Name: Optimisation de la méthode d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne Longa pour une reperfusion complète (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 18 s
Description: Découvrez une méthode optimisée d'occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez la souris pour la recherche sur l'accident vasculaire cérébral ischémique. Ce protocole améliore la reperfusion complète et la reproductibilité des résultats.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Toutes les manipulations et procédures relatives aux animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique des licences de la Faculté de médecine de l’Université de Zagreb et le Comité d’éthique pour la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques du Ministère de l’agriculture de la République de Croatie. Les procédures expérimentales ont été menées conformément à la loi croate sur la protection des animaux (NN 102/17, 32/19), aux amendements à la loi sur la protection des animaux (NN 37/13) et aux lignes directrices sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (NN 55/13) qui sont conformes au Guide européen pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (directive 2010/63/UE).
1. Préparation de l’animal et du site chirurgical
<ol><li>Placez l’animal dans une boîte knock-out et induisez l’anesthésie en utilisant 5% du volume d’isoflurane dans un mélange oxygène/azote (rapport 1:2).</li>
	<li>Après avoir inspecté visuellement l’état de conscience et la fréquence respiratoire de l’animal, amenez-le à une balance de laboratoire et pesez-le.</li>
	<li>Vérifiez le réflexe en pinçant la peau interdigitale d’un membre inférieur pour assurer une profondeur d’anesthésie appropriée.</li>
	<li>Positionnez l’animal sur la table d’opération chauffée et amenez son nez dans le masque d’anesthésie. Réglez la température initiale de la table d’opération à 36 °C et ajustez-la pour maintenir la température corporelle de l’animal à 37 °C (mesurée à l’aide d’une sonde rectale introduite dans les étapes ultérieures). Tout au long de toutes les étapes suivantes, ajustez la fraction volumique d’isoflurane pour maintenir la fréquence respiratoire de l’animal à 100 respirations/min. REMARQUE : Toutes les surfaces et matériaux en contact direct avec l’animal doivent être soigneusement désinfectés avant la procédure.</li>
	<li>Appliquez une pommade oculaire sur les yeux de l’animal pour les protéger de la déshydratation et du gaz isoflurane.</li>
	<li>Retournez l’animal sur le dos et étendez son cou en plaçant un petit oreiller fait de ruban chirurgical en dessous.</li>
	<li>Fixez les membres de l’animal en place à l’aide de ruban chirurgical. Veillez à ne pas trop étendre les membres antérieurs afin de ne pas provoquer de luxation de l’articulation de l’épaule par inadvertance.</li>
	<li>Lubrifiez la sonde rectale à l’aide de vaseline blanche et insérez-la dans le rectum pour une mesure continue de la température corporelle. Fixez la sonde en place avec la queue à l’aide de ruban chirurgical.</li>
	<li>Appliquez une injection préopératoire de solution saline et de buprénorphine (0,5 mg/kg) par voie intrapéritonéale pour maintenir l’animal bien hydraté et sous analgésie pendant l’intervention.</li>
	<li>Rasez la fourrure de l’animal dans la région du cou à l’aide d’une tondeuse à chat sans fil. Prélevez toute la fourrure rasée à l’aide de morceaux de ruban adhésif chirurgical. De plus, rasez la région avec un rasoir pour la rendre complètement exempte de fourrure.</li>
	<li>Choisissez un filament MCAO en fonction du poids et/ou de l’âge de l’animal mesuré. Sortez-le de son récipient et mettez-le dans une boîte de Pétri à un endroit visible. Mettez une goutte de solution saline sur la partie en silicone du filament pour le garder propre et sans poussière. REMARQUE : L’épaisseur du revêtement en silicone du filament doit être choisie selon les recommandations officielles du fabricant dans le cas d’une souris de 12 à 16 semaines. De plus, la longueur du revêtement en silicone doit être soigneusement planifiée à l’avance, en fonction de la taille de la zone d’irrigation à occlure (voir Discussion).</li>
	<li>Placez un champ chirurgical propre sur la table d’opération.</li>
