Optimisation de la méthode d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne Longa pour une reperfusion complète

Bienvenue dans nos guides vidéo sur l’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris. Je m’appelle Rok Ister, et cette expérience a eu lieu au Laboratoire de neurosciences régénératives de la faculté de médecine de l’Université de Zagreb. La méthode de l’artère cérébrale moyenne transitoire, ou tMCAO en abrégé, est le modèle animal le plus couramment utilisé de l’AVC ischémique.

Il se fait principalement chez les rongeurs, tels que les rats et les souris. Deux méthodes opératoires principales, la méthode de l’artère carotide commune et la méthode de l’artère carotide externe, diffèrent principalement par le site d’artériotomie pour l’insertion du filament. Dans cette vidéo, nous allons présenter nos modifications, et quelques points clés pour assurer une reperfusion complète en utilisant la méthode de l’artère carotide externe.

À partir des outils recommandés, vous aurez besoin de deux pinces à épiler Dumont de type 5, d’une pince à épiler Dumont de type 7 et d’une pince à épiler à fermeture automatique Dumont de type N0, d’un mini-écarteur de colibri et de ciseaux à micro-ressort droits pour l’artériotomie. Pour l’hémostase, nous utiliserons deux morceaux de micro-pinces vasculaires ensemble, avec un applicateur respectif. Des ciseaux chirurgicaux, un porte-aiguille et une pince chirurgicale seront utilisés pour l’ouverture et la fermeture de la plaie chirurgicale.

Pour les matériaux, nous utiliserons une suture monofilament 5/0 pour les plaies chirurgicales et une suture en soie tressée 6/0 pour les ligatures artérielles, du ruban chirurgical pour la sécurisation de l’animal, du gel de pommade oculaire pour la protection oculaire des animaux et du gel de lidocaïne pour une anesthésie locale supplémentaire. Enfin, pour drainer l’excès de sang, nous utiliserons des morceaux pointus d’une serviette en papier. Un microscope opératoire stéréoscopique est crucial pour une procédure microchirurgicale comme celle-ci.

Les rongeurs anesthésiés sont sujets à l’hypothermie, nous utiliserons donc un moniteur de température. Du côté de l’utilisation de l’animal, vous aurez besoin d’une surface chauffée et facile à nettoyer, ainsi que d’un tube d’alimentation en gaz d’anesthésie, et d’un moyen de surveiller de manière fiable la température de l’animal pendant la procédure. Sur la table de gauche, il y a d’autres outils et matériaux que nous utiliserons.

La mesure de la durée de certaines parties de la procédure est très importante pour des raisons de reproductibilité, ainsi que pour l’analyse des données par la suite. Désinfectant pour la peau à la bétadine et seringues chargées pour une utilisation rapide et facile. Tondeuse à poils d’animaux pour le rasage de la fourrure de l’animal.

Une balance, importante pour le dosage correct de l’anesthésie. Et enfin, un système d’anesthésie à gaz d’origine animale capable de délivrer un mélange gazeux d’azote-oxygène dans un rapport de 2:1, ainsi qu’une boîte d’induction de l’anesthésie. Toutes les manipulations et procédures d’animaux présentées dans cette vidéo ont été approuvées par le Comité d’éthique des licences de la faculté de médecine de l’Université de Zagreb, et effectuées par du personnel formé et agréé. Protocole.

Préparation de l’animal et du site chirurgical. Placez l’animal sur la table d’opération chauffée et amenez son nez dans le masque d’anesthésie. Appliquez des pommades oculaires sur les yeux des animaux pour les protéger de l’hydratation et de l’utilisation du fluor.

Retournez l’animal sur le dos et étendez son cou en plaçant un petit oreiller, fait de ruban chirurgical, sous le cou de l’animal. Fixez les membres de l’animal en place à l’aide de ruban chirurgical. Veillez à ne pas trop étendre les membres antérieurs, à ne pas provoquer par inadvertance une luxation de l’articulation de l’épaule.

