAP dont la gigue est inférieure à 4 μs afin d’éviter l’inclusion de potentiels qui auraient pu être évoqués par une stimulation musculaire directe11.</li>
	<li>Lors de l’enregistrement de potentiels présentant un blocage intermittent, augmentez l’intensité du stimulus pour vérifier que l’échec du SFAP n’est pas attribuable à une stimulation sous-maximale.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>SFEMG chez les rongeurs : évaluation de la fonction de la NMJ dans la santé et la maladie

<ol><li>Stalberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+velocity+in+human+muscle+fibers+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol+Scand+Suppl%22%5BJournal%5D)">Propagation velocity in human muscle fibers in situ.</a> Acta Physiol Scand Suppl. 287, 1-112 (1966).</li>
<li>Stålberg, E., Trontelj, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+study+of+normal+and+abnormal+neuromuscular+transmission+with+single+fibre+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">The study of normal and abnormal neuromuscular transmission with single fibre electromyography.</a> J Neurosci Methods. 74 (2), 145-154 (1997).</li>
<li>Sanders, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+single+fiber+EMG%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Guidelines for single fiber EMG.</a> Clin Neurophysiol. 130 (8), 1417-1439 (2019).</li>
<li>Chugh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromuscular+junction+transmission+failure+is+a+late+phenotype+in+aging+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice.</a> Neurobiol Aging. 86, 182-190 (2020).</li>
<li>Padilla, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+age-related+muscle+weakness+and+wasting%3A+Neuromuscular+junction+transmission+as+a+driver+of+age-related+physical+decline%5BTitle%5D)+AND+%22GeroScience%22%5BJournal%5D)">Profiling age-related muscle weakness and wasting: Neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline.</a> GeroScience. 43 (3), 1265-1281 (2021).</li>
<li>Selvan, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-fiber+EMG%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Indian+Acad+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-fiber EMG: A review.</a> Ann Indian Acad Neurol. 14 (1), 64-67 (2011).</li>
<li>Sanders, D. B., Kouyoumdjian, J. A., Stålberg, E. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyography+and+measuring+jitter+with+concentric+needle+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyography and measuring jitter with concentric needle electrodes.</a> Muscle Nerve. 66 (2), 118-130 (2022).</li>
<li>Juel, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Handb+Clin+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyography.</a> Handb Clin Neurol. 160, 303-310 (2019).</li>
<li>Chung, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+dying-back+axonal+degeneration+in+age-associated+skeletal+muscle+decline%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Evidence for dying-back axonal degeneration in age-associated skeletal muscle decline.</a> Muscle Nerve. 55 (6), 894-901 (2017).</li>
<li>Iyer, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Follistatin-induced+muscle+hypertrophy+in+aged+mice+improves+neuromuscular+junction+innervation+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Aging%22%5BJournal%5D)">Follistatin-induced muscle hypertrophy in aged mice improves neuromuscular junction innervation and function.</a> Neurobiol Aging. 104, 32-41 (2021).</li>
<li>Meekins, G. D., Carter, G. T., Emery, M. J., Weiss, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+degeneration+in+the+trembler-j+mouse+demonstrated+by+stimulated+single-fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Axonal degeneration in the trembler-j mouse demonstrated by stimulated single-fiber electromyography.</a> Muscle Nerve. 36 (1), 81-86 (2007).</li>
<li>Gooch, C. L., Mosier, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulated+single+fiber+electromyography+in+the+mouse%3A+Techniques+and+normative+data%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Stimulated single fiber electromyography in the mouse: Techniques and normative data.</a> Muscle Nerve. 24 (7), 941-945 (2001).</li>
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<li>Sokolow, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+neuromuscular+transmission+and+skeletal+muscle+fiber+necrosis+in+mice+lacking+na%2Fca+exchanger+3%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Investig%22%5BJournal%5D)">Impaired neuromuscular transmission and skeletal muscle fiber necrosis in mice lacking na/ca exchanger 3.</a> J Clin Investig. 113 (2), 265-273 (2004).</li>
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<li>Mizrachi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMO-IgG+and+AQP4+peptide+can+induce+aggravation+of+eamg+and+immune-mediated+muscle+weakness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Res%22%5BJournal%5D)">NMO-IgG and AQP4 peptide can induce aggravation of eamg and immune-mediated muscle weakness.</a> J Immunol Res. 2018, 5389282(2018).</li>
<li>Lin, T. S., Cheng, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stimulated+single-fiber+electromyography+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Stimulated single-fiber electromyography in the rat.</a> Muscle Nerve. 21 (4), 482-489 (1998).</li>