	<li>Appliquez une goutte de bétadine sur la peau rasée de l’animal. À l’aide d’un coton-tige, frottez le désinfectant sur la peau de manière circulaire de l’intérieur vers l’extérieur. Ensuite, faites de même avec un coton-tige imbibé d’éthanol. Répétez cette étape 3 fois avec une paire de cotons-tiges stériles frais pour chaque répétition.</li>
	<li>Appliquez une noisette de gel de lidocaïne sur la région désinfectée du futur site d’incision pour une analgésie locale de la plaie.</li>
</ol>2. Chirurgie d’induction de l’ischémie
<ol><li>Faites une première incision sur la peau désinfectée à l’aide d’un scalpel. Maintenez le nombre de coups d’incision cutanée au minimum pour faciliter la cicatrisation de la plaie chirurgicale. REMARQUE : Tous les instruments doivent avoir été préalablement stérilisés. Le lecteur devrait se référer aux lignes directrices de leur établissement sur l’utilisation de gants stériles ou chirurgicaux.</li>
	<li>À l’aide d’une pince de type 7 et 5, arrachez le fascia superficiel et détachez les glandes salivaires du tissu sous-jacent. REMARQUE : Avancez toujours avec des pinces fermées et étendez-la tout en vous éloignant pour repousser le tissu. De cette façon, les espaces anatomiques peuvent être traversés avec un minimum de traumatisme tissulaire.</li>
	<li>Placez l’écarteur de fil dans sa position initiale tout en vous assurant que les glandes salivaires n’interfèrent pas avec les étapes suivantes.</li>
	<li>Retirez le fascia profond du cou à l’aide d’une pince de type 7 et détachez les muscles sterno-cléido-mastoïdiens de la région carotide pour repositionner l’écarteur.</li>
	<li>Repositionnez l’écarteur pour atteindre sous les muscles sterno-cléido-mastoïdiens afin de permettre l’accès à la région carotidienne.</li>
	<li>Réséquez le muscle omohyoïdien pour permettre une vision claire et une approche plus facile de la région carotidienne.</li>
	<li>Libérez l’artère carotide et ses branches de la veine carotide et du nerf vague, qui sont maintenus ensemble dans le fascia carotide. REMARQUE : Ce fascia doit être retiré avec précaution pour éviter de blesser le nerf vague ou de provoquer un saignement important.<ol><li>Pincez le fascia carotidien sur le côté latéral de la triade carotidienne et tirez-le doucement latéralement pour identifier visuellement l’artère, le nerf, la veine et toutes les branches des vaisseaux sanguins environnants.</li>
		<li>Tout en tirant latéralement sur le fascia, à l’aide d’une pince de type 5, séparez le CCA du nerf et de la veine adjacents jusqu’au point de ramification et à la veine thyroïdienne supérieure, qui traverse le CCA.</li>
		<li>Détachez complètement la partie inférieure de l’ACC des tissus sous-jacents et du fascia à l’aide d’une pince incurvée de type 7, en vous assurant qu’elle est prête à être serrée dans les étapes suivantes.</li>
		<li>En procédant crânienne dans la région au-dessus du point de ramification de l’ACC, déchirez le fascia carotidien à l’aide de deux pinces.</li>
		<li>De même, tirez l’extrémité libre du fascia carotidien médialement et latéralement pour détacher avec précision l’ECA et l’artère carotide interne (ICA) du fascia et des tissus environnants, respectivement.</li>
		<li>Libérez l’ECA et l’ICA du tissu sous-jacent à l’aide d’une pince incurvée de type 7.</li>
	</ol></li>
	<li>Avec le CCA soigneusement préparé avec ses deux branches respectives, soulevez l’ECA à l’aide d’une pince incurvée de type 7 et fixez-la avec une pince à fermeture automatique de type N0.</li>
	<li>Abaissez soigneusement la pince à fermeture automatique de type N0 sur la table d’opération. REMARQUE : Pour repositionner le point de serrage de l’ECA, il est parfois nécessaire de relâcher légèrement la poignée et de pousser le point de dérivation de l’ECA vers la queue. À ce stade, il est important de s’assurer qu’il reste plus de 1 mm d’ECA entre le serrage ECA et le point de ramification.</li>
	<li>Avec l’ECA serré et maintenu solidement avec une pince à épiler de type N0, introduisez deux fils de soie tressés derrière l’ECA. REMARQUE : Le fil crânien fera le nœud de ligature et doit être placé crânienne à partir du site de serrage.</li>
	<li>Attachez complètement le fil crânien, car il est permanent, et coupez l’excédent de fil à l’aide de ciseaux.</li>
