Name: Détermination du débit cardiaque dans un modèle porcin pour la perfusion pulmonaire ex vivo (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-28T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: Découvrez la méthode de thermodilution par voie jugulaire pour estimer le débit cardiaque chez le porc. Cette technique optimise la perfusion pulmonaire ex vivo et améliore la préservation des greffons.

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Les auteurs tiennent à remercier Roberto, Rueda et Sergio Martínez pour leur aide technique inestimable en matière de soutien technique avec les animaux.

Le protocole (B09-17) a été approuvé par le comité de bioéthique de l’INER (Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias « Ismael Cosio Villegas »). Vingt-trois porcs Landrace cliniquement sains des deux sexes, pesant entre 20 et 25 kg, ont été utilisés pour cette étude. Les animaux ont été manipulés conformément aux spécifications techniques pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de la norme officielle mexicaine17 et du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des États-Unis18. Tous les animaux ont été obtenus de l’Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Ismael Cosio Villegas et ont été logés dans des cages individuelles dans des conditions environnementales identiques, pourvus d’eau et de nourriture à volonté. Chez tous les animaux, un cathéter de thermodilution a été placé dans la veine jugulaire droite, et un cathéter artériel a été placé dans l’artère carotide du même côté pour recueillir les gaz sanguins et calculer ensuite le CO. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés sont répertoriés dans le tableau des matériaux.
1. Préparation expérimentale
<ol><li>Diluer 1000 UI d’héparine dans chacune des trois solutions de chlorure de sodium à 0,9 % de 250 mL (solution saline, SS).</li>
	<li>Fixez les transducteurs de pression au moniteur de signes vitaux. Utilisez chaque sonde pour mesurer la pression à l’orifice correspondant du cathéter de thermodilution.</li>
	<li>Connectez les solutions héparinées au transducteur par perfusion intraveineuse sans aiguille. Assurez-vous qu’ils sont dégagés et prêts à être connectés au cathéter.</li>
	<li>Retirez le cathéter de thermodilution de l’emballage. Immergez l’extrémité distale dans du NaCl à 0,9 % pour vérifier l’intégrité du ballonnet.</li>
	<li>Vérifiez la perméabilité des connexions distales et proximales du cathéter. Gardez le cathéter sur la table de l’instrument chirurgical jusqu’à ce qu’il soit utilisé.</li>
</ol>2. Préparation des animaux
<ol><li>Administrer 0,05 mg/kg d’atropine et 4 mg/kg de tilétamine-zolazépam par voie intramusculaire à tous les porcs dans la salle de préparation des animaux (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement).</li>
	<li>Laissez les porcs tranquilles, mais sous surveillance jusqu’à ce qu’ils deviennent couchés et restez dans cette position sans signes d’excitation ou de réponse aux stimuli nociceptifs.</li>
	<li>Placez l’animal sous sédation en position couchée et insérez un cathéter dans la veine marginale de l’oreille gauche.</li>
	<li>Transférez l’animal au bloc opératoire pour la chirurgie.</li>