<li>Finley, D. B., Wang, X., Graff, J. E., Herr, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+fiber+electromyographic+jitter+and+detection+of+acute+changes+in+neuromuscular+function+in+young+and+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Single fiber electromyographic jitter and detection of acute changes in neuromuscular function in young and adult rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 59 (2), 108-119 (2009).</li>
<li>Khan, Z. H., Hajipour, A., Zebardast, J., Alomairi, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+relaxants+in+anesthesia+practice%3A+A+narrative+review%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Anesthesiol+Crit+Care%22%5BJournal%5D)">Muscle relaxants in anesthesia practice: A narrative review.</a> Arch Anesthesiol Crit Care. 4 (4), 547-552 (2018).</li>
<li>Padua, L., Caliandro, P., Stålberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+approach+to+the+measurement+of+motor+conduction+velocity+using+a+single+fibre+emg+electrode%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">A novel approach to the measurement of motor conduction velocity using a single fibre emg electrode.</a> Clin Neurophysiol. 118 (9), 1985-1990 (2007).</li>
<li>Khoo, A., Hay Mar, H., Borghi, M. V., Catania, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiologic+evaluation+of+myasthenia+gravis+and+its+mimics%3A+Real-world+experience+with+single-fiber+electromyography%5BTitle%5D)+AND+%22Hosp+Pract%22%5BJournal%5D)">Electrophysiologic evaluation of myasthenia gravis and its mimics: Real-world experience with single-fiber electromyography.</a> Hosp Pract. 50 (5), 373-378 (2022).</li>
<li>Nannan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+role+of+lamin+a%2Fc+in+preventing+neuromuscular+junction+decline+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A role of lamin a/c in preventing neuromuscular junction decline in mice.</a> J Neurosci. 40 (38), 7203(2020).</li>
<li>Alley, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Grip+strength+cutpoints+for+the+identification+of+clinically+relevant+weakness%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gerontol+A+Biol+Sci+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Grip strength cutpoints for the identification of clinically relevant weakness.</a> J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 559-566 (2014).</li>
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<li>Juel, V. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+neuromuscular+junction+disorders+in+the+electromyography+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Clin%22%5BJournal%5D)">Evaluation of neuromuscular junction disorders in the electromyography laboratory.</a> Neurol Clin. 30 (2), 621-639 (2012).</li>
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<li>Stålberg, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reference+values+for+jitter+recorded+by+concentric+needle+electrodes+in+healthy+controls%3A+A+multicenter+study%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Reference values for jitter recorded by concentric needle electrodes in healthy controls: A multicenter study.</a> Muscle Nerve. 53 (3), 351-362 (2016).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>&nbsp ; Électrode d’insertion à fibre unique réutilisable de 27 g</td><td>Technomed</td><td>202860-000</td><td>Électrode d’enregistrement à fibre unique</td></tr><tr><td>2 mL Seringue en verre</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Câble détachable</td><td>Technomed</td><td>202845-0000</td><td>pour connecter l’électrode de l’enregistreur à l’appareil d’électrodiagnostic</td></tr><tr><td>Électrode à disque jetable 2 » x 2 » avec fils</td><td>Cadwell</td><td>302290-000</td><td>Électrode de terre</td></tr><tr><td>aiguilles monopolaires jetables 28 G</td><td>Technomed</td><td>202270-000</td><td>électrodes de stimulation de cathode et d’anode</td></tr><tr><td>Câble d’aiguille EMG (boîtier de commutation Amp/stim)</td><td>Cadwell</td><td>190266-200</td><td>pour connecter des électrodes monopolaires à un stimulateur d’électrodiagnostic</td></tr><tr><td>Pince crocodile Helping Hands avec base en fer</td><td>Radio Shack</td><td>64-079</td><td>Maintien du placement des électrodes d’enregistrement&nbsp ;</td></tr><tr><td>Isoflurane (flacon de 250 ml)</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>seringue d’irrigation à embout incurvé monoject</td><td>Covidien</td><td>81412012</td><td>utilisé pour l’application de gel d’électrode</td></tr><tr><td>Système de surveillance physiologique PhysioSuite avec réchauffement homéothermique RightTemp</td><td>Kent Scientific Corporation PS-RT</td><td></td><td>Comprend un tampon chauffant infrarouge, une sonde rectale et une sonde de température</td></tr><tr><td>du tampon Pro trimmer Pet Kit de toilettage</td><td>Oster</td><td>078577-010-003</td><td>tondeuses pour l’épilation</td></tr><tr><td>Rat Tubes endotrachéaux (16 G)</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rocoronium Bromide</td><td>Sigma</td><td>PHR2397-500MG</td><td>agent bloqueur neuromusculaire</td></tr><tr><td>Système EMG Sierra Summit</td><td>Cadwell Industries, Inc., Kennewick, WA</td><td>NA</td><td>système électrodiagnostic portable</td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Système d’anesthésie numérique</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Comprend un adaptateur supérieur de bouteille anti-déversement et anti-vapeur ; Tube adaptateur en Y ; Filtre de récupération au charbon</td></tr><tr><td>de bois Pommade ophtalmique vétérinaire à base de pétrole&nbsp ;</td><td>Puralube</td><td>26870</td><td>appliqué pendant l’anesthésie pour éviter les lésions cornéennes</td></tr></tbody></table>