Lubrifiez la sonde rectale à l’aide de vaseline blanche et insérez-la dans le rectum pour une mesure continue de la température corporelle. Appliquez une injection préopératoire de solution saline et de buprénorphine, par voie intrapéritonéale, pour garder l’animal bien hydraté et sans douleur pendant la procédure. Façonnez la fourrure de l’animal dans la région du cou à l’aide de la tondeuse sans fil.

Prélevez toute la fourrure rasée à l’aide de morceaux de ruban adhésif chirurgical. Pour rendre la zone complètement exempte de fourrure, façonnez également la région avec le rasoir. Placez un champ chirurgical propre sur la table d’opération.

Appliquez une goutte de bétadine sur la peau rasée de l’animal. À l’aide d’un coton-tige, frottez le désinfectant sur la peau de manière circulaire de l’intérieur vers l’extérieur. Ensuite, faites de même avec un coton-tige imbibé d’éthanol.

Répétez cette étape trois fois avec une paire de cotons-tiges stériles pour chaque répétition. Appliquez une noisette de gel de lidocaïne sur la région désinfectée du futur site d’incision pour une analgésie locale de la plaie. Chirurgie d’induction de l’ischémie.

En faisant une incision initiale sur la peau désinfectée à l’aide d’un scalpel, maintenez le nombre de coups d’incision cutanée au minimum pour faciliter la cicatrisation de la plaie chirurgicale. À l’aide de pinces de type 7 et 5, arrachez le fascia superficiel et détachez les glandes salivaires du tissu sous-jacent. Placez l’enrouleur de fil dans sa position initiale tout en vous assurant que les glandes salivaires ne gênent pas les étapes suivantes.

Retirez le fascia profond du cou à l’aide d’une pince de type 7 et détachez les muscles sterno-cléido-mastoïdiens de la région carotidienne pour repositionner l’écarteur. Repositionnez l’écarteur pour atteindre sous les muscles sterno-cléido-mastoïdiens afin de permettre l’accès à la région carotidienne. Réséquez le muscle omohyoïdien pour permettre une vision claire et une approche plus facile de la région carotidienne.

Pincez le fascia carotidien sur le côté latéral de la triade carotidienne et tirez-le doucement latéralement pour identifier visuellement l’artère, le nerf, la veine et toutes les branches des vaisseaux sanguins environnants. Détachez complètement la partie inférieure de l’ACC des tissus sous-jacents et du fascia à l’aide d’une pince incurvée de type 7, en vous assurant qu’elle est prête pour le serrage dans les étapes suivantes. Avec le CCA soigneusement préparé avec ses deux branches respectives, soulevez l’ECA à l’aide d’une pince incurvée de type 7 et fixez-le avec une pince à fermeture automatique de type N0 Avec l’ECA serré et maintenu solidement avec une pince à épiler de type N0, introduisez deux fils de soie tressés derrière l’ECA.

Attachez complètement le fil crânien, car il est permanent, et coupez l’excédent de fil à l’aide de ciseaux. Attachez le fil caudal en un nœud de sécurité lâche. À l’aide de micro-clips vasculaires, clampez le CCA et l’ICA pour éviter tout saignement après l’artériotomie.

À l’aide de ciseaux à micro-ressorts, faites une petite artériotomie juste en dessous du site de serrage ECA. Avec un angle correspondant à celui de l’ECA, insérez le filament dans le site de l’artériotomie dans une direction proximale à l’ECA, en passant à travers le nœud de fixation lâche du côté ramifié de l’ECA et en le collant dans la lumière de l’ECA avec le filament. Ouvrez délicatement le micro-clip ICA et retirez-le.

Avec le filament partiellement inséré dans l’ECA et fixé vers le bas, faites une artériotomie complète, libérant ainsi le moignon ECA avec le filament MCAO à l’intérieur. À ce stade, relâchez la pince à fermeture automatique de type N0 et retirez-la. Avec un ensemble de pinces à épiler de type 5, pincez fermement la souche ECA et soulevez-la légèrement.

Tout en tenant le filament partiellement inséré à l’aide d’une autre pince, abaissez et tirez doucement le moignon ECA pour orienter l’extrémité intérieure du filament vers l’ICA. Ne pincez jamais la partie en silicone du filament. Faites avancer lentement le filament MCAO à travers le cercle de Willis jusqu’à ce que vous ressentiez une augmentation soudaine de la résistance.