	<li>Placez l’animal en position dorsale et administrez-lui 4 mg/kg de propofol IV, 300 μg/kg de bromure de vecuronium et 0,1 mg/kg de fentanyl IV.</li>
	<li>Abaissez la mandibule du porc avec l’aide du personnel de laboratoire pour garder la bouche ouverte et la langue sortie.</li>
	<li>Vaporisez 10% de lidocaïne sur les cordes vocales, nettoyez la salive accumulée avec de la gaze maintenue par une pince à anneau et séparez l’épiglotte de l’ouverture laryngée.</li>
	<li>Identifiez l’entrée trachéale à l’aide d’un laryngoscope et d’une lame droite numéro 3, puis insérez une sonde endotrachéale 7 Fr à l’aide d’un ballonnet.</li>
	<li>Gonflez le ballon et fixez le tube à la mandibule après avoir vérifié son placement dans les voies respiratoires.</li>
	<li>Connectez le porc à l’appareil d’anesthésie pour maintenir un état anesthésique avec du sévoflurane à 2,5 % à 3 % (figure 1).</li>
	<li>Aérer l’animal en mode ventilation à volume contrôlé avec une fréquence de 25 respirations/min, un volume courant de 6 à 8 mL/kg de poids, une FiOde 2 % de 50 % à 70 % pour maintenir une SaO2 supérieure à 90 %, un déclencheur de 2, une pression expiratoire positive (PEP) de 5 cmH2O, un rapport d’inspiration de 1:2 s et un débit inspiratoire de 15 L/min et maximum de 30 L/min.</li>
</ol>3. Mise en place du cathéter de thermodilution et mesure du débit cardiaque
<ol><li>Maintenez l’animal en position dorsale sous anesthésie générale et effectuez une antisepsie de la région cervicale avec de l’iodopovidone (Figure 2). Faites une incision paramédiane de 10 cm à l’aide d’un crayon d’électrocautérisation et disséquez le tissu sous-cutané pour exposer la veine jugulaire externe droite par dissection contondante.</li>
	<li>Placez deux sutures en soie 2-0, l’une au niveau de la partie distale et l’autre au niveau de la partie proximale du vaisseau disséqué (Figure 3).</li>
	<li>Insérez le cathéter extracorporellement du site du cou à la région thoracique où se trouve le cœur. Mesurez la profondeur d’insertion à l’aide de marques sur le cathéter pour atteindre l’artère pulmonaire (AP). Lissez la partie distale du vaisseau et placez une double boucle dans la partie proximale pour fixer le cathéter une fois inséré.</li>
	<li>Faites une incision transversale de 2 mm sur la partie ventrale du vaisseau à l’aide de ciseaux à eis. Ouvrez les bords de l’incision à l’aide de la pince hémostatique anti-moustique de Halsted et insérez le cathéter de thermodilution 5Fr dans la veine jugulaire droite (figures 4, 5 et 6). Dirigez le cathéter vers l’artère pulmonaire (AP) en suivant les courbes affichées sur le moniteur.</li>
</ol>4. Mise en place du cathéter artériel
<ol><li>Une fois la veine disséquée et les sutures de référence placées, déplacez le muscle sternocéphale (équivalent au sternocléidomastoïde) latéralement.</li>
	<li>Disséquez la musculature prétrachéale (sternohyoïde) jusqu’à ce que l’artère carotide soit exposée.</li>
	<li>Canulez l’artère carotide similaire à la veine jugulaire et connectez-la au transducteur de pression pour surveiller la pression artérielle systémique.</li>
</ol>5. Évaluation
<ol><li>Une fois que le cathéter de thermodilution est placé dans la veine jugulaire droite et que le cathéter artériel est placé dans l’artère carotide du même côté, prélevez des échantillons pour l’analyse des gaz du sang.</li>