Électromyographie monofibre stimulée (sfemg) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs

Stimulated Single Fiber Electromyography (SFEMG) for Assessing Neuromuscular Junction Transmission in Rodent Models

Pour démontrer une augmentation de la gigue et du blocage dans le contexte de l’échec de la transmission de la JNM, une SFEMG stimulée a été réalisée avec et sans administration intraveineuse de rocuronium. Le rocuronium est un agent bloquant neuromusculaire à action intermédiaire et non dépolarisant, largement utilisé en milieu clinique pour induire une paralysie musculaire lors d’interventions chirurgicales ou d’interventions médicales. Il fonctionne en se liant de manière compétitive aux récepteurs nicotiniques de l’acétylcholine au NMJ19. Avant l’administration de rocuronium, le rat adulte de type sauvage (Sprague Dawley) a été préparé et anesthésié comme décrit dans la section 1. En raison de la paralysie induite par le rocuronium, une assistance ventilatoire invasive a été utilisée pour obtenir des données représentatives (contrairement à l’approche typique de l’anesthésie lors des enregistrements SFEMG décrits ci-dessus dans la section 1). Une sonde endotrachéale a été mise en place et la ventilation a été maintenue à 60 respirations/min en utilisant un mode contrôlé par la pression avec une pression de 17 mmHg et une pression expiratoire positive de 3 cm H2O tout en délivrant 2 % à 3 % d’isoflurane. Une fois l’assistance ventilatoire et l’anesthésie obtenues, les potentiels d’action d’une seule fibre ont été enregistrés avec et sans traitement au rocuronium (bolus de 0,05 mg/kg de bromure de rocuronium par voie intraveineuse). La figure 1 montre trois enregistrements représentatifs du potentiel d’action d’une seule fibre provenant du même NMJ chez un rat adulte. La figure 1A illustre la morphologie typique d’un potentiel d’action d’une seule fibre (après une seule stimulation) avec un temps de montée inférieur à 500 μs de la ligne de base au pic négatif et une amplitude minimale (crête à crête) d’au moins 200 μV. La figure 1B montre les caractéristiques d’une gigue accrue et d’un blocage intermittent après l’injection de rocuronium. La figure 1C montre la normalisation de la gigue et du blocage à partir de la même synapse après la résolution du bloc NMJ. Pour simplifier la visualisation, les figures 1B et C ne montrent que les réponses après 9 stimulations consécutives. De plus, pour une meilleure compréhension, la figure 2 montre un exemple supplémentaire de trois potentiels d’action de fibre unique superposés observés après 10 stimulations consécutives, révélant une gigue et un blocage accrus.
Pour quantifier l’impact du rocuronium sur la transmission des JNM à l’aide d’un SFEMG stimulé, des enregistrements ont été effectués à partir de 5 JNM sans aucun traitement et de 5 JNM après l’administration de rocuronium, et ont été analysés pour détecter la gigue et le blocage (figure 3). Après le rocuronium, la gigue (figure 3A) et le blocage (figure 3B) ont été considérablement augmentés.
