Name: L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-26T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Découvrez le système d'implant DREAM pour l'électrophysiologie chronique chez les souris et les macaques. Cette méthode légère et modulaire permet d'enregistrer l'activité neuronale pendant des tâches comportementales naturelles.

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Ces travaux ont été soutenus par le Conseil néerlandais de la recherche (NWO ; Crossover Program 17619 « INTENSE », TS) et a reçu un financement du septième programme-cadre de l’Union européenne (FP7/2007-2013) dans le cadre de la convention de subvention n° 600925 (Neuroseeker, TS, FB, PT), ainsi que de la Société Max Planck.

Un système d’implant de sonde économique et polyvalent pour l’électrophysiologie chez la souris

<ol><li>Epsztein, J., Brecht, M., Lee, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+determinants+of+hippocampal+CA1+place+and+silent+cell+activity+in+a+novel+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Intracellular determinants of hippocampal CA1 place and silent cell activity in a novel environment.</a> Neuron. 70 (1), 109-120 (2011).</li>
<li>Okun, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diverse+coupling+of+neurons+to+populations+in+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Diverse coupling of neurons to populations in sensory cortex.</a> Nature. 521 (7553), 511-515 (2015).</li>
<li>Jun, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+silicon+probes+for+high-density+recording+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity.</a> Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).</li>
<li>Znamenskiy, P., Kim, M. -H., Muir, D. R., Iacaruso, M. F., Hofer, S. B., Mrsic-Flogel, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+specificity+of+recurrent+inhibition+in+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Functional specificity of recurrent inhibition in visual cortex.</a> Neuron. 112 (6), 991-1000 (2024).</li>
<li>Rowland, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+of+activity+through+the+cortical+hierarchy+and+perception+are+determined+by+neural+variability%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Propagation of activity through the cortical hierarchy and perception are determined by neural variability.</a> Nat Neurosci. 26 (9), 1584-1594 (2023).</li>
<li>Roth, M. M., Dahmen, J. C., Muir, D. R., Imhof, F., Martini, F. J., Hofer, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thalamic+nuclei+convey+diverse+contextual+information+to+layer+1+of+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Thalamic nuclei convey diverse contextual information to layer 1 of visual cortex.</a> Nat Neurosci. 19 (2), 299-307 (2016).</li>
<li>Zong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+two-photon+calcium+imaging+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Large-scale two-photon calcium imaging in freely moving mice.</a> Cell. 185 (7), 1240-1256 (2022).</li>
<li>Demas, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed%2C+cortex-wide+volumetric+recording+of+neuroactivity+at+cellular+resolution+using+light+beads+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-speed, cortex-wide volumetric recording of neuroactivity at cellular resolution using light beads microscopy.</a> Nat Methods. 18 (9), 1103-1111 (2021).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents+EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+tissue+to+chronically+implanted+neural+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes.</a> J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).</li>
<li>Savya, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+spatiotemporal+dynamics+of+astrocyte+reactivity+following+neural+electrode+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">In vivo spatiotemporal dynamics of astrocyte reactivity following neural electrode implantation.</a> Biomaterials. 289, 121784(2022).</li>
<li>Perge, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-day+signal+instabilities+affect+decoding+performance+in+an+intracortical+neural+interface+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Intra-day signal instabilities affect decoding performance in an intracortical neural interface system.</a> J Neural Eng. 10 (3), 036004(2013).</li>
<li>Pachitariu, M., Steinmetz, N., Kadir, S., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kilosort%3A+realtime+spike-sorting+for+extracellular+electrophysiology+with+hundreds+of+channels%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Kilosort: realtime spike-sorting for extracellular electrophysiology with hundreds of channels.</a> bioRxiv. , 061481(2016).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Drive+fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication.</a> J Vis Exp. (26), e1094(2009).</li>
<li>Jacobs, T., Darch, H., Holtzman, T., De Zeeuw, C. I., Romano, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+operating+protocol%3A+Implantation+of+Cambrige+NeuroTech+chronic+silicon+probe+and+mini-amp-64+digital+headstage+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Protocol+Exchange%22%5BJournal%5D)">Standard operating protocol: Implantation of Cambrige NeuroTech chronic silicon probe and mini-amp-64 digital headstage in mice.</a> Protocol Exchange. , (2023).</li>
<li>Juavinett, A. L., Bekheet, G., Churchland, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+adaptable%2C+reusable%2C+and+light+implant+for+chronic+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">An adaptable, reusable, and light implant for chronic Neuropixels probes.</a> bioRxiv. , (2024).</li>
<li>Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+tissue+responses+to+neural+implants+impact+signal+sensitivity+and+intervention+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies.</a> ACS Chem Neurosci. 6 (1), 48-67 (2015).</li>
<li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+tetrode+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), e1098(2009).</li>
<li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp Neurol. 195 (1), 115-126 (2005).</li>
<li>Vöröslakos, M., Petersen, P. C., Vöröslakos, B., Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metal+microdrive+and+head+cap+system+for+silicon+probe+recovery+in+freely+moving+rodent%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Metal microdrive and head cap system for silicon probe recovery in freely moving rodent.</a> eLife. 10, e65859(2021).</li>
<li>IMEC Neuropixels 1.0 User Manual V1.0.8. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.neuropixels.org/_files/ugd/328966_ca209d53ffb346b3bf98be39b903efa9.pdf">https://www.neuropixels.org/_files/ugd/328966_ca209d53ffb346b3bf98be39b903efa9.pdf</a> (2023).</li>
<li>Baranauskas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+nanotube+composite+coating+of+neural+microelectrodes+preferentially+improves+the+multiunit+signal-to-noise+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Carbon nanotube composite coating of neural microelectrodes preferentially improves the multiunit signal-to-noise ratio.</a> J Neural Eng. 8 (6), 066013(2011).</li>
<li>Niell, C. M., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+visual+responses+by+behavioral+state+in+mouse+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Modulation of visual responses by behavioral state in mouse visual cortex.</a> Neuron. 65 (4), 472-479 (2010).</li>
<li>Okun, M., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+term+recordings+with+immobile+silicon+probes+in+the+mouse+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Long term recordings with immobile silicon probes in the mouse cortex.</a> bioRxiv. , (2015).</li>
<li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Sci Rep. 7 (1), 2773(2017).</li>
<li>Bimbard, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+adaptable%2C+reusable%2C+and+light+implant+for+chronic+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">An adaptable, reusable, and light implant for chronic Neuropixels probes.</a> bioRxiv. , (2024).</li>
<li>Jones, E. A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+recoverable+Neuropixels+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22protocols.io%22%5BJournal%5D)">Chronic recoverable Neuropixels in mice.</a> protocols.io. , (2023).</li>
<li>Neuronexus Products - dDrive. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.neuronexus.com/products/accessories/microdrives/ddrive/">https://www.neuronexus.com/products/accessories/microdrives/ddrive/</a> (2024).</li>
<li>van Daal, R. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+Neuropixels+probes+for+chronic+recording+of+neuronal+activity+in+freely+behaving+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats.</a> Nat Protoc. 16 (7), 3322-3347 (2021).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+behavioral+experiments+in+head-fixed+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice.</a> PLoS One. 9 (2), e88678(2014).</li>
<li>Groblewski, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+head-fixation+system+for+performing+large-scale%2C+in+vivo+physiological+recordings+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A standardized head-fixation system for performing large-scale, in vivo physiological recordings in mice.</a> J Neurosci Methods. 346, 108922(2020).</li>
<li>Vasilev, D., Raposo, I., Totah, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brightness+illusions+evoke+pupil+constriction+preceded+by+a+primary+visual+cortex+response+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Cereb+Cortex%22%5BJournal%5D)">Brightness illusions evoke pupil constriction preceded by a primary visual cortex response in rats.</a> Cereb Cortex. 33 (12), 7952-7959 (2023).</li>
</ol>

TS, AN et MNH sont les cofondateurs de 3Dneuro B.V., qui fabrique les microdisques open source et les couronnes de Faraday utilisés dans ce protocole. FB et PT font partie du conseil consultatif scientifique de 33Dneuro B.V. FB et PT ne reçoivent aucune compensation financière pour ce poste.