	<li>Attachez le fil caudal en un nœud de sécurité lâche. REMARQUE : Il doit être placé près du point de ramification ECA et maintenu lâche pour que le filament MCAO puisse passer à travers.</li>
	<li>À l’aide de microclips vasculaires, clampez l’ACC et l’ICA pour éviter les saignements après l’artériotomie. REMARQUE : Il est crucial de s’assurer que le microclip appliqué sur le CCA a une prise suffisamment forte, car le CCA est une artère à haut débit pulsé, et le non-respect de cette méthode peut entraîner une hémorragie abondante et la mort de l’animal dans les étapes ultérieures.</li>
	<li>À l’aide de ciseaux à micro-ressorts, faites une petite artériotomie juste en dessous du site de serrage ECA. REMARQUE : L’artériotomie doit être suffisamment grande pour que la partie en silicium du filament puisse y entrer, mais pas plus grande que la moitié de la circonférence ECA afin de ne pas compromettre la tension maintenue par la pince de type N0.</li>
	<li>Avec un angle correspondant à celui de l’ECA, insérez le filament dans le site de l’artériotomie dans une direction proximale à l’ECA, en passant à travers le nœud de fixation lâche au site de ramification de l’ECA et en le collant dans la lumière de l’ECA avec le filament.</li>
	<li>Serrez le nœud de fixation autour de la partie en silicone du filament. REMARQUE : Une grande prudence est nécessaire à ce stade car le filament a tendance à glisser hors de l’ECA à mi-chemin de la dernière manœuvre, et le remettre en place à ce moment-là est très difficile.</li>
	<li>Ouvrez avec précaution le micro-clip ICA et retirez-le.</li>
	<li>Avec le filament partiellement inséré dans l’ECA et fixé vers le bas, faites une artériotomie complète, libérant ainsi le moignon ECA avec le filament MCAO à l’intérieur. À ce stade, relâchez la pince à fermeture automatique de type N0 et retirez-la.</li>
	<li>Avec un jeu de pinces à épiler de type 5, pincez fermement la souche ECA et soulevez-la légèrement. Tout en tenant le filament partiellement inséré à l’aide d’une autre pince, abaissez et tirez doucement le moignon ECA pour orienter l’extrémité intérieure du filament vers l’ICA. Ne pincez jamais la partie silicone du filament.</li>
	<li>Avec une pince tenant le filament, avancez lentement le filament à travers l’ICA vers le cercle de Wills. REMARQUE : Le premier point de ramification de l’ICA est également le seul où l’opérateur peut manquer le point de ramification MCA souhaité. Par conséquent, un léger angle d’avancement latéral est nécessaire pour guider le filament vers le point de ramification du MCA. Avec le léger angle d’avancement latéral, le filament s’éloigne de l’artère ptérygo-palatine (PPA) et rend l’extrémité en progression plus susceptible d’entrer dans le cercle de Willis (Figure 1).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig01.jpg"> Figure 1 : Une illustration de l’avancement du filament d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne au-delà du point de ramification de l’artère ptérygo-palatine. L’avancement correct du filament (à gauche) est obtenu en orientant le filament MCAO de telle sorte qu’il s’appuie contre la paroi latérale de l’ICA et s’éloigne du point de ramification du PPA. Si vous ne le faites pas (à droite), le filament peut pénétrer dans le PPA et ne pas provoquer d’accident vasculaire cérébral. Dans ce dernier cas, le filament ne pourra pas avancer aussi loin qu’il le devrait et le chirurgien doit retirer le filament jusqu’à ce que son extrémité devienne visible au point de ramification de l’ICA et recommencer à faire avancer le filament. Les artères de couleur verte représentent les artères communicantes postérieures (PcomA), la plupart du temps non patentes chez la souris. Créé avec BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<ol start="21"><li>Faites avancer lentement le filament MCAO à travers le cercle de Willis jusqu’à ce qu’une augmentation soudaine de la résistance se fasse sentir. REMARQUE : À ce stade, il est important d’observer la longueur restante du filament. Le filament doit se déplacer sans effort à au moins 7 mm du point de ramification de l’ICA chez une souris adulte.</li>
