Name: Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 43 s
Description: Découvrez l'intubation endotrachéale par trachéotomie et la thoracotomie chez le rat pour l'imagerie hyperspectrale. Cette méthode standardisée améliore la ventilation invasive et la caractérisation spectrale des organes thoraciques.

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Toutes les activités animales décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC) du conseil régional du Bade-Wurtemberg à Karlsruhe, en Allemagne. Les animaux d’expérimentation ont été gérés conformément aux normes institutionnelles et aux lois allemandes sur l’utilisation et le soin des animaux, ainsi qu’aux directives du Conseil de la Communauté européenne (2010/63/UE) ainsi qu’aux directives ARRIVE, et ont été menés dans des installations accréditées. Des rats mâles Spraque Dawley de Janvier Labs d’un poids de commande de 400 g ont été utilisés.
1. Préparation de la procédure (figure 1)
<ol>
	<li>Préparez les crochets de préparation chirurgicale en pliant les canules à un angle de 135° à 1 cm de l’extrémité, en les connectant à des tubes de perfusion en plastique via Luer-lock et en appliquant une tension à l’aide d’une pince anti-moustiques chirurgicale (Figure 1A,B).</li>
	<li>Préparez un appareil d’exposition chirurgicale pour rongeurs. REMARQUE : Outre la disponibilité de plates-formes commerciales, celles-ci peuvent également être facilement auto-construites de manière rentable, comme dans cette étude.<ol>
		<li>Pour cela, utilisez une plaque d’acier de 40 cm x 50 cm d’une épaisseur de 4 mm. Créez plusieurs trous de 8 mm à l’aide d’une perceuse en acier à l’endroit souhaité pour les points de tension ultérieurs. Placez les tiges de fixation en forme de Y à ces endroits.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Placez un coussin chauffant sur la plaque d’acier de l’appareil d’exposition chirurgicale afin de fournir un soutien thermique.</li>
	<li>Préparez les crochets de préparation chirurgicale avec les tubes en plastique attachés et les pinces anti-moustiques chirurgicales pour appliquer plus tard une tension sur le tissu pour l’exposition chirurgicale.</li>
	<li>Retirez le bouchon d’une seringue en plastique de 10 mL munie d’une extrémité Luer-lock mâle et coupez l’extrémité proximale de la seringue. Insérez la partie distale dans le sac de ventilation comme illustré et fermez-le hermétiquement en le recouvrant d’un tube thermorétractable et en appliquant une chaleur douce à l’aide d’une torche de laboratoire (figure 1D-F).</li>
	<li>Raccourcir et biseauter différentes tailles de cathéters intraveineux et insérer un fil-guide à partir d’un ensemble de cathéters artériels leaders avec l’extrémité du fil flexible à l’extrémité dans la taille du cathéter la plus appropriée pour la taille de l’animal respectif (probablement 14 G) pour la technique Seldinger ultérieure22,23 pendant l’intubation (Figure 1G,H).</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66684/66684fig01v2.jpg"> 
Figure 1 : Dispositif expérimental. (A) Une canule pliée reliée à un tube de perfusion utilisé comme crochet de préparation chirurgicale. (B) Crochet de préparation avec pince positionnée dans une tige de fixation métallique. (C) Animal sous sédatif avant l’intervention. (D) Sac de ventilation de néonatologie. (E-F) Montage étanche à l’air d’une seringue Luer-lock sur le sac de ventilation à l’aide d’un tube thermorétractable. (G) Cathéters intraveineux raccourcis et biseautés de différentes tailles avec un fil-guide provenant d’un ensemble de cathéters artériels leaders pour la technique Seldinger. (H) Construction finale sur mesure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66684/66684fig01largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Anesthésie et analgésie
<ol>
	<li>Anesthésie le rat avec le médicament de son choix. REMARQUE : Ici, l’anesthésie et l’analgésie ont été établies à l’aide de kétamine à 10 % (100 mg/mL), de xylazine à 2 % (20 mg/mL), de carprofène à 50 mg/mL et d’isoflurane. Une dilution de 1:10 de xylazine et de carprofène a été utilisée comme solutions mères pour l’application.<ol>
		<li>Induire l’anesthésie en plaçant l’animal dans une boîte à induction inondée à 100 % d’oxygène à un débit d’entrée de 5 L/min complété par 4 % (v) d’isoflurane à l’aide d’un vaporisateur.</li>
		<li>Une fois l’inconscience atteinte, retirer l’animal de la boîte d’induction et lui injecter (i.p.) 100 mg/kg de kétamine et 4 mg/kg de xylazine en poids corporel. REMARQUE : Cela correspond à 40 mg de kétamine (0,4 mL de la solution originale) et 1,6 mg de xylazine (0,08 mL de la solution originale ou 0,8 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg.</li>
		<li>Replacez l’animal dans la boîte d’induction inondée d’isoflurane jusqu’à ce que l’effet de l’injection intraveineuse se fasse sentir.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Garantissez une profondeur d’anesthésie appropriée en testant l’absence de réponse du rat à un pincement ferme de l’orteil.</li>
	<li>Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux.</li>
	<li>Évaluer et maintenir la profondeur de l’anesthésie pendant la chirurgie.<ol>
		<li>Lorsque les effets narcotiques semblent diminuer avec le temps (environ toutes les heures), injectez (s.c) à l’animal 50 mg/kg de kétamine supplémentaire et 1 mg/kg de xylazine en poids corporel. Cela correspond à 20 mg de kétamine (0,2 mL de la solution originale) et 0,4 mg de xylazine (0,2 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg.</li>
		<li>Fournir une analgésie supplémentaire avant la thoracotomie avec une injection s.c. de 5 mg/kg de carprofène de poids corporel. Cela correspond à 2 mg de carprofène (0,04 mL de la solution originale ou 0,4 mL de la solution 1:10) pour un animal de 400 mg.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Préparation chirurgicale (figure 2)