<img alt="Graphiques de potentiel d’action d’une seule fibre montrant les tendances de latence et d’amplitude ; Résultats de l’analyse de la gigue." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figure 1 : Trois enregistrements représentatifs d’électromyographie à fibre unique provenant de la même jonction neuromusculaire (JNM). (A) Exemple d’un potentiel d’action à fibre unique après une stimulation nerveuse unique montrant les critères d’amplitude (amplitude de base à pic négatif d’au moins 200 μV) et de temps de montée (de base à crête négative inférieure à 500 μs) pour l’acceptation en tant que potentiel de fibre unique. (B) Exemple de potentiels d’action superposés à une seule fibre suite à 9 stimulations consécutives montrant une augmentation de la gigue et du blocage indiquant une transmission altérée de la NMJ après l’administration de rocuronium (gigue : 68,35 μs). (C) Exemple de potentiels d’action superposés d’une seule fibre après 9 stimulations consécutives montrant une gigue réduite et aucun blocage, indiquant une transmission normalisée de la NMJ après résolution du traitement au rocuronium (gigue : 21,7 μs). Les traces représentatives de SFEMG révèlent des potentiels d’action de fibres musculaires uniques enregistrés à partir d’une synapse saine sans blocage et avec une gigue normale en vue superposée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Graphique d’amplitude de potentiel d’action d’une seule fibre ; latence vs amplitude ; Événement de stimulation bloqué." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig02.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> Figure 2 : Trois potentiels d’action de fibres simples (SFAP) superposés enregistrés après des stimulations consécutives lors de l’administration de rocuronium. Trois potentiels d’action de fibre unique (SFAP) superposés ont été enregistrés après 10 stimulations consécutives pendant l’administration de rocuronium, indiquant une augmentation de la gigue et du blocage. Les valeurs de gigue pour A, B et C étaient respectivement de 24,3 μs, 46,9 μs et 88,7 μs. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="graphiques à barres de gigue et de blocage de transmission NMJ ; retard moyen, pourcentage de stimulation ; données de recherche." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66452/66452fig03.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figure 3 : Évaluation par électromyographie monofibre de la transmission des jonctions neuromusculaires (JNM) après un traitement avec un agent bloquant non dépolarisant de la JNM. (A) Lors de l’administration de rocuronium (0,05 mg/kg), le SFEMG a montré une variabilité accrue de la transmission (gigue) par rapport à l’état sain (non traité : 12,9 μs, IC à 95 % [7,2-16,9 μs] par rapport au rocuronium : 40,70 μs, IC à 95 % [34,7-70,7 μs]) (test de Mann Whitney : p = 0,0079). (B) Le pourcentage de stimulations avec blocage de la JNM à partir de chaque synapse sur SFEMG était augmenté par rapport à l’état sain (non traité : 0 %, IC à 95 % [0-0 %] par rapport au rocuronium : 31 %, IC à 95 % [14,0-59,0]) (test de Mann Whitney : p = 0,0079). Toutes les mesures (gigue et pourcentages de stimulations avec blocage de la JNM) ont été obtenues à partir d’un seul rat, n = 5 synapses non traitées et n = 5 synapses après un traitement au rocuronium. Les données sont présentées sous forme de médiane ± d’intervalle de confiance à 95 %. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66452/66452fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Électromyographie monofibre stimulée (SFEMG) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs

As the final connection between the nervous system and muscle, transmission at the neuromuscular junction (NMJ) is crucial for normal motor function. ...

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Électromyographie monofibre stimulée (SFEMG) pour l’évaluation de la transmission des jonctions neuromusculaires dans des modèles de rongeurs

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