	<li>Serrez le nœud de fixation pour vous assurer que le filament n’est pas déplacé pendant l’ischémie.</li>
	<li>Retirez le clip CCA et notez l’heure. REMARQUE : Cela marque le début de l’apparition de l’ischémie.</li>
	<li>Emballez l’extrémité libre du filament MCAO dans la rainure entre le triangle carotidien et le muscle sternocléido-mastoïdien ipsilatéral afin qu’il ne dépasse pas de la plaie chirurgicale.</li>
	<li>Retirez l’écarteur de fil et rapprochez les bords de la plaie chirurgicale les uns des autres. Laissez le site chirurgical se stabiliser pendant quelques secondes pour que le tissu revienne à sa position anatomique.</li>
	<li>Fermez la plaie chirurgicale à l’aide de fermetures de plaie à ruban adhésif pour faciliter une réouverture plus rapide de la plaie après la période d’ischémie. REMARQUE : Si un chercheur souhaite laisser l’animal se réveiller pendant la période d’ischémie, il est recommandé de suturer la plaie pour éviter une réouverture prématurée de la plaie.</li>
</ol>3. Période d’ischémie
<ol><li>Validez le succès de la chirurgie à l’aide de l’IRM ou d’une autre méthode de mesure quantitative de la perfusion. REMARQUE : Dans le cas d’une IRM, l’imagerie pondérée en perfusion (PWI) doit montrer une ischémie critique dans la région large de l’ACM et l’imagerie pondérée en diffusion (DWI) doit décrire le site de la réduction du coefficient de diffusion apparent (ADC) due à l’œdème cellulaire.</li>
	<li>Placez l’animal dans une cage propre jusqu’à la fin de la période d’ischémie.</li>
</ol>4. Chirurgie de retrait de filament
<ol><li>Environ 5 minutes avant la fin du temps d’ischémie imparti, positionnez l’animal et fixez-le à nouveau sur la table d’opération.</li>
	<li>Retirez les fermetures de la plaie du ruban adhésif et rouvrez la plaie chirurgicale avec l’enrouleur de fil.</li>
	<li>Libérez l’extrémité libre du filament MCAO des tissus environnants et les extrémités du fil du nœud de fixation.</li>
	<li>Avec une pince de type N0, pincez et tirez le bord du moignon ECA ventralement pour le mettre en tension. Abaissez soigneusement la pince de pincement, comme lors de la première intervention chirurgicale. REMARQUE : L’opérateur doit éviter de pincer le nœud de fixation, car cela empêcherait le nœud de se détacher.</li>
	<li>Clampez à nouveau l’ACC à l’aide d’un clip microvasculaire.</li>
	<li>À l’aide d’une pince de type 5, desserrez le nœud de fixation pour permettre le retrait du filament. REMARQUE : La meilleure façon de commencer à desserrer le nœud est de continuer à le pincer jusqu’à ce qu’il se sépare en parties individuelles, puis de pousser les extrémités du fil vers le nœud.</li>
	<li>Retirez lentement le filament MCAO jusqu’à ce que la partie en silicium commence à dépasser de la souche ECA. Serrez légèrement le nœud de fixation pour préparer le retrait complet du filament.</li>
	<li>Lorsque vous êtes proche de l’extrémité en silicone du filament, serrez le nœud de fixation de sorte qu’il pousse le filament MCAO et ferme la souche ECA en une seule manœuvre. Serrez complètement le nœud une fois que le filament a glissé.</li>
	<li>Ouvrez et retirez la pince de pincement avec le clip CCA. REMARQUE : Cela marque la fin de la période d’ischémie et le début du processus de reperfusion.</li>
	<li>Retirez l’écarteur de fil et rapprochez à nouveau les bords de la plaie chirurgicale.</li>
	<li>Suturez la plaie chirurgicale en commençant par la périphérie, en fermant complètement la plaie sans qu’aucun tissu sous-jacent ne soit visible. REMARQUE : Le nombre de sutures nécessaires dépend de la taille de la plaie chirurgicale.</li>
	<li>Nettoyez et désinfectez le site chirurgical à l’aide de lingettes imbibées d’alcool à friction.</li>
</ol>5. Soins postopératoires
<ol><li>Placez l’animal dans une cage propre et laissez-le se réveiller spontanément de l’anesthésie.</li>
	<li>Placez les granulés de nourriture au fond de la cage pour un accès plus facile. Ramollissez les granulés alimentaires avec de l’eau potable. Remplissez une petite boîte de Pétri avec de l’eau potable et apportez-la également sur le sol de la cage.</li>
	<li>Au cours des 48 prochaines heures, injecter 0,25 mL de solution saline avec de la buprénorphine (0,5 mg/kg) toutes les 24 heures par voie intrapéritonéale.</li>
</ol>