<ol>
	<li>Saturer la circulation animale d’oxygène en proposant l’inhalation de 100 % d’oxygène via un masque néonatal transnasal (Figure 2A).</li>
	<li>Après 5 min, passer du masque néonatal transnasal à la construction d’un sac de ventilation néonatale avec un embout Luer-lock de seringue mâle en plastique comme décrit ci-dessus et offrir de l’oxygène en trop-plein avec l’embout de la seringue près de l’embout nasal de l’animal (Figure 2B).</li>
	<li>Effectuez une incision médiane de la peau thoracocervicale sur la longueur souhaitée et exposez le situs chirurgical à l’aide des crochets de préparation chirurgicale (Figure 2C, D).</li>
	<li>Avancez la préparation par dissection émoussée avec des ciseaux fins à travers le fascia cervical. Exposer le muscle sterno-cléido-mastoïdien et infra-hyoïdal et latéraliser le muscle infrahyoïdien médian vers la droite après dissection de la membrane latérale gauche (Figure 2E-G).</li>
	<li>Effectuer une dissection contondante vers la trachée et un tunneling de la trachée à l’aide de pinces de recouvrement (Figure 2H-I).</li>
	<li>Élaguer la trachée à l’aide d’une boucle vasculaire en silicone et doubler la trachée distale à l’aide d’une suture en polyfilament pour une fixation ultérieure de la canule endotrachéale (figure 2J-N).</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66684/66684fig02.jpg"> 
Figure 2 : Préparation de la trachée. (A) Inhalation d’oxygène à l’aide d’un masque. (B) Passer du masque à la seringue Luer-lock mâle pour l’application d’oxygène. (C) Incision cutanée thoracocervicale. (D) Préparation par le fascia cervical. (E) l’exposition du muscle sterno-cléido-mastoïdien et du muscle infrahyoïdal. (F) Latéralisation du muscle infra-hyoïdal médian. (G) Dissection émoussée vers la trachée. (H) tunnellisation de la trachée à l’aide de pinces de surplomb. (I) Élingage de la trachée à l’aide d’une boucle vasculaire en silicone. (J-N) Double élingage caudal de la trachée à l’aide d’une suture en polyfilament pour une fixation ultérieure de la canule endotrachéale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66684/66684fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
4. Procédure d’intubation (figure 3)
<ol>
	<li>Allonger la trachée caudale à l’aide d’une pince atraumatique (Figure 3A,B).</li>
	<li>Effectuez une incision partielle de la trachée de 180° de circonférence à l’aide de ciseaux (Figure 3C-F).</li>
	<li>Introduire dans la trachée un fil-guide de Seldinger avec l’extrémité flexible (figure 3G-H), puis introduire le cathéter intraveineux modifié de circonférence appropriée dans la trachée guidé par le fil de Seldinger (figure 3I-N).</li>
	<li>Retirez le fil de Seldinger (figure 3O), connectez l’extrémité Luer-lock du cathéter trachéal au sac de ventilation modifié et démarrez une ventilation manuelle douce de protection pulmonaire à haute fréquence et à faible volume courant (figure 3P). Effectuez une ventilation manuelle tant que la thoracotomie médiane n’a pas été effectuée et que le poumon n’est pas à la vue de tous.</li>
	<li>Attachez la suture de verrouillage précédemment placée avec un nœud coulissant pour éviter les fuites aériennes et le retrait accidentel du cathéter (Figure 3Q-T).</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66684/66684fig03.jpg"> 
Figure 3 : Intubation endotrachéale par trachéotomie. (A) Situation initiale après préparation. (B) Allongement caudal de la trachée à l’aide d’une pince atraumatique. (C-F) Incision partielle de la trachée de 180° de circonférence. (G,H) Introduction d’un fil-guide Seldinger dans la trachée. (I-M) Introduction du cathéter intraveineux modifié dans la trachée guidé par le fil de Seldinger. (N-O) Retrait du fil Seldinger. (P) Connexion Luer-lock du cathéter trachéal au sac de ventilation modifié. (Q-T) Ligature de la suture de verrouillage précédemment placée pour éviter le retrait accidentel du cathéter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66684/66684fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
5. Ventilation manuelle et thoracotomie médiane (Figure 4)
<ol>
	<li>Commencer la thoracotomie médiane à partir du xiphoïde à l’aide de ciseaux à matériau émoussés et stables (Figure 4A, B) et continuer par voie crânienne à travers le sternum. Interrompez toujours la ventilation pendant quelques secondes lorsque vous avancez avec les ciseaux vers l’arrière et lorsque vous coupez afin d’éviter un traumatisme au poumon (Figure 4C-E).</li>
	<li>Obtenir l’exposition thoracique à l’aide de crochets de préparation chirurgicale et retirer les membranes séreuses médiastinales (Figure 4F-H).</li>
	<li>Poursuivre la ventilation manuelle à la fréquence et au volume courant souhaités et étendre la surveillance (p. ex., prise d’une mesure de la pression artérielle intra-artérielle, installation d’un cathéter artériel veineux ou pulmonaire central selon l’objectif ou la question de recherche respective) (Figure 4I-L).</li>
</ol>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66684/66684fig04.jpg"> 
Figure 4 : Ventilation manuelle et thoracotomie médiane. (A) situation initiale après intubation. (B-E) Thoracotomie médiane à partir de la xiphoïde. (F-I) Exposition thoracique à l’aide de crochets de préparation chirurgicale. (J) Configuration finale pendant la ventilation. (K-L) le processus de ventilation manuelle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66684/66684fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
6. Euthanasie
<ol>
	<li>Obtenir l’euthanasie par cardiectomie brusque et aiguë à l’aide de ciseaux chez l’animal profondément anesthésié.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Protocole d’intubation endotrachéale basé sur la trachéotomie pour les modèles de rats non survivants