	<li>Obtenez les valeurs de gaz du sang et évaluez le débit cardiaque (CO) à l’aide de la méthode de thermodilution, de la surface corporelle et de la méthode de Fick. REMARQUE : Pour connaître les procédures détaillées, veuillez consulter les rapports19-21 publiés précédemment.</li>
</ol>6. Analyse statistique
<ol><li>Analysez les données démontrant une distribution normale à l’aide de l’analyse de variance (ANOVA) et effectuez le test post hoc de Tukey. Exprimez les valeurs sous forme de moyenne ± d’erreur type. Considérons les valeurs p <0,05 comme indiquant une signification statistique.</li>
</ol>7. Mesure de la thermodilution
<ol><li>Injecter un bolus de 5 mL de SS froid à 4 °C dans la lumière proximale du cathéter de thermodilution en moins de 4 s.</li>
	<li>Observez la courbe de thermodilution (température/temps) sur l’écran du moniteur. La courbe doit montrer une montée rapide suivie d’une descente douce et progressive jusqu’à la ligne de base, avec des valeurs numériques affichées avec une ou deux décimales.</li>
	<li>Répétez le processus d’injection de bolus avec deux bolus supplémentaires de SS froid jusqu’à ce que les courbes soient valides, similaires et à moins de 10 % de la valeur moyenne.</li>
	<li>Après avoir vérifié la validité et la similitude des courbes, calculez la moyenne des trois valeurs et enregistrez-la comme valeur finale de CO en litres par minute. Obtenez le CO et d’autres indices de la courbe de thermodilution en utilisant des calculs basés sur l’équation de Stewart-Hamilton21.</li>
</ol>8. Détermination du débit cardiaque ajusté en fonction de la surface corporelle (BSA) ou de l’indice cardiaque
<ol><li>Pour déterminer le débit cardiaque (IC) ajusté, calculez la surface corporelle (BSA) à l’aide de la formule de DuBois-DuBois19 : BSA = 0,007184 × (taille (cm)0,725) × (poids (kg)0,425).</li>
	<li>Une fois la BSA obtenue, calculez l’IC à l’aide de la formule20 : CI = CO/BSA. REMARQUE : Le CO est déterminé à l’étape 7.</li>
</ol>9. Estimation du débit cardiaque par la méthode de Fick
<ol><li>Pour calculer le débit cardiaque (CO) à l’aide de la méthode de Fick, il faut déterminer la consommation d’oxygène (VO2) et la différence entre les niveaux d’oxygène obtenus à partir des gaz sanguins artériels (SaO2) et veineux (SvO2). Calculez VO2 à l’aide de la formule21 : VO2 = CO x (SaO2 - SvO2).</li>
	<li>Ensuite, déterminez le débit cardiaque à l’aide de la formule21 : CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10).</li>
</ol>10. Estimation du débit cardiaque par poids corporel
<ol><li>Déterminer le débit cardiaque par poids corporel des animaux selon les rapports précédents 8,15. REMARQUE : Dans le protocole EVLP, divers groupes ont signalé que le débit cardiaque (CO) estimé par poids corporel chez les porcs est de 100 mL/kg 8,15.</li>
</ol>11. Euthanasie
<ol><li>Euthanasier tous les animaux présentant une surdose de pentobarbital sodique (150 mg/kg/IV) par la gaine de la veine jugulaire (conformément aux protocoles approuvés par l’établissement) une fois toutes les mesures effectuées.</li>
	<li>Poursuivre l’anesthésie générale et la surveillance cardiaque jusqu’à ce que le tracé de l’électrocardiographie (ECG) ne montre aucune activité électrique cardiaque17,18.</li>
</ol>