<ol><li>Feigin, V. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((regional%2C+and+national+burden+of+stroke+and+its+risk+factors%2C+1990-2019%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+Study+2019%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet.+Neurology%22%5BJournal%5D)">regional, and national burden of stroke and its risk factors, 1990-2019: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2019.</a> The Lancet. Neurology. 20 (10), 1-26 (2021).</li>
<li>Bai, J., Lyden, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revisiting+cerebral+postischemic+reperfusion+injury%3A+New+insights+in+understanding+reperfusion+failure%2C+hemorrhage%2C+and+edema%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Stroke%22%5BJournal%5D)">Revisiting cerebral postischemic reperfusion injury: New insights in understanding reperfusion failure, hemorrhage, and edema.</a> Int J Stroke. 10 (2), 143-152 (2015).</li>
<li>Sommer, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ischemic+stroke%3A+experimental+models+and+reality%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol%22%5BJournal%5D)">Ischemic stroke: experimental models and reality.</a> Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).</li>
<li>Hill, J. W., Nemoto, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+middle+cerebral+artery+occlusion+with+complete+reperfusion+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22MethodsX%22%5BJournal%5D)">Transient middle cerebral artery occlusion with complete reperfusion in spontaneously hypertensive rats.</a> MethodsX. 1, 283-291 (2014).</li>
<li>Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+studies+of+ischemic+brain+edema%5BTitle%5D)+AND+%22Nosotchu%22%5BJournal%5D)">Experimental studies of ischemic brain edema.</a> Nosotchu. 8 (1), 1-8 (1986).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Justić, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redefining+the+Koizumi+model+of+mouse+cerebral+ischemia%3A+A+comparative+longitudinal+study+of+cerebral+and+retinal+ischemia+in+the+Koizumi+and+Longa+middle+cerebral+artery+occlusion+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+and+Metab%22%5BJournal%5D)">Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models.</a> J Cereb Blood Flow and Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).</li>
<li>El Amki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypothalamic%2C+thalamic+and+hippocampal+lesions+in+the+mouse+MCAO+model%3A+Potential+involvement+of+deep+cerebral+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22J+of+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Hypothalamic, thalamic and hippocampal lesions in the mouse MCAO model: Potential involvement of deep cerebral arteries.</a> J of Neurosci Methods. 254, 80-85 (2015).</li>
<li>Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+Stroke+in+Mice+-+Middle+Cerebral+Artery+Occlusion+with+the+Filament+Model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Modeling Stroke in Mice - Middle Cerebral Artery Occlusion with the Filament Model.</a> J Vis Exp. (47), e2423(2011).</li>
<li>Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Gibson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Middle+cerebral+artery+occlusion+allowing+reperfusion+via+common+carotid+artery+repair+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Middle cerebral artery occlusion allowing reperfusion via common carotid artery repair in mice.</a> J Vis Exp. (143), e58191(2019).</li>
<li>Morris, G. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+of+variables+influencing+ischemic+injury+in+the+longa+and+koizumi+methods+of+intraluminal+filament+middle+cerebral+artery+occlusion+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A comparative study of variables influencing ischemic injury in the longa and koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice.</a> PLoS One. 11 (2), e0148503(2016).</li>
<li>Shimamura, N., Matchett, G., Tsubokawa, T., Ohkuma, H., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+silicon-coated+nylon+suture+to+plain+nylon+suture+in+the+rat+middle+cerebral+artery+occlusion+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison of silicon-coated nylon suture to plain nylon suture in the rat middle cerebral artery occlusion model.</a> J Neurosci Methods. 156 (1-2), 161-165 (2006).</li>
<li>Guan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+suture+properties+on+stability+of+middle+cerebral+artery+occlusion+evaluated+by+synchrotron+radiation+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Effect of suture properties on stability of middle cerebral artery occlusion evaluated by synchrotron radiation angiography.</a> Stroke. 43 (3), 888-891 (2012).</li>