Ce manuscrit présente un protocole pour l’implantation rapide, sûre et standardisée des sondes, qui permet également la récupération et la réutilisation des sondes à la fin de l’expérience. L’approche utilise un système modulaire de composants de l’implant, en particulier un micromoteur, qui est compatible avec toutes les sondes et systèmes d’enregistrement en silicium courants, une plaque frontale qui peut être utilisée pour des expériences comportementales fixées sur la tête et une cage de Faraday portable pour protéger l’implant. Cette constellation permet aux utilisateurs d’adapter de manière flexible leur implant à différents paradigmes expérimentaux, tels que la tête fixe ou le comportement en mouvement libre ou la miniaturisation de l’implant (sans cage de Faraday) par rapport à une robustesse accrue du signal à long terme (avec la cage de Faraday) - sans avoir à sacrifier la standardisation de l’implant dans le processus.
Cette approche rend les enregistrements électrophysiologiques chroniques plus standardisés (grâce à des éléments préfabriqués qui ne nécessitent pas d’assemblage à la main), moins coûteux (grâce à la récupération de la sonde), moins chronophages (en simplifiant les étapes chirurgicales) et plus facilement compatibles avec le bien-être et le comportement des animaux (grâce à une réduction de la taille de l’implant et à une fixation de la tête sans stress). En tant que tel, ce protocole vise à rendre les implants électrophysiologiques chez les rongeurs accessibles à un plus large éventail de chercheurs au-delà des laboratoires pionniers à la pointe du domaine.
Pour atteindre cet objectif, le protocole présenté ici minimise le compromis entre plusieurs aspects souvent tout aussi cruciaux des implants de microentraînement, à savoir la flexibilité, la modularité, la facilité d’implantation, la stabilité, le coût global, la compatibilité avec le comportement et la réutilisation de la sonde. À l’heure actuelle, les approches disponibles excellent souvent dans certains de ces aspects, mais à un coût élevé pour d’autres fonctionnalités. Par exemple, pour les cas d’utilisation qui exigent une stabilité absolue de l’implant sur de longues périodes, la meilleure approche implantaire peut être de cimenter directement la sonde sur le crâne25. Cependant, cela empêche également la réutilisation de la sonde, ainsi que le repositionnement des sites d’enregistrement en cas de mauvaise qualité d’enregistrement, et est incompatible avec la pose standardisée d’implants. De même, alors que le variateur AMIE fournit une solution légère et peu coûteuse pour l’implantation récupérable de sondes, il est limité à des sondes uniques et limité dans le placement des coordonnées cibles17. À l’opposé du spectre, certains nano-moteurs disponibles dans le commerce (voir Tableau 1 16,17,21,26,27,28,29,30) sont extrêmement petits, peuvent être placés librement sur le crâne et maximisent le nombre de sondes pouvant être implantées chez un seul animal16. Cependant, ils sont coûteux par rapport à d’autres solutions, nécessitent que les expérimentateurs soient hautement qualifiés pour réussir les chirurgies implantaires et interdisent la réutilisation des sondes. Le microvariateur développé par Vöröslakos et al.21, dont une version allégée fait également partie de ce protocole, sacrifie la petite taille de l’implant pour une meilleure facilité d’utilisation, un prix inférieur et une réutilisation de la sonde
Tableau 1 : Comparaison des stratégies populaires pour les implants de sondes chroniques chez les rongeurs. Disponibilité : si le microdisque est open source (pour que les chercheurs puissent le construire eux-mêmes), disponible dans le commerce, ou les deux. Modularité : Les systèmes intégrés sont constitués d’un ou de quelques composants qui sont en relation fixe les uns par rapport aux autres, tandis que les systèmes modulaires permettent de placer librement la sonde/le microentraînement par rapport à la protection (casque/cage de Faraday) après la production de l’implant (par exemple, au moment de l’opération). La modularité a été déterminée à partir d’informations publiées ou de protocoles d’implantation des implants répertoriés. Fixation de la tête : Oui : L’implant a des mécanismes de fixation de la tête intégrés dans sa conception, X : L’implant laisse l’espace pour ajouter une plaque de tête supplémentaire pour la fixation sans gros problèmes, Non : La conception de l’implant crée probablement des problèmes d’espace ou nécessite des modifications de conception substantielles pour une utilisation avec la fixation de la tête. Placement de la sonde : Restreint : L’emplacement de la sonde est limité au stade de la conception de l’implant. Flexible : l’emplacement de la sonde peut être ajusté même pendant l’opération. Nombre de sondes : le nombre de sondes qui ont pu être implantées. Notez que l’implantation de sondes >2 sur une souris pose un défi important, quel que soit le système d’implant choisi. Réutilisation des sondes : oui, si les sondes peuvent, en théorie, être réutilisées. Poids/taille : poids et encombrement de l’implant. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Table%201.