Technique chirurgicale pour la mise en place d’un cathéter de thermodilution de la veine jugulaire chez le porc

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</ol>

Les auteurs ont déclaré qu’il n’existe pas d’intérêts concurrents.

L’EVLP chez le porc a une traduction directe dans la pratique clinique humaine, compte tenu de la comparabilité de la taille, de la physiologie et de la séquence génomique des deux espèces22. Selon le protocole EVLP sélectionné par le chercheur, la mesure du CO est essentielle pour déterminer le débit nécessaire à la perfusion des poumons. De plus, en fonction des ressources et des connaissances disponibles, la méthode appropriée peut être choisie. Cependant, aucune étude n’a comparé les méthodes d’évaluation simultanée du CO à une méthode de référence. Par conséquent, cette étude a été conçue pour comparer quatre techniques de mesure du CO afin d’estimer le débit pulmonaire pendant l’EVLP. Nous avons inclus deux techniques généralement utilisées dans les études hémodynamiques expérimentales en laboratoire et deux techniques qui utilisent des paramètres cardiovasculaires calculés utilisés dans les soins cliniques. Cette étude a montré que chez des porcs en bonne santé, lorsque les quatre techniques étaient directement comparées, la valeur produite par la méthode BSA ajustée était significativement différente.
La méthode de référence, la thermodilution, offre des mesures rapides, faciles et instantanées ; Par conséquent, si l’on a accès à des instruments de mesure et d’acquisition de données, et en fonction des besoins du protocole, les cathéters de thermodilution sont idéaux. De plus, cette méthode est basée sur des principes physiques simples et est très précise puisqu’elle utilise des indicateurs qui quantifient indirectement le flux sanguin23. Cette méthode a été décrite pour la première fois en 1970 ; Après avoir injecté un volume prédéterminé de solution saline froide dans le port proximal d’un cathéter artériel pulmonaire, les variations thermiques dans le sang sont mesurées. Dans cette étude, la dissection vasculaire ouverte a été utilisée pour canuler la veine jugulaire et l’artère carotide en raison de la facilité de visibilité lors de l’incision de la peau et de la séparation des muscles du cou, ce qui a conduit à l’utilisation systématique de cette technique dans notre laboratoire. Il convient de mentionner que la technique Seldinger peut être utilisée dans ce modèle expérimental ; Cependant, en plus de nécessiter un équipement supplémentaire, d’après notre expérience, cette technique est difficile à réaliser chez les porcs si l’on ne dispose pas d’une formation suffisante.
Les avantages de la technique de thermodilution comprennent sa fiabilité et la facilité d’effectuer des mesures en série sans avoir besoin d’obtenir des échantillons de sang, comme l’exige la méthode23 de Fick. D’autre part, les paramètres cardiovasculaires calculés sont des outils cliniques importants qui complètent les mesures directes lors de l’évaluation de l’état du système cardiovasculaire. L’IC est utilisé pour montrer comment le CO et la BSA sont corrélés. Cet indice cardiovasculaire dérivé est important et facile à calculer, ce qui le rend attrayant pour la prise de décision dans des contextes aux ressources limitées20. Cependant, dans cette étude, la méthode BSA a donné des valeurs significativement plus élevées que les autres méthodes, ce qui peut indiquer une surestimation du débit de perfusion pulmonaire par rapport au débit obtenu à l’aide des autres méthodes.
La mesure du débit cardiaque par Fick a été décrite pour la première fois en 1870 comme une méthode de mesure du CO chez l’homme. Fick a postulé que l’absorption ou la libération totale d’oxygène par les poumons est le produit du flux sanguin dans les poumons et de la différence artérioveineuse dans l’oxygène sanguin. Cette technique est utilisée dans les laboratoires de cathétérisme cardiaque car elle est très précise et fournit des informations sur les tendances numériques basées sur des modèles mathématiques ; cependant, il n’est pas pratique pour une utilisation en milieu clinique ou pour la mesure continue du CO21,24.
En ce qui concerne le CO obtenu par la méthode du poids, nous avons constaté que cette valeur est inférieure à celles des autres méthodes, mais elle pourrait être utile pour ceux qui pratiquent l’EVLP chez les porcs. Comme décrit par Beller et al.8, qui ont comparé l’EVLP avec des débits de 20 % du CO prédit, il a été constaté que cette approche améliorait la fonction pulmonaire, réduisait l’œdème et atténuait l’inflammation après la transplantation.
Enfin, la littérature indique que les différentes techniques de surveillance du CO ont leurs propres limites et qu’aucun appareil ne peut répondre à toutes les exigences de la pratique. Cependant, en fonction des besoins du chercheur, s’il y a un accès limité aux outils de mesure avancés, la détermination du CO par calcul est également fiable, simple, reproductible et nécessite moins de temps que les techniques invasives 2,20. Bien que ces méthodes d’estimation du CO soient fiables, il existe des différences significatives entre elles. Par conséquent, chaque méthode doit être évaluée par le chercheur afin de déterminer laquelle répond aux besoins de son protocole.
Il convient de mentionner que cette étude a une limite car une comparaison avec d’autres techniques de mesure du CO largement utilisées, telles que la technologie Doppler (transthoracique, transœsophagienne et échocardiographie) ou la bioimpédance-bioréactance électrique thoracique, n’a pas été incluse ici. L’inclusion de ces méthodes pourrait fournir des informations précieuses sur la concordance entre ces techniques et le cathétérisme de l’artère pulmonaire (CAP) pour la mesure du CO chez les porcs.