<li>Yuan, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+suture+middle+cerebral+artery+occlusion+model+in+C57BL%2F6+mice+circumvents+posterior+communicating+artery+dysplasia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Optimizing suture middle cerebral artery occlusion model in C57BL/6 mice circumvents posterior communicating artery dysplasia.</a> J Neurotrauma. 29 (7), 1499-1505 (2012).</li>
<li>Kitagawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+ischemia+after+bilateral+carotid+artery+occlusion+and+intraluminal+suture+occlusion+in+mice%3A+Evaluation+of+the+patency+of+the+posterior+communicating+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+and+Metab%22%5BJournal%5D)">Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery.</a> J Cereb Blood Flow and Metab. 18 (5), 570-579 (1998).</li>
<li>McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extension+of+cerebral+hypoperfusion+and+ischaemic+pathology+beyond+MCA+territory+after+intraluminal+filament+occlusion+in+C57Bl%2F6J+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice.</a> Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinctions+between+the+Koizumi+and+Zea+Longa+methods+for+middle+cerebral+artery+occlusion+%28MCAO%29+model%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis+of+rodent+data%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Distinctions between the Koizumi and Zea Longa methods for middle cerebral artery occlusion (MCAO) model: a systematic review and meta-analysis of rodent data.</a> Sci Rep. 13 (1), 10247(2023).</li>
<li>Trueman, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-examination+of+the+intraluminal+filament+mcao+model%3A+impact+of+external+carotid+artery+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Transl+Stroke+Res%22%5BJournal%5D)">A critical re-examination of the intraluminal filament mcao model: impact of external carotid artery transection.</a> Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Solution cutanée de bétadine 10g/100ml</td><td>Alcaloïde Skopje</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Suture en soie tressée</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Suture Dafilon 5/0 DS16</td><td>B. Braun</td><td>C0936154</td><td></td></tr><tr><td>Dolokain 20 mg/g gel</td><td>Jadran-Galenski Laboratorij</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 pince Fine</td><td>Science Tools</td><td>11251-20</td><td>2 pièces</td></tr><tr><td>Pince Dumont #7</td><td>Fine Science Tools</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Pince à fermeture automatique Dumont N0</td><td>Fine Science Tools</td><td>11480-11</td><td></td></tr><tr><td>Durapore Ruban chirurgical 1,25cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057169</td><td></td></tr><tr><td>Durapore Ruban chirurgical 2,5cm x 9,1m</td><td>3M</td><td>7100057168</td><td></td></tr><tr><td>Thermostat externe</td><td>Petnap</td><td>1012536</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguilles Halsey</td><td>Fine Science Tools</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>Outils de science fine</td><td>18000-50</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris</td><td>Outils de science fine</td><td>14060-10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane USP</td><td>Piramal soins intensifs</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Laser Doppler</td><td>Monitor Moor</td><td>MOORVMS-LDF2</td><td></td></tr><tr><td>Metal Pet Heat Pad</td><td>Petnap</td><td></td><td></td>1012525</tr><tr><td>Ciseaux à ressort Micro Vannas</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00</td><td></td></tr><tr><td>Écarteur Mini-colibri</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-01</td><td></td></tr><tr><td>Recugel pommade pour les yeux</td><td>Bausch& Lomb</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>S& T B-1 micro pince pour cuve</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>00396-01</td><td>2 pièces</td></tr><tr><td>S& Pince à appliquer T micro clamp</td><td>Fine Science Tools</td><td>00071-14</td><td></td></tr><tr><td>Schwartz micro serrefines</td><td>Fine Science Tools</td><td>18052-01</td><td></td></tr><tr><td>Stemi DV4 Spot stéréomicroscope</td><td>Zeiss</td><td>000000-1018-453</td><td></td></tr><tr><td>Steri-Strip Reinforced Adhesive Skin Closures 3 mm x 75 mm</td><td>3M</td><td>7100236545</td><td></td></tr><tr><td>Pince à tissus droite</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>SZX Bras de support</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STS</td><td></td></tr><tr><td>Tec III série 300 vaporisateur calibré</td><td>Vaporizer Sales and Service inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Support Universel Type 2</td><td>Olympus</td><td>SZ2-STU2</td><td></td></tr><tr><td>VetFlo Support d’Anesthésie Six Canaux</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1225</td><td>Modifié pour le mélange O2/N2</td></tr></tbody></table>