À ce stade, il est important d’observer la longueur restante du filament. Chez une souris adulte, le filament doit se déplacer sans effort à au moins sept millimètres du point de ramification de l’ICA. Serrez le nœud de sécurité pour vous assurer que le filament ne se déplace pas pendant la période d’ischémie.

Retirez le clip CCA et notez l’heure, cela marque le début de l’ischémie. Retirez l’écarteur de fil et rapprochez les bords de la plaie chirurgicale l’un de l’autre. Laissez le site chirurgical se stabiliser pendant quelques secondes pour que le tissu revienne à sa position anatomique.

Fermez la plaie chirurgicale à l’aide de fermetures de plaie à ruban adhésif pour faciliter une réouverture plus rapide de la plaie après la période d’ischémie. Période d’ischémie. Validez le succès de la chirurgie à l’aide de l’IRM ou d’une autre méthode de mesure quantitative de la perfusion.

Chirurgie de retrait de filament. Retirez les ferme-bandes et rouvrez la plaie chirurgicale à l’aide de l’enrouleur de fil. À l’aide d’une pince de type N0, pincez et tirez le bord de la souche ECA ventralement pour mettre la tension sur la souche ECA.

Clampez à nouveau le CCA à l’aide d’un clip macrovasculaire. Retirez lentement le filament MCAO jusqu’au point où la partie en silicium du filament commence à dépasser de la souche ECA. Serrez légèrement le nœud de fixation pour préparer le retrait complet du filament.

Lorsque vous êtes proche de l’extrémité en silicium du filament, serrez le nœud de fixation de manière à ce qu’il pousse le filament MCAO et ferme la souche ECA en une seule manœuvre. Serrez complètement le nœud une fois que le filament a glissé. Ouvrez et retirez la pince de pincement avec le clip CCA.

Suturez la plaie chirurgicale, en commençant par la périphérie, fermant ainsi complètement la plaie sans qu’aucun tissu sous-jacent ne soit visible. Le nombre de sutures nécessaires dépend de la taille de la plaie chirurgicale. Nettoyez et désinfectez le site chirurgical à l’aide de lingettes imbibées d’alcool à friction.

Des résultats représentatifs. Après une procédure réussie, les résultats des IRM devraient ressembler à ceci. En peropératoire, pendant la période d’ischémie, vous devriez être en mesure d’observer une région nette avec ischémie sur des images pondérées par perfusion.

La lésion à coefficient de diffusion apparent doit couvrir à peu près la même zone. En postopératoire, après le retrait du filament, vous devriez idéalement observer le noyau de lésion hyper-irfusé sur les images pondérées par perfusion. À l’exception du noyau ischémique, vous devriez voir une récupération et un léger dépassement des valeurs ADC dans la lésion.

Le deuxième jour après l’intervention, la lésion doit être complètement reperfusée. Les valeurs ADC doivent à nouveau baisser dans le noyau de la lésion ischémique en raison d’un œdème cérébral, qui doit également être visible sur l’image T2. En cas d’hémorragie induite par un filament, aucune amélioration n’est observée dans la perfusion ou les cartes ADC postopératoires.

De plus, un signe clair d’hémorragie peut être observé sur les images T2, à la fois peropératoire et postopératoire. Conclusion. Grâce à des études anatomiques récentes de la vascularisation cérébrale de la souris, nous sommes en mesure d’ajuster et de modifier notre modèle MCAO en fonction des nouvelles connaissances. Les artères communicantes postérieures, peintes en vert, ne sont brevetées bilatéralement que chez 10 % des souches de souris les plus couramment utilisées.

Pour cette raison, on peut compter sur eux pour fournir un flux sanguin aux branches proximales du MCA. Ainsi, le CCA doit être maintenu breveté pendant la période d’ischémie, et la partie en silicium du filament ne doit pas dépasser trois millimètres de longueur. Nous espérons avoir été instructifs et concis dans cette vidéo.

Merci d’avoir regardé.