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Pour créer un système qui concilie ces différentes exigences de manière plus transparente, l’implant DREAM a été conçu sur la base de l’implant Vöröslakos21, mais avec plusieurs modifications fondamentales. Tout d’abord, pour réduire le poids total de l’implant, le micromoteur utilisé ici est fabriqué en aluminium usiné plutôt qu’en acier inoxydable imprimé en 3D, et la couronne Faraday est miniaturisée, ce qui permet une réduction de poids globale de 1,2 à 1,4 g selon le choix du matériau de la plaque de tête (voir tableau 2). Deuxièmement, la plaque de tête entourant le micromoteur a été conçue pour permettre un mécanisme de fixation de la tête intégré qui permet une fixation rapide et sans stress de la tête tout en servant de base à la cage de Faraday, donnant accès à la plupart des zones cibles potentielles pour les enregistrements neuronaux et n’ajoutant qu’un poids minimal à l’implant. La forme plate du mécanisme de fixation et l’absence de protubérances assurent également une altération minimale du champ visuel ou de la locomotion des animaux (voir Figure 2A-C), une nette amélioration par rapport aux systèmes précédents31,32. La couronne et l’anneau de Faraday qui sont fixés sur la plaque de tête ont également été considérablement modifiés par rapport aux conceptions précédentes. Ils ne nécessitent désormais aucune adaptation ad hoc (par exemple, en termes de placement de connecteur) ou de soudure tout au long de la chirurgie, ce qui élimine les causes potentielles d’endommagement de l’implant et la variation imprévisible de la qualité de l’implant. Au lieu de cela, l’implant DREAM offre plusieurs variations d’anneau de couronne standardisées qui permettent de placer chaque connecteur dans l’une des quatre positions prédéfinies, minimisant ainsi la variabilité et l’effort pendant la chirurgie. Enfin, en optimisant le système d’implant pour la récupération de la sonde, l’implant DREAM permet aux expérimentateurs de réduire considérablement le coût ainsi que le temps de préparation par implant, car le micromoteur et la sonde peuvent généralement être récupérés, nettoyés et réutilisés ensemble.
Pour un aperçu plus exhaustif des compromis posés par les différents systèmes d’implants, voir le tableau 1. Bien que l’approche présentée ici n’offre généralement pas une performance maximale par rapport à toutes les autres stratégies, par exemple en termes de taille, de stabilité ou de coût, elle fonctionne dans la fourchette supérieure pour tous ces paramètres, ce qui la rend plus facilement applicable à un large éventail d’expériences.
Trois aspects du protocole sont particulièrement cruciaux à adapter à chaque cas d’utilisation spécifique : la constellation du sol et de la référence, la technique de cimentation du micromoteur et la validation de l’implant par enregistrement neuronal. Tout d’abord, lors de l’implantation des broches de terre et de référence, l’objectif était d’identifier le point idéal entre la stabilité mécanique/électrique et l’invasivité. Bien que, par exemple, les fils d’argent flottants incrustés dans la gélose soient moins invasifs que les vis à os33, ils sont probablement plus susceptibles de se déloger avec le temps. L’utilisation de broches, couplées à de l’agar, assure une connexion électrique stable tout en ayant l’avantage d’être plus facile à contrôler lors de l’insertion, évitant ainsi les traumatismes tissulaires. Il est peu probable que les broches de terre cimentées au crâne se délogent, et dans le cas où le fil se sépare de la broche, la remise en place est généralement simple en raison de la plus grande surface et de la stabilité de la broche implantée.
Tableau 2 : Comparaison des poids des composants entre l’implant DREAM et l’implant décrit par Vöröslakos et al.21. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Table%202.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Deuxièmement, la cimentation du micromoteur doit généralement avoir lieu avant l’insertion de la sonde dans le cerveau. Cela empêche le mouvement latéral de la sonde à l’intérieur du cerveau si le micromoteur n’est pas parfaitement fixé dans le support stéréotaxique lors de l’insertion. Pour vérifier l’emplacement de la sonde avant de cimenter le micromoteur en place, on peut brièvement abaisser l’extrémité de la tige de la sonde pour déterminer où elle entrera en contact avec le cerveau, car l’extrapolation de la position d’atterrissage peut être difficile compte tenu du décalage de parallaxe du microscope. Une fois la position du micro-entraînement établie, on peut éventuellement protéger la craniotomie avec de l’élastomère de silicone avant de cimenter le micro-entraînement pour s’assurer que le ciment n’entre pas accidentellement en contact avec la craniotomie ; Cependant, il n’est pas recommandé d’abaisser la sonde à travers l’élastomère de silicone, car les résidus d’élastomère de silicone peuvent être aspirés dans le cerveau et provoquer une inflammation et une gliose.
Troisièmement, selon le protocole expérimental utilisé, un enregistrement de test directement après la chirurgie peut être utile ou non. En grande partie, l’activité neuronale enregistrée juste après l’insertion de la sonde ne sera pas directement représentative de l’activité enregistrée de manière chronique, en raison de facteurs tels que le gonflement transitoire du cerveau et le mouvement des tissus autour de la sonde, ce qui signifie qu’il est peu probable que la profondeur d’insertion ainsi que les formes d’onde de pointe se stabilisent directement. En tant que tels, les enregistrements immédiats peuvent principalement servir à vérifier la qualité générale du signal et l’intégrité de l’implant. Il est recommandé d’utiliser le traîneau mobile à micromoteur dans les jours qui suivent l’opération, une fois que le cerveau s’est stabilisé, afin d’affiner la position. Cela permet également d’éviter de déplacer la sonde de plus de 1000 μm par jour, ce qui minimise les dommages au site d’enregistrement et améliore ainsi la longévité du site d’enregistrement.