<ol><li>Czigany, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Limb+remote+ischemic+conditioning+of+the+recipient+protects+the+liver+in+a+rat+model+of+arterialized+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Limb remote ischemic conditioning of the recipient protects the liver in a rat model of arterialized orthotopic liver transplantation.</a> PLoS One. 13 (4), e0195507(2018).</li>
<li>Czigány, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+research+practice+in+rat+orthotopic+and+partial+orthotopic+liver+transplantation%3A+A+review%2C+recommendation%2C+and+publication+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Improving research practice in rat orthotopic and partial orthotopic liver transplantation: A review, recommendation, and publication guide.</a> Eur Surg Res. 55 (1-2), 119-138 (2015).</li>
<li>Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+procedures+for+a+rat+model+of+partial+orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+arterial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction.</a> J Vis Exp. 73, e4376(2013).</li>
<li>Jahshan, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rat+model+for+assessment+of+laryngotracheal+injury+following+transoral+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pediatr+Otorhinolaryngol%22%5BJournal%5D)">A novel rat model for assessment of laryngotracheal injury following transoral intubation.</a> Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 113, 4-10 (2018).</li>
<li>Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+ventricular+fibrillation+and+resuscitation+by+conventional+closed-chest+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A rat model of ventricular fibrillation and resuscitation by conventional closed-chest technique.</a> J Vis Exp. 98, 52413(2015).</li>
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<li>Jahshan, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rat+model+for+tracheal+mucosal+damage+assessment+of+following+long+term+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pediatr+Otorhinolaryngol%22%5BJournal%5D)">A novel rat model for tracheal mucosal damage assessment of following long term intubation.</a> Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 128, 109738(2020).</li>
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<li>Ghali, M. G. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+technique+for+tracheostomy+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22MethodsX%22%5BJournal%5D)">Microsurgical technique for tracheostomy in the rat.</a> MethodsX. 5, 61-67 (2018).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Ambu Spur II Sac de ventilation à usage unique pour nouveau-nés</td><td>Meier Medizintechnik</td><td>335 102 000</td><td>Sac de ventilation</td></tr><tr><td>BD Microlance 3 canule 20 G</td><td>BD (Beckton, Dickinson)</td><td>301300</td><td>Canule</td></tr><tr><td>BD Microlance Discardit II 20 mL Seringue</td><td>BD (Beckton, Dickinson)</td><td>300296</td><td>Seringue en plastique</td></tr><tr><td>Tiges de fixation</td><td>Legefirm</td><td>&lrm ; 500343896</td><td>Diapasons utilisés comme tiges de fixation métalliques en forme de Y</td></tr><tr><td>Tube thermorétractable</td><td>Sekesoer</td><td>RSG-400</td><td>Tube thermorétractable</td></tr><tr><td>Cathéter intraveineux</td><td>BD (Beckton, Dickinson)</td><td>393230</td><td>BD Venflon Pro Safety Cathéter intraveineux 14 G ; raccourci à l’aide de ciseaux ; alternativement 16 G ou 18 G peut être utilisé</td></tr><tr><td>Tube perfuseur en plastique</td><td>M. Schilling GmbH</td><td>S702NC150</td><td>Tube de raccordement COEX 150 cm</td></tr><tr><td>Suture polyfilament</td><td>COVIDIEN</td><td>CL331</td><td>Suture chirurgicale en polyfilament recommandée avec une résistance de 1 à 2 ; l’aiguille peut être retirée</td></tr> Royal <tr><td>Gardineer Coussin chauffant Taille S, 20 Watt</td><td>Royal Gardineer</td><td>IP67</td><td>Coussin chauffant</td></tr><tr><td>Fil de guidage Seldinger</td><td>VYGON</td><td>115.798</td><td>Fil de guidage en métal du kit de guidage artériel Leader Kit de boucle</td></tr> en <tr><td>silicone</td><td>SERAG WIESSNER</td><td>SL26</td><td>Attache en silicone 2,5 mm rouge</td></tr><tr><td>Spraque Rats Dawley</td><td>Janvier Labs Rats mâles</td><td></td><td>pesant 400 grammes</td></tr><tr><td>Plaque d’acier</td><td>Maschinenbau Feld GmbH</td><td>C010206</td><td>Plaque en tôle galvanisée, 40 x 50 cm, épaisseur 4,0 mm</td></tr></tbody></table>

intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Endotracheal Intubation via Tracheotomy and Subsequent Thoracotomy in Rats for Non-Survival Applications

Une intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente a été réalisée chez 10 rats mâles (poids moyen 405 ± 30 g) pour des applications non survivalistes. L’intervention a été effectuée par un résident en chirurgie de deuxième année. Le taux de réussite, défini par la survie au-delà de 20 minutes d’intubation et de ventilation, était de 100 %. La durée moyenne de la préparation et de la procédure d’intubation, de l’incision cutanée à la fixation du tube d’intubation, était de 6:55 ± 0:53 min (tableau 1).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Nombre d’animaux utilisés</td>
			<td>10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poids corporel (moyenne et écart-type)</td>
			<td>405 ± 30 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Taux de réussite de l’intubation</td>
			<td>100%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Durée de l’intervention (moyenne et écart-type)</td>
			<td>6:55 ± 0:53 min</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturation moyenne en oxygène</td>
			<td>96%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saturation minimale en oxygène</td>
			<td>92%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Résultats représentatifs. Résultats représentatifs du protocole chez 10 animaux.
La saturation a été surveillée à l’aide d’une sonde d’oxymétrie de pouls auto-adhésive à usage unique sur la patte arrière et n’est jamais descendue en dessous de 92 %. La ventilation spontanée a été contenue jusqu’à l’incision du diaphragme. Tous les rats ont survécu aux 20 minutes nécessaires aux mesures expérimentales jusqu’à l’euthanasie intentionnelle par cardiectomie brusque et brutale (Figure 5).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66684/66684fig05.jpg"> 
Figure 5 : Saturation périphérique en oxygène. Saturation périphérique en oxygène mesurée sur toute la durée de cette procédure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66684/66684fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Endotracheal intubation and subsequent ventilation are often basic requirements for translational research in rat models for various interventions that ...