Dans les centres de transplantation pulmonaire, la perfusion pulmonaire ex vivo (EVLP) est un outil qui permet d’augmenter le potentiel de don de poumons qui ne répondent pas aux critères standard de transplantation1. Ceci est réalisé en préservant et en améliorant la fonctionnalité pulmonaire des donneurs en état de mort cérébrale ou en arrêt cardiaque, ainsi qu’en évaluant les performances pulmonaires avant la transplantation 2,3,4. En EVLP, une pompe de circulation extracorporelle permet la perfusion du poumon à travers un échangeur de gaz à membrane et un filtre piégeage des leucocytes5.
À ce jour, plusieurs protocoles EVLP ont été décrits (Toronto, Lund et Organ Care System). Ceux-ci sont différenciés par le type de solution de perfusion utilisée, si l’oreillette gauche est maintenue ouverte ou fermée pendant la perfusion, et par le débit de perfusion, qui varie de 40% à 100% (selon la technique utilisée) du débit cardiaque (CO) estimé du donneur 6,7,8. Le CO est la quantité de sang pompée par le cœur par minute9 et est le mécanisme par lequel la perfusion tissulaire est maintenue. Ainsi, la surveillance du CO assure une bonne oxygénation des tissus. Le CO, un produit de la fréquence cardiaque et du volume systolique, est mesuré en litres 10,11,12. Cependant, cette approche pour maintenir la perfusion tissulaire dépend également d’autres facteurs, tels que le retour veineux, l’utilisation périphérique de l’oxygène, la résistance vasculaire systémique, la respiration, le volume sanguin total et la position corporelle12.
Il existe plusieurs appareils de mesure et de surveillance du CO, dont certains utilisent des principes physiques simples, tandis que d’autres utilisent des modèles mathématiques. Ces méthodes comprennent le principe de Fick, la thermodilution (dilution transpulmonaire ou au lithium), l’analyse de l’onde de pression artérielle pour estimer le volume systolique (SV), et des méthodes moins invasives telles que le Doppler ou la bioréactance thoracique. Cependant, aucun appareil de surveillance du CO ne peut répondre à toutes les exigences cliniques en raison des limites de la technique de surveillance correspondante10,13.
La mesure du CO par thermodilution transcardiaque est une méthode simple et facilement reproductible chez le porc. Il s’agit de placer un cathéter avec une thermistance dans l’artère pulmonaire et d’injecter un volume de liquide à une température inférieure à celle du sang. La thermistance détecte les changements de température au fil du temps, qui sont ensuite tracés sous la forme d’une courbe, l’aire sous la courbe représentant le volume minute14. Diverses études ont montré que pour les modèles animaux EVLP, le CO peut être calculé en poids (100 mL/kg)15, par thermodilution et par la méthode de Fick10,13. Cependant, en clinique, le CO est calculé à l’aide de l’indice cardiaque (IC), qui est le CO ajusté à la surface corporelle du donneur16. Néanmoins, il n’existe pas d’études comparant ces méthodes dans des modèles expérimentaux de porcs.
L’objectif de cette étude était de reproduire la mesure du CO par thermodilution chez les porcs et de comparer sa précision et son exactitude avec celles obtenues à l’aide du CO ajusté par la BSA, le poids et la méthode de Fick pour établir le débit de perfusion pendant l’EVLP.

<table><tbody><tr><td>Appareil d’anesthésie</td><td>General Electric</td><td>Carescape 620</td><td></td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Amixteria, Stern Pharma GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Catheter Insyte Autoguard 20 GA</td><td>Becton Dickinson</td><td>381434</td><td></td></tr><tr><td>Crayon d’électrocautérisation</td><td>BBraun Aesculap</td><td>GN211</td><td></td></tr><tr><td>Tube endotrachéal avec ballon 7 Fr</td><td>Rush</td><td>MG 027770 002</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Janssen-Cilag</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iodopovidone</td><td>Degasa</td><td>NDC6732635208</td><td></td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td>Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lidocaïne Spray</td><td>Pise</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transducteurs de pression</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX260</td><td></td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sevofluorane</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sutures en soie 2-0</td><td>Covidien</td><td>GS833</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lame droite de laryngoscope #3</td><td>Miller ; Cathéter</td> de thermodilution Riester <td></td><td></td></tr><tr><td>Swan-Ganz 5Fr Cathéter</td> de <td>thermodilution Ballon Arrow</td><td>Ref AI-07165</td><td></td></tr><tr><td>Tiletamine-zolazépam</td><td>Virbac</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bromure de Vecuronium</td><td>Pise</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

détermination du débit cardiaque dans un modèle porcin pour la perfusion pulmonaire ex vivo

Determination of Cardiac Output in a Porcine Model for Ex Vivo Pulmonary Perfusion