Enfin, les utilisateurs peuvent souhaiter adapter le système pour enregistrer à partir de plus d’un emplacement cible. Comme ce système est modulaire, l’utilisateur dispose d’une grande marge de manœuvre sur la façon d’assembler et de placer les composants les uns par rapport aux autres (voir ci-dessus et la figure supplémentaire 3 et la figure supplémentaire 4). Cela comprend des modifications qui permettraient de monter sur le microvariateur une navette déployée horizontalement, ce qui permettrait d’implanter plusieurs sondes ou de grandes sondes à plusieurs dents, ainsi que l’implantation de plusieurs microvariateurs individuels (voir la figure supplémentaire 3 et la figure supplémentaire 4). De telles modifications ne nécessitent que l’utilisation d’une bague couronne adaptée, avec un nombre accru de zones de montage pour les connecteurs/cartes d’interface/étages. Cependant, les limites d’espace de cette conception sont dictées par le modèle animal, dans ce cas, la souris, ce qui rend l’empilement de plusieurs sondes sur un seul microdisque plus attrayant en termes d’encombrement que l’implantation de plusieurs microdisques indépendamment les uns des autres. Les microdisques utilisés ici peuvent prendre en charge des sondes empilées, et donc, la seule véritable limitation est le nombre de têtes ou de connecteurs qui peuvent s’adapter aux contraintes d’espace et de poids définies par le modèle animal. Les entretoises peuvent également être utilisées pour augmenter encore les chemins de montage et d’insertion non verticaux.
En conclusion, ce protocole permet l’implantation d’une sonde peu coûteuse, légère et surtout réglable, avec l’avantage supplémentaire d’une conception de micro-entraînement qui privilégie la récupération de la sonde. Cela s’attaque aux problèmes du coût prohibitif des sondes à usage unique, de la barrière élevée des compétences chirurgicales et d’implantation, ainsi que du fait que les solutions commerciales pour l’implantation chronique sont souvent difficiles à adapter à des cas d’utilisation uniques. Ces problèmes posent un point sensible aux laboratoires qui utilisent déjà l’électrophysiologie aiguë et un moyen de dissuasion pour ceux qui n’entreprennent pas encore d’expériences d’électrophysiologie. Ce système vise à faciliter l’adoption plus large de la recherche en électrophysiologie chronique au-delà de ces limites.

<a href="https://app.jove.com/t/6665">This corrects</a> the article <a href="https://https://dx.doi.org/10.3791/66867">10.3791/66867</a>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/66867">The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice</a>. The Authors&#160;section was&#160;updated.

Erratum: The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

L’électrophysiologie avec des sondes en silicium implantées de manière chronique est apparue comme une technique puissante pour étudier l’activité neuronale et la connectivité chez les animaux, en particulier chez les souris, en raison de leur traçabilité génétique et expérimentale1. Les sondes en silicium laminaire, en particulier, se sont avérées être un outil inestimable pour identifier les relations fonctionnelles au sein des colonnes corticales2 et pour relier la dynamique de grandes populations neuronales au comportement d’une manière qui était impossible auparavant3.
Deux approches complémentaires sont les références actuelles pour l’enregistrement de l’activité neuronale in vivo : la microscopie à deux photons 4,5 et l’électrophysiologie extracellulaire6. Le choix de la méthodologie d’enregistrement limite la nature des lectures qui peuvent être obtenues : la microscopie à deux photons est particulièrement bien adaptée aux études longitudinales de neurones identifiables individuellement dans de grandes populations au fil du temps, mais souffre de coûts d’équipement élevés et se limite aux couches superficielles du cortex dans les cerveaux intacts. De plus, la résolution temporelle typique de ~30 Hz limite sa capacité à capturer la dynamique neuronale en cours 7,8.
En revanche, les enregistrements électrophysiologiques offrent une résolution temporelle élevée (jusqu’à 40 kHz) pour suivre l’activité neuronale à chaque instant, peuvent être largement appliqués à toutes les espèces ainsi qu’à toutes les profondeurs corticales, et ont des configurations relativement peu coûteuses par rapport à la microscopie à deux photons. Cependant, l’identification des neurones individuels, ainsi que le suivi longitudinal des populations neuronales, sont difficiles à réaliser. Cela s’applique en particulier aux fils-électrodes, par exemple les tétrodes, et aux insertions d’électrodes aiguës. En plus de ne pas être capable de suivre les neurones au cours des sessions d’enregistrement9, les insertions aiguës répétées provoquent un traumatisme local10 qui déclenche une réponse immunitaire11, augmentant ainsi le risque d’infection et de gliose. Cela réduit finalement la stabilité de l’activité neuronale enregistrée et l’espérance de vie des animaux de laboratoire, limitant la portée des études longitudinales comportant des enregistrements électrophysiologiques aigus à quelques jours12.
Les enregistrements chroniques de sondes en silicium à haute densité visent à combiner certains des meilleurs attributs de l’électrophysiologie aiguë et de l’imagerie à deux photons. Ils peuvent suivre la dynamique des populations neuronales d’une session à l’autre, avec seulement une capacité quelque peu réduite à identifier des neurones individuels par rapport à l’imagerie à deux photons13. Ces enregistrements offrent une grande flexibilité dans le placement spatial et une résolution temporelle précise des signaux enregistrés, ainsi qu’une longévité et un bien-être améliorés des animaux de laboratoire par rapport aux enregistrements aigus14. De plus, contrairement aux enregistrements aigus, l’électrophysiologie chronique ne nécessite qu’un seul événement d’implantation, ce qui réduit efficacement le risque d’infection et de lésions tissulaires et minimise le stress sur les animaux15. Collectivement, ces avantages font de l’électrophysiologie chronique un outil puissant pour étudier l’organisation et le fonctionnement du système nerveux.
Cependant, les techniques d’implantation chronique couramment utilisées pour les souris contraignent les chercheurs à faire des compromis importants entre la compatibilité avec les enregistrements comportementaux, le poids de l’implant, la reproductibilité des implants, les coûts financiers et la facilité d’utilisation globale. De nombreux protocoles d’implants ne sont pas conçus pour faciliter la réutilisation des sondes16, ce qui augmente considérablement le coût effectif des expériences individuelles et rend ainsi financièrement difficile pour certains laboratoires l’utilisation de l’électrophysiologie chronique. De plus, ils nécessitent souvent un travail de prototypage et de conception interne approfondi, pour lequel l’expertise et les ressources ne sont peut-être pas présentes.
D’autre part, les systèmes d’implants intégrés17 offrent une solution plus largement accessible pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs. Ces systèmes sont conçus pour intégrer un microvariateur maintenant la sonde avec le reste de l’implant afin de simplifier la manipulation de l’implant et les procédures chirurgicales. Cependant, une fois implantés, ces systèmes peuvent être lourds et limiter la capacité de l’expérimentateur à adapter de manière flexible une expérience à différentes coordonnées cibles. Souvent, leur poids empêche les implants chez les animaux plus petits, altère potentiellement les mouvements des animaux et induit un stress18. Cela peut affecter de manière disproportionnée la recherche sur les cohortes de jeunes et de femmes, car les limitations de poids sont plus susceptibles d’affecter ces groupes.