optimisation de la méthode d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne longa pour une reperfusion complète

Optimization of the Longa Middle Cerebral Artery Occlusion Method for Complete Reperfusion

L’IRM peropératoire ou postopératoire, en particulier l’imagerie pondérée en perfusion (PWI) et/ou l’imagerie pondérée en diffusion (DWI) (Figure 2) peuvent offrir la preuve définitive de la réussite d’une procédure. L’IPP peropératoire montre une ischémie critique dans la région IPSILATÉRALE du MCA, confirmant ainsi que le placement du filament a entraîné une occlusion complète. L’IPP postopératoire d’une procédure réussie présente une hyperperfusion au cœur de la lésion, ainsi qu’un certain degré de reperfusion aux frontières de la région MCA. Les lésions peropératoires de la DWI correspondent aux régions ischémiques observées sur la PWI peropératoire. Les lésions postopératoires de la DWI présentent un rétrécissement vers le noyau de la lésion ischémique, accompagné d’une diminution significative du coefficient de diffusion apparent de la lésion, ce qui la rend plus foncée que les lésions peropératoires de la DWI et le tissu cérébral réperfusé environnant. Les scans anatomiques T2 standard, à la fois peropératoires et postopératoires, ne montrent généralement rien de remarquable, sauf en cas d’hémorragie induite par le filament
(Figure 3). Dans de tels cas, les scanners PWI et DWI révèlent une ischémie incomplète ou inexistante.
Le processus de reperfusion suit dans les 48 heures suivantes, et il est confirmé qu’il a eu lieu sur les IRM effectuées le deuxième jour après l’intervention (Figure 2, CBF le jour 2). Les scintigraphies PWI montrent une reperfusion complète dans le site de la lésion avec une légère hyperperfusion dans le noyau de la lésion. Les scintigraphies DWI montrent plusieurs régions où les coefficients de diffusion apparents sont abaissés en raison de la formation d’un œdème cérébral. Les scans anatomiques T2 indiquent des régions hyperintenses d’œdème enveloppant les régions MCA, sans implication des régions non MCA telles que l’hippocampe.
Au réveil, l’animal présente des signes évidents d’AVC aigu. Les symptômes comportementaux courants comprennent une augmentation du tonus musculaire du côté de la lésion, ce qui oblige l’animal à fléchir son torse dans cette direction. Les cercles et les rotations dans le sens ipsilatéral sont également des signes évidents d’un accident vasculaire cérébral aigu. L’ataxie de la marche suggère souvent l’implication de l’hippocampe dans le volume de la lésion ischémique. Cependant, ce symptôme peut manquer de spécificité dans la phase hyperaiguë en raison des effets secondaires de l’anesthésie à l’isoflurane. Dans les jours qui suivent, l’animal devrait développer une flexion ipsilatérale des membres antérieurs et une aggravation de son état postural, accompagnée d’une absence de réflexe de moustache. Le taux de mortalité atteint un pic environ 3 jours après l’intervention en raison d’un œdème cérébral. La phase chronique commence après que l’œdème cérébral commence à se résorber. Pendant ce temps, l’animal peut présenter une rétention d’urine. Pour cette raison, il est important d’inspecter l’animal pour détecter toute rigidité de la vessie ainsi qu’un capuchon ferme à la sortie de l’urètre. La plupart du temps, ce problème peut être résolu en massant doucement la vessie pour faciliter la miction. Les signes de récupération de poids apparaissent généralement dans les 7 premiers jours suivant le début de l’AVC.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig02.jpg"> Figure 2 : Exemple représentatif d’un MCAO réussi avec reperfusion complète confirmée par IRM. CBF, ADC et T2w sont respectivement l’abréviation de cartes de débit sanguin cérébral, de cartes de coefficient de diffusion apparent et de scans anatomiques pondérés en T2. L’intra-opératoire, le postopératoire et le D02 signifient 3 points temporels différents de l’imagerie après le début de l’ischémie, après le début de la reperfusion et le deuxième jour après le MCAO, respectivement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig03.jpg"> Figure 3 : Examens IRM représentatifs d’une hémorragie induite par un filament pendant la procédure MCAO. CBF, ADC et T2w sont respectivement l’abréviation de cartes de débit sanguin cérébral, de cartes de coefficient de diffusion apparent et de scans anatomiques pondérés en T2. L’intra-opératoire, le postopératoire et le D02 signifient 3 points temporels différents de l’imagerie : après le début de l’ischémie, après le début de la reperfusion et le deuxième jour après le MCAO, respectivement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66720/66720fig04.jpg"> Figure 4 : Une illustration du bon placement du filament au niveau de la branche moyenne de l’artère cérébrale. Dans la plupart des cas, la partie en silicium du filament (de couleur blanche) se loge dans la partie proximale de l’artère cérébrale antérieure (ACA) environ 2 mm plus loin que le point de ramification de l’ACM. Normalement, la région cérébrale de l’ACA n’est pas affectée chez la souris, car l’ACA se joint à la région controlatérale en un azygos ACA singulier. Les artères touchées sont indiquées en gris. À gauche, le CCA est laissé breveté pendant la période d’ischémie, fournissant ainsi du sang à toutes les branches de l’ICA jusqu’au MCA qui est occlus avec la partie silicium du filament. Sur la droite, le filament est positionné de manière identique, sauf que la ligature CCA est maintenue pendant la période d’ischémie. Étant donné que PcomA (de couleur verte) n’est pas perméable dans la plupart des cas, si la ligature CCA est conservée, l’AVC enveloppe de manière non sélective la majorité de l’hémisphère ipsilatéral via MCA, AchA, VTA, HTA et PCA. Dans ces cas, des signes d’infarctus aigu de l’œil (leucocolie et anisocorie) peuvent également être observés en raison d’un blocage de l’APP. Créé avec BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66720/66720fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Optimisation de la méthode d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne Longa pour une reperfusion complète