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Dans cette vidéo, nous démontrons l’intubation trachéale - une procédure invasive pour l’insertion d’un tube endotrachéal par la bouche dans un modèle de lapin. Cette procédure permet une ventilation mécanique des poumons.

Intubation trachéale pour la ventilation mécanique : procédure d’insertion d’une sonde endotrachéale dans la trachée d’un modèle de lapin

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

La thymectomie chez les rongeurs est une technique précieuse dans la recherche immunologique.  Ici, un protocole de thymectomie complète chez le rat adulte utilisant une mini-sternotomie associée à une intubation non invasive et à une ventilation en pression positive pour minimiser la morbidité et la mortalité périopératoires est décrit.

Thymectomie complète chez des rats adultes avec les non-invasive intubation endotrachéale

Cet article présente une méthode rapide et simple pour l'administration de la bléomycine directement dans la trachée de souris par intubation. Les principaux avantages de cette méthode est qu'il est hautement reproductible, facile à maîtriser, et ne nécessite pas d'équipement spécialisé ou de longs temps de récupération.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

Ce protocole induit une lésion pulmonaire aiguë chez une souris qui est étroitement liée à la pathogenèse de la pneumopathie acide observée chez l’homme. Nous générons une lésion pulmonaire aiguë non létale maximale à faible pH et tenons compte des différences dans la structure respiratoire anatomique entre rongeurs et humains à l’aide d’une trachéotomie ouverte couplée à une libération de la pression circonférentielle.

Ouvrir trachéotomie acide gastrique Aspiration modèle murin de lésion pulmonaire aiguë Résultats dans Maximal aiguë non létaux Lung Injury

La pneumonectomie gauche rongeur est une technique utile dans la recherche d’une hypertension artérielle pulmonaire. Nous présentons ici un protocole visant à décrire la procédure de pneumonectomie rat et les soins post-opératoires afin d’assurer la mortalité et la morbidité minime.

La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

La présente étude montre la mise en place de trois modèles différents de don pulmonaire (don post-mort cérébrale, don post-mort circulatoire et don post-choc hémorragique). Il compare les processus inflammatoires et les troubles pathologiques associés à ces événements.

Étude de modèles expérimentaux de don d’organes pour la transplantation pulmonaire

L’insuffisance cardiaque droite (RHF) se caractérise par une dilatation et une hypertrophie cardiaques du côté droit, entraînant un dysfonctionnement ventriculaire et auriculaire. Les affections cardiopulmonaires associées à la FRH s’accompagnent d’un risque accru d’arythmies cardiaques. Cet article décrit un modèle standardisé de RHF induite par le cerclage de l’artère pulmonaire associé à une arythmogenèse ventriculaire et auriculaire améliorée.

Modèle de rat de remodelage cardiaque du côté droit et d’arythmie à l’aide d’un cerclage de l’artère pulmonaire

Cette étude propose une approche d’extubation structurée adaptée aux modèles de ventilation mécanique (VM) chez le rat. L’approche facilite une transition en douceur de la MV à la respiration spontanée tout en minimisant les complications liées à l’extubation. La normalisation du sevrage, de la gestion des voies respiratoires et des soins post-extubation améliore la fiabilité et la reproductibilité des études expérimentales.

Une approche structurée de l’extubation chez les rats ventilés mécaniquement

Ce protocole décrit une méthode simple, peu coûteuse et assistée par vidéo, pour l’intubation orotrachéale, permettant une intubation rapide et guidée visuellement chez les rats adultes sous anesthésie isoflurane.

Intubation orotrachéale assistée par vidéo chez les rats à l’aide d’un otoscope connecté à un smartphone à faible coût

Découvrez l'intubation endotrachéale par trachéotomie et la thoracotomie chez le rat pour l'imagerie hyperspectrale. Cette méthode standardisée améliore la ventilation invasive et la caractérisation spectrale des organes thoraciques.

Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

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