De plus, tous les systèmes intégrés ne permettent pas d’ajuster les positions des électrodes après l’implantation. Ceci est pertinent, car la gliose ou la cicatrisation due à l’insertion de la sonde19, en particulier dans les 48 premières heures après l’implantation20, peut réduire la qualité de l’activité neuronale enregistrée. Des micro-ajustements de la profondeur d’insertion de la sonde peuvent limiter ces effets négatifs sur l’intégrité du signal. Par conséquent, les mécanismes de micropositionnement, communément appelés micromoteurs, peuvent être bénéfiques même dans les sondes avec un grand nombre d’électrodes réparties sur toute leur longueur.
Pour surmonter ces compromis, nous introduisons un nouveau système d’implant électrophysiologique chronique pour les souris qui répond aux limites des conceptions précédentes en offrant une solution légère, rentable et modulaire. Le système d’implant DREAM est conçu pour peser moins de 10 % (~2,1 g) du poids corporel typique d’une souris, garantissant le bien-être des animaux et un impact minimal sur le comportement. La validation de la conception de l’implant DREAM montre un impact minimal sur les indicateurs clés du comportement tels que la locomotion - qui peuvent être considérablement affectés chez les rongeurs lorsque des charges sont placées sur le crâne. Cela peut profiter aux paradigmes expérimentaux qui utilisent des animaux se déplaçant librement et avec la tête fixe en améliorant le bien-être des animaux et en permettant des expériences plus solides sur le plan esthétique.
Le système comprend un micromoteur pour un réglage flexible de la profondeur d’enregistrement jusqu’à 7 mm et peut être adapté à différents types de sondes et d’appareils d’enregistrement, offrant aux chercheurs un outil rentable et polyvalent pour diverses applications expérimentales. Le système est systématiquement associé à un micro-entraînement métallique21, qui offre une récupération de sonde cohérente par rapport à d’autres systèmes (taux de récupération moyen attendu : environ trois réutilisations fiables par sonde) et réduit considérablement le coût des expériences individuelles.
La conception comprend une cage de protection de Faraday imprimée en 3D, permettant une protection bon marché mais robuste contre le bruit électrophysiologique, les impacts mécaniques et les matériaux infectieux, permettant des enregistrements stables et sans bruit qui souffrent de taux d’infection minimes. Cette cage implantable se compose de ce que l’on appelle la « couronne », conçue pour la protection contre les chocs et pour fournir une structure pour le revêtement en treillis métallique conducteur de la cage de Faraday, et l’anneau de couronne, qui sert de support pour un amplificateur implantable et/ou un connecteur de sonde (voir Figure 1).
Enfin, les plaques de tête incluses dans le système d’implant modulaire sont conçues pour être compatibles avec un système de fixation de tête nouveau et efficace sans ajouter de volume supplémentaire à l’implant. Contrairement à d’autres systèmes existants, il ne nécessite pas de serrer de petites vis à proximité de l’implant, d’accélérer la fixation des souris dans le dispositif expérimental et d’améliorer la relation entre l’expérimentateur et l’animal, ainsi que l’adhésion comportementale. Dans le même temps, la plaque frontale sert de base sur laquelle construire les autres modules du système d’électrophysiologie chronique DREAM.
Les fichiers de conception de l’implant DREAM sont publiés en tant que matériel open source sur https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/. Dans les sections suivantes, la conception et la fabrication du système d’implant DREAM seront décrites, sa mise en œuvre réussie dans un modèle de souris sera démontrée, et ses applications et avantages potentiels par rapport aux systèmes existants seront discutés.

<table><tbody><tr><td>Douille de dérive 0,05"</td><td>Mill-Max</td><td>853-93-100-10-001000</td><td></td></tr><tr><td>1,1'-dioctadécyl-3,3,3',3' - Perchlorate de tétraméthylindocarbocyanine réactif ('DiI' ; DiIC18(3))</td><td>ThermoFisher</td><td>D282</td><td>Colorant lipophile utilisé pour faciliter la vérification histologique de la localisation de la sonde</td></tr><tr><td>Masticle adhésive (Blu-Tack)</td><td>Bostik</td><td>308590110</td><td>Des variantes (par exemple par Pritt) devraient être disponibles dans votre papeterie</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A1296</td><td>Faites avec du sérum physiologique pour la conductivité.</td></tr><tr><td>Amplificateur (Miniamp-64)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Amplificateur et numériseur miniatures et implantables. Utilisation alternative d’un numériseur implantable ou d’un connecteur Omnetics implantable possible.</td></tr><tr><td>Crème analgésique (EMLA Cream)</td><td>Aspen</td><td>39699/0088</td><td>Crème analgésique utilisée pour la douleur opératoire contenant de la prilocaïne, de la lidocaïne.</td></tr><tr><td>Espaceur incliné</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Entretoise inclinée pour montage non perpendiculaire à entraînement... Open Souce, également disponible sur https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>LED bleue de durcissement de lumière</td><td>B.A. International</td><td>818223</td><td>Lumière de durcissement pour la polymérisation de l’amorce. Longueur d’onde 420-480 nm</td></tr><tr><td>Cire osseuse</td><td>SMI</td><td>Z046</td><td>Cire pour protéger la craniotomie et la sonde après l’opération.</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Elanco Europe LTD</td><td>401513</td><td>Solution injectable de buprénorphine (0,3 mg/mL)</td></tr><tr><td>Maillage en cuivre</td><td>Dexmet</td><td>3CU6-050FA</td><td>Maille en cuivre utilisé pour protéger électriquement et physiquement la sonde et la craniotomie.</td></tr><tr><td>Colle au cyanoacrylate (Loctite)</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Colle gel au cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Ciment dentaire (SuperBond C& B)</td><td>Sun Medical</td><td>K058E</td><td>Ciment dentaire (SuperBond)</td></tr><tr><td>Crème de dépilation (Veet)</td><td>Veet</td><td>310000091434</td><td>Crème épilaire pour l’élimination des poils autour du site chirurgical.