The middle cerebral artery occlusion model serves as the primary animal model for studying ischemic stroke. Despite being used in research for over three ...

optimization-longa-middle-cerebral-artery-occlusion-method-for

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Le intraluminale de l'artère cérébrale occlusion (MCAO) est le modèle le plus fréquemment utilisé chez les modèles expérimentaux ischémiques AVC. Ici, nous allons démontrer tout le modèle en détail avec le guide de Laser Doppler, et ses résultats représentatifs.

Intraluminale Occlusion Artère cérébrale moyenne (MCAO) Modèle pour l&#39;AVC ischémique avec guidage laser Doppler chez la souris

Il ya plus de preuves que le préconditionnement ischémique (PC) - un défi ischémique non dommageable pour le cerveau - confère une protection contre les transitoires à un accident ischémique dommageable ultérieure. Nous avons établi bilatérale carotide commune occlusion de l'artère (BCCAO) comme un stimulus de préconditionnement pour induire une tolérance ischémique précoce (IT) à transitoire ischémie cérébrale focale (induite par occlusion de l'artère cérébrale moyenne, MCAO) dans souris...

Occlusion bilatérale de l&#39;artère carotide commune comme un stimulus suffisant pour provoquer le préconditionnement précoce Tolérance ischémique à une ischémie cérébrale focale

Nous décrivons une méthode hautement reproductible pour l'occlusion permanente d'un important vaisseau sanguin cérébral des rongeurs. Cette technique peut être accompli avec très peu de dommages périphérique, la perte de sang minime, un taux élevé de survie à long terme, et le volume de l'infarctus cohérent en rapport avec la population clinique humaine.

Permanent occlusion des vaisseaux cérébraux<em&gt; Via</em&gt; Double ligature et Transection

Ce protocole décrit un préconditionnement hypoxique répétitif, ou de brèves expositions à une hypoxie systémique qui réduisent les volumes d’infarctus et la perturbation de la barrière hémato-encéphalique suite à une occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne chez la souris. Il détaille également la double quantification du volume de l’infarctus et de la perturbation de la barrière hémato-encéphalique après un AVC afin d’évaluer l’efficacité de la protection neurovasculaire.

Quantification de la protection neurovasculaire Après répétitive hypoxique préconditionnement et transitoire Moyen Cerebral Artery Occlusion chez la souris

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Approche chirurgicale pour Occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

Nous décrivons un modèle murin d’AVC induit par l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne à l’aide d’une suture recouverte de silicone. Le protocole peut être appliqué pour induire une occlusion permanente ou une ischémie temporaire, suivie d’une reperfusion.

Induction de l&#39;AVC ischémique et ischémie-reperfusion chez la souris Utilisation de l&#39;artère moyenne Occlusion Technique et visualisation des Infarctus Zone

L’AVC néonatal est une cause importante de lésions cérébrales précoces nécessitant un modèle translationnel avec des modèles de lésions focales cohérents et une reproductibilité élevée afin de permettre l’étude. Cette étude décrit la procédure chirurgicale détaillée pour créer une lésion d’ischémie-reperfusion focale unilatérale non hémorragique chez les rongeurs équivalents à terme.

Transitoire cérébrale moyenne Artère Occlusion Modèle de l&#39;AVC néonatale chez les rats P10

Intraluminale filament une occlusion de l’artère cérébrale moyenne est le modèle le plus souvent utilisé en vivo d’accidents cérébrovasculaires chez les rongeurs. Une autre approche chirurgicale pour permettre la réparation de l’artère carotide commune est effectuée ici, qui permet à la reperfusion de l’artère carotide commune et une reperfusion intégrale sur le territoire de l’artère cérébrale moyenne.

Occlusion de l’artère cérébrale moyenne permettant une Reperfusion par l’intermédiaire de réparation de l’artère carotide commune chez les souris

Un modèle murin d’ischémie-reperfusion cérébrale est mis en place pour étudier la physiopathologie des accidents vasculaires cérébraux. Nous distalement ligaturer l’artère cérébrale moyenne droite et artère carotide commune droite et restaurer le flux sanguin après 10 ou 40 min d’ischémie.

Modèle de souris de deux vaisseaux Occlusion d’ischémie-reperfusion cérébrale

Ce protocole décrit le modèle d’ischémie cérébrale focale transitoire chez la souris par occlusion intraluminale de l’artère cérébrale moyenne. De plus, des exemples d’évaluation des résultats sont présentés à l’aide de l’imagerie par résonance magnétique et de tests comportementaux.

Modèle d’occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne de l’AVC

Ce protocole décrit le processus de préparation à la reperfusion de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide commune.

Préparation d’un modèle modifié pour la reperfusion de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne

Découvrez une méthode optimisée d'occlusion de l'artère cérébrale moyenne chez la souris pour la recherche sur l'accident vasculaire cérébral ischémique. Ce protocole améliore la reperfusion complète et la reproductibilité des résultats.

Optimisation de la méthode d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne Longa pour une reperfusion complète

Explorer plus de vidéos