En raison de leurs similitudes physiologiques avec les humains, les porcs sont utilisés comme modèles expérimentaux pour la perfusion pulmonaire ex vivo (EVLP). L’EVLP est une technique qui perfore les poumons qui ne sont pas adaptés à la transplantation via une pompe de circulation extracorporelle afin d’améliorer leur fonction et d’augmenter leur viabilité. Les protocoles EVLP existants se différencient par le type de solution de perfusion et le débit de perfusion, qui varie de 40 % à 100 % du débit cardiaque (CO) estimé en fonction de la surface corporelle (BSA). Les appareils de mesure du CO utilisent des principes physiques simples et d’autres modèles mathématiques. La thermodilution dans les modèles animaux continue d’être la norme de référence pour l’estimation du CO en raison de sa simplicité et de sa facilité de reproduction. Par conséquent, l’objectif de cette étude était de reproduire la mesure du CO par thermodilution chez les porcs et de comparer sa précision et son exactitude avec celles obtenues par la BSA, le poids et la méthode de Fick, afin d’établir le débit de perfusion pendant l’EVLP. Chez 23 porcs, un cathéter de thermodilution a été placé dans la veine jugulaire droite, et l’artère carotide du même côté a été canulée. Des échantillons de sang ont été prélevés pour la gosométrie, et le CO a été estimé par thermodilution, surface corporelle ajustée, principe de Fick et par poids corporel. Le CO obtenu par la BSA était plus élevé (p = 0,0001, ANOVA, Tukey) que celui obtenu par les autres méthodes. Nous concluons que, bien que les méthodes utilisées dans cette étude pour estimer le CO soient fiables, il existe des différences significatives entre elles ; Par conséquent, chaque méthode doit être évaluée par l’investigateur afin de déterminer laquelle répond aux besoins du protocole.

Tous les animaux ont survécu à l’intervention chirurgicale et au temps d’étude. Un animal (4,3 %) a développé une déchirure de la veine jugulaire en raison d’une traction excessive lors de l’insertion du cathéter. De plus, aucun des vaisseaux intervenus n’a montré de saignement. Chez les animaux étudiés, une moyenne de 25 à 30 cm d’insertion de cathéter a été nécessaire pour atteindre l’AP. Dans trois cas (13%), le cathéter était dirigé vers le membre supérieur droit du porc. Dans ces cas, le cathéter a été rétracté au site d’insertion, le membre supérieur du porc a été repositionné vers sa tête et la veine jugulaire a été obstruée manuellement pour guider le cathéter vers le cœur. Deux animaux (8,6 %) ont développé une tachycardie et des arythmies lors de l’insertion du cathéter. Ceux-ci se sont résolus d’eux-mêmes et n’ont pas nécessité de prise en charge pharmacologique. Lorsque l’on compare le CO obtenu par les quatre méthodes, la valeur ajustée par la surface corporelle (p &lt; 0,05 ; ANOVA, Tukey) était supérieure à celle obtenue avec la méthode de thermodilution et le CO ajusté en poids (Figure 7).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig01.jpg"> Figure 1 : Configuration de l’intubation et de l’anesthésie. Porc intubé et connecté à un appareil d’anesthésie inhalée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig02.jpg"> Figure 2 : Antisepsie de la région cervicale. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig03.jpg"> Figure 3 : Dissection de la veine jugulaire. La veine jugulaire disséquée et des sutures de référence placées autour d’elle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig04.jpg"> Figure 4 : Insertion du cathéter. Insertion du cathéter dans l’incision transversale de la partie ventrale de la veine jugulaire. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig05.jpg"> Figure 5 : Tracé de l’insertion du cathéter de thermodilution. Traçage d’insertion normal lors de la mise en place du cathéter de thermodilution. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig06.jpg"> Figure 6 : Placement final du cathéter. Fin de la mise en place du cathéter dans la veine jugulaire (A) et l’artère carotide (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig07.jpg"> Figure 7 : Estimation du débit cardiaque. Débit cardiaque le plus élevé (moyenne ± erreur type) estimé par la méthode de la surface corporelle ajustée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig07large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Ce protocole décrit la technique chirurgicale utilisée pour la mise en place d’un cathéter de thermodilution dans la veine jugulaire chez les porcs afin d’estimer le débit cardiaque et d’assurer une perfusion pulmonaire adéquate lors d’une perfusion pulmonaire ex vivo (EVLP).

Détermination du débit cardiaque dans un modèle porcin pour la perfusion pulmonaire ex vivo

Due to their physiological similarities to humans, pigs are used as experimental models for ex vivo lung perfusion (EVLP). EVLP is a technique that ...

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