</td></tr><tr><td>Enrofloxacine (Baytril)</td><td>Elanco Europe LTD</td><td>00879/4117</td><td>Solution injectable d’enrofloxacine (25 mg/mL)</td></tr><tr><td>Couronne de Faraday</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Cage protectrice implantable imprimée en 3D. Open Souce, également disponible sur https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>Anneau de Faraday</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Anneau protecteur implantable imprimé en 3D pour la cage de Faraday. Open Souce, également disponible sur https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>Éponge hémostatique</td><td>SMI</td><td>ZHG101010</td><td>Éponge hémostatique à la gélatine absorbable</td></tr><tr><td>Tubulure thermorétractable</td><td>HellermannTyton</td><td>TA32-9/3 BK</td><td>Tube thermorétractable pour fabriquer des pinces à extrémité souple</td></tr><tr><td>Iode</td><td>Braunol</td><td>9322507</td><td>Solution aqueuse de povidone-iode.</td></tr><tr><td>Metamizole (Novalgin)</td><td>Sanofi-Aventis Gmbh</td><td>4527098</td><td>Métamizole injectable (500 mg/mL)</td></tr><tr><td>Metamizole (Novalgin)</td><td>Sanofi-Aventis Gmbh</td><td>1553758</td><td>Solution de métamizole</td></tr><tr><td>Microdrive (R2Drive)</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Micro-lecteur métallique récupérable avec navette mobile. Open souce, également disponible sur https://buzsakilab.github.io/ 3d_print_designs/</td></tr><tr><td>Huile minérale</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5310-100ML</td><td>Huile utilisée comme solvant pour créer un gel protecteur contre la craniotomie.</td></tr><tr><td>Lingettes anti-détachement (Kimtech)</td><td>Kimtech</td><td>7552</td><td>Lingettes anti-délit</td></tr><tr><td>Introduction</td><td>Bisco</td><td>B-7202P</td><td>Adhésif universel pour le crâne empêchant l’humidité de détériorer le ciment et fournissant une base solide sur laquelle se former le ciment.</td></tr><tr><td>Support R2Drive</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Accessoire stéréotaxique pour monter R2Drive. Open souce, également disponible sur https://buzsakilab.github.io/ 3d_print_designs/</td></tr><tr><td>Bandage auto-adhésif</td><td>3M</td><td>VB050</td><td>Bande protectrice pour implant post-opératoire</td></tr><tr><td>Sonde en silicium (H2)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Sonde linéaire en silicium implantable de façon chronique avec 32 canaux. Utilisation alternative de la sonde possible.</td></tr><tr><td>Élastomère de silicone (Duragel)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Élastomère de silicone</td></tr><tr><td>Plâtre en silicone (Kwikcast)</td><td>WPI</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Époxy conductrice d’argent</td><td>MG Chemicals</td><td>8331D-14G</td><td>Époxy en argent</td></tr><tr><td>Pinces Dumont taille 5</td><td>FSTools</td><td>11251-10</td><td>Petites pinces pour soulever le lambeau osseuse.</td></tr><tr><td>Fil d’acier inoxydable, revêtu de Téflon</td><td>Produits scientifiques GmBH</td><td>SS-3T</td><td>Fil de terre</td></tr><tr><td>Stéréotaxe (propulsion arrière)</td><td>Propulsion</td><td>68803</td><td>Stéréotaxe pour les interventions chirurgicales sur souris.</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>1304</td><td>Un possible nettoyant enzymatique pour nettoyer la sonde</td></tr><tr><td>Résine époxy à prise rapide en deux parties</td><td>Gorille</td><td>EP3</td><td>Époxy pour la liaison permanente des parties de l’implant DREAM.</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Vannas Anse rond</td><td>FSTools</td><td>15403-08</td><td>Ciseaux vétérinaires à ressort à pointe droite de 0,075 mm.</td></tr><tr><td>Colle au cyanoacrylate vétérinaire (Vetbond)</td><td>3M</td><td>70-0068-5256-3</td><td>Colle cyanoacrylate vétérinaire</td></tr></tbody></table>

l’implant dream : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Les enregistrements électrophysiologiques chroniques chez les rongeurs ont considérablement amélioré notre compréhension de la dynamique neuronale et de leur pertinence comportementale. Cependant, les méthodes actuelles d’implantation chronique de sondes présentent des compromis importants entre le coût, la facilité d’utilisation, la taille, l’adaptabilité et la stabilité à long terme.
Ce protocole introduit un nouveau système d’implantation de sonde chronique pour les souris appelé DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), conçu pour surmonter les compromis associés aux options actuellement disponibles. Le système fournit une solution légère, modulaire et rentable avec des éléments matériels standardisés qui peuvent être combinés et implantés en quelques étapes simples et explantés en toute sécurité pour la récupération et la réutilisation multiple des sondes, réduisant ainsi considérablement les coûts expérimentaux.
Le système d’implant DREAM intègre trois modules matériels : (1) un micromoteur capable de transporter toutes les sondes en silicium standard, ce qui permet aux expérimentateurs d’ajuster la profondeur d’enregistrement sur une distance de déplacement allant jusqu’à 7 mm ; (2) une conception tridimensionnelle (3D) imprimable en 3D et open-source pour une cage de Faraday portable recouverte d’un treillis de cuivre pour le blindage électrique, la protection contre les chocs et le placement des connecteurs, et (3) un système de fixation de la tête miniaturisé pour améliorer le bien-être des animaux et la facilité d’utilisation. Le protocole chirurgical correspondant a été optimisé en termes de vitesse (durée totale : 2 h), de sécurité de la sonde et de bien-être animal.
Les implants ont eu un impact minimal sur le répertoire comportemental des animaux, étaient facilement applicables dans des contextes de mouvement libre et de tête fixe, et ont fourni des formes d’onde de pointe clairement identifiables et des réponses neuronales saines pendant des semaines de collecte de données post-implant. Les infections et autres complications chirurgicales étaient extrêmement rares.
En tant que tel, le système d’implant DREAM est une solution polyvalente et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez la souris, améliorant le bien-être des animaux et permettant des expériences plus solides sur le plan esthétique. Sa conception simplifie les procédures expérimentales pour répondre à divers besoins de recherche, augmentant ainsi l’accessibilité de l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs à un large éventail de laboratoires de recherche.

Ce protocole présente un système d’implantation chronique qui permet aux chercheurs de mettre en œuvre des enregistrements électrophysiologiques chroniques légers, rentables et sûrs chez des souris au comportement (Figure 1). Les principaux facteurs qui déterminent le succès de l’application de cette approche comprennent : une couverture complète du crâne en ciment, une craniotomie peu invasive et correctement protégée, une fixation sûre du micromoteur et du câblage au crâne et la continuité complète du matériau de protection de Faraday. Lorsque ces points sont pris en compte, il est possible d’obtenir des enregistrements de haute qualité de manière constante. Ici, des résultats représentatifs relatifs aux principaux aspects suivants du succès de la chirurgie sont présentés :
1) L’implant interfère-t-il avec le comportement ou le bien-être des animaux ? 2) La qualité du signal est-elle élevée et les signaux peuvent-ils être maintenus pendant de longues périodes ? 3) Les enregistrements peuvent-ils être facilement combinés avec l’exécution des tâches ?
Pour évaluer l’impact de l’implant sur le comportement animal, nous avons analysé les schémas de locomotion suivis chez cinq animaux implantés. La figure 2A montre l’exemple d’un animal se déplaçant librement à l’intérieur d’une cage de jeu pendant 10 minutes avant et 1 semaine après l’implantation. On peut voir que les modèles de mouvement sont inchangés. Cette observation est confirmée par la figure 2B, C montrant les distributions des vitesses de déplacement et des directions de la tête chez les animaux. La vitesse de course et les directions de la tête étaient en grande partie inchangées avant et après l’implantation, et au contraire, les vitesses de course semblaient être légèrement élevées après la chirurgie. La vidéo supplémentaire 1 montre un court enregistrement vidéo d’un animal 6 jours après la chirurgie d’implantation. Les comportements typiques de la cage domestique comme la locomotion, le toilettage, l’élevage et la recherche de nourriture dans l’environnement domestique sont tous visibles et indiquent une récupération réussie après une intervention chirurgicale, ainsi qu’une santé générale. Le faible impact comportemental de l’implant est très probablement dû à son faible poids et à sa taille gérable.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig02.jpg"> Figure 2 : Locomotion avant et après l’opération. (A) Exemple de locomotion d’un animal avant (panneau de gauche) et après l’implantation (panneau de droite). Les coordonnées x/y sont en centimètres, les points indiquent la position de l’animal à chaque point temporel sur une période de 10 min. (B) Répartition des vitesses de déplacement en cm/s pour 5 séances avant et 3 séances après l’implantation chez 5 animaux. (C) Densité du noyau pour la probabilité de mouvement dans différentes directions, pour les mêmes sessions analysées en (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Ensuite, la qualité du signal en potentiel de champ local (LFP) et l’activité de pointe sur les sites d’enregistrement sont évaluées. Ici, nous présentons des données représentatives d’enregistrements corticaux dans le cortex visuel primaire (V1). Pour la validation, une activité unitaire présumée a été extraite des signaux neuronaux à large bande enregistrés dans V1 d’une souris éveillée à l’aide de Kilosort 3 (voir Figure 3). La figure 3A montre l’emplacement des unités individuelles extraites sur la tige de la sonde, la figure 3B montre les formes d’onde de pointe correspondantes et la figure 3C montre les réponses de pointe des mêmes neurones à un protocole de densité de source de courant (CSD). Dans ce paradigme, des flashs à grand champ ont été présentés avec une durée de 300 ms à une fréquence de 1 Hz (c’est-à-dire 300 ms en marche, 700 ms en arrêt) sur 200 essais. Enfin, la figure 3D montre les réponses des mêmes unités à un protocole de cartographie de champ réceptif visuel, composé de 2000 images de carrés noirs et blancs choisis au hasard sur un fond gris, et chacune présentée pendant 16,6 ms. Les carrés couvraient chacun 12 degrés d’angle visuel et ont été sélectionnés à partir d’un champ de 15 x 5 emplacements possibles, de sorte que le paradigme de cartographie couvrait un espace visuel de -90 à +90 degrés d’azimut et de -30 à +40 degrés d’élévation au total. Les réponses de la vitesse de tir à chaque trame de stimulus ont été extraites en analysant la vitesse de décharge maximale sur une fenêtre de 16,6 ms, sous réserve d’un retard compris entre 40 et 140 ms, identifiée comme optimale par canal en fonction de l’activité maximale dans chaque fenêtre. Ce type d’enregistrement peut être utilisé pour guider l’ajustement de la profondeur d’insertion de chaque électrode et pour évaluer la qualité du signal après la chirurgie implantaire.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig03.jpg"> Figure 3 : Signaux neuronaux enregistrés. (A) Emplacement déduit d’unités individuelles triées par paquet de tri de pointes Kilosort 3 le long des contacts des électrodes de la sonde. (B) Formes d’onde de pointe pour les mêmes unités indiquées en A sur 5 ms de temps. Lignes fines : formes d’onde de pointe individuelles. Lignes épaisses : forme d’onde de pointe moyenne. (C) Tracé matriciel des pics en réponse à un paradigme de densité de source de courant (CSD) présentant des flashs à grand champ de 300 ms suivis d’un écran noir de 700 ms. Les réponses sont affichées pour les mêmes unités qu’en A et B. Les lignes colorées superposées représentent les histogrammes temporels péri-stimulus (PSTH) des mêmes réponses. Les cadences de tir des PSTH ont été calculées par tranches de 10 ms, puis normalisées par la cadence de tir maximale sur l’ensemble du PSTH. Le temps 0 est centré autour du stimulus de flash à grand champ. (D) Champs récepteurs estimés des mêmes unités que dans A-C, mesurés par un paradigme de cartographie de champ récepteur de bruit clairsemé. Chaque graphique montre l’activité moyenne de la vitesse de décharge sur une fenêtre d’analyse de 16,6 ms en réponse à l’apparition (panneau de gauche) ou au décalage (panneau de droite) des stimuli carrés blancs et noirs. Les stimuli ont été présentés pendant une durée de 16,6 ms, répartis de manière aléatoire sur une grille carrée de 5 x 15 couvrant 180 degrés d’angle visuel horizontalement et 70 degrés d’angle visuel verticalement. L’activité de la cadence de tir a été notée z sur l’ensemble de la grille de champ récepteur (voir barre de couleur). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
La qualité d’enregistrement est restée élevée sur les enregistrements répétés pendant des semaines ou des mois. La figure 4A montre les enregistrements longitudinaux LFP d’un animal sur 15 semaines. Les PFL ont été enregistrées en réponse au paradigme de la SDR décrit ci-dessus (voir la figure 3A-C). La figure 4A montre les réponses LFP moyennes 500 ms après le déclenchement du flash. Dans cet exemple, nous avons utilisé une sonde linéaire à 32 canaux, avec une distance interélectrode de 25 μm. Notez que le jour 18, la profondeur de la sonde a été ajustée, en décalant la sonde vers le bas de 600 μm. Avant et après cet ajustement, les signaux LFP sont restés stables d’un jour à l’autre.
En accord avec cela, des formes d’onde de pointe d’unités uniques présumées étaient discernables sur de nombreux enregistrements. La figure 4B montre des exemples représentatifs de formes d’onde de pointe provenant de trois sessions d’enregistrement au cours d’un mois d’enregistrements, démontrant que l’activité d’une seule unité peut être identifiée avec succès au fil du temps. La figure 4C montre le nombre total d’unités uniques présumées extraites d’enregistrements chroniques chez six animaux, couvrant une fenêtre allant jusqu’à 100 jours. Les unités individuelles ont été définies selon le critère par défaut du kilosort 3,0 (voir le tableau supplémentaire 1). Comme on peut le voir, le nombre d’unités uniques clairement définies s’élevait généralement à ~40 au cours de la première semaine suivant l’implantation, puis diminuait progressivement, évoluant vers une asymptote apparemment stable de ~20 unités. Étant donné que ces enregistrements ont été effectués à l’aide de sondes linéaires à 32 canaux, cela équivaut à un rendement attendu d’environ 1,25 unité unique par électrode directement après l’implantation, diminuant à environ 0,65 unité unique par électrode dans les enregistrements à long terme. La connexion répétée à l’amplificateur/connecteur de l’implant au fil des séances n’a semblé avoir d’impact ni sur la qualité de l’enregistrement ni sur la stabilité de l’implant, car la couronne de Faraday qui maintient l’amplificateur/connecteur peut résister à des forces répétées de plus de 10 Newton, un ordre de grandeur supérieur aux forces d’accouplement maximales requises par les connecteurs standard (voir la vidéo supplémentaire 2).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig04.jpg"> Figure 4 : Stabilité des enregistrements neuronaux dans le temps. (A) Activité moyenne de la LFP en réponse à un stimulus CSD flash à grand champ, montrée sur les 32 canaux d’une sonde implantée de manière chronique de 3 à 110 jours après l’implantation. La ligne verticale rouge indique que la sonde est descendue à un nouvel endroit en raison de l’enregistrement des canaux 0 à 8 de l’extérieur du cerveau au 18e jour après l’opération. (B) Formes d’onde de pointe de trois exemples d’unités du même implant chronique enregistrées de manière répétée pendant quatre semaines. Lignes fines : formes d’onde de pointe individuelles. Ligne superposée épaisse : forme d’onde de pointe moyenne. (C) Le nombre d’unités uniques présumées détectées par Kilosort 3 au cours des jours d’enregistrement pour 6 animaux (voir légende en médaillon). Le carré rouge indique les jours où la sonde a été déplacée. La ligne pointillée indique le nombre d’électrodes par implant utilisé dans ces enregistrements (32). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Enfin, en fournissant un système modulaire comprenant un micromoteur ainsi qu’une cage de Faraday portable et une plaque frontale qui sert à la fois de base d’implant et de dispositif de fixation de la tête, ce protocole permet l’intégration de l’électrophysiologie chronique avec le comportement de la tête fixe. Ici, des exemples de données provenant de souris traversant un environnement virtuel sur un tapis roulant sphérique sont présentés. La figure 5A montre l’activité de pic liée à la course à pied de 20 unités dans un exemple d’essai. La figure 5B montre les relations diverses mais robustes entre la vitesse de course et l’activité de pointe des unités individuelles triées par pointe, ainsi qu’une moyenne de population pour le même effet dans la figure 5C, confirmant l’effet bien établi de l’activité locomotrice sur l’activité neuronale chez le rongeur V124.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig05.jpg"> Figure 5 : Réponses neuronales lors d’un comportement tête fixe. (A) Tracé matriciel des réponses unitaires dans un exemple d’essai, avec la vitesse de course (ligne violette) et les taux de tir moyens sur toutes les unités uniques (ligne bleu clair) superposés. (B) Activité unitaire pendant différentes catégories de vitesse de marche, illustrée pour six exemples d’unités. (C) Activité moyenne de pic sur toutes les unités individuelles dans une session d’exemple, tracée sur les cinq quinitiles de la distribution de la vitesse de course. Les vitesses de course de cette session variaient de 0 à 0,88 mètre/seconde. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Tableau supplémentaire 1 : Tableau montrant les paramètres par défaut utilisés par Kilosort 3 lors de l’identification d’unités uniques dans les enregistrements illustrés à la figure 3, à la figure 4 et à la figure 5. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Table%201.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Vidéo supplémentaire 1 : Vidéo montrant l’activité locomotrice animale après l’implantation. La vidéo prise après la phase de récupération de 5 jours est terminée, montrant un comportement locomoteur normal, ainsi qu’une adaptation à la taille et au poids de l’implant. On peut voir l’animal explorer normalement une cage de jeu contenant un enrichissement de l’environnement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20video%201.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Vidéo supplémentaire 2 : Vidéo montrant l’application de la force sur la couronne de Faraday assemblée. Les forces supportées par la couronne de Faraday sont environ un ordre de grandeur plus grandes que la force de connexion nécessaire pour les connecteurs standard tels que les nanoconnecteurs polarisés à 4 broches. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Video%202.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure supplémentaire 1 : Figure montrant des images du support de disque. Les fichiers de conception imprimables se trouvent dans le dépôt Github correspondant (https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Figure%201.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure supplémentaire 2 : Gabarit pour maille de cuivre. Imprimez le modèle avec l’échelle d’origine et utilisez le pochoir pour découper le treillis de cuivre (étape 2.12). Utilisez la barre d’échelle pour vérifier et, si nécessaire, ajuster l’échelle de l’impression. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Figure%202.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure supplémentaire 3 : Série de photos montrant les étapes d’assemblage de l’implant pendant l’opération. Deux micromoteurs, ainsi que deux amplificateurs, sont installés dans ce cas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Figure%203.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure supplémentaire 4 : Dessin du crâne de souris avec exemple de placement des lecteurs, des craniotomies (en vert) et de la broche GND/REF (en rouge). L’emplacement de la broche est suggéré en raison de son placement dans le cervelet, qui est peu susceptible d’interférer avec les enregistrements corticaux. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary%20Figure%204.zip" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Ici, nous présentons un système d’implant de sonde léger et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs, optimisé pour la facilité d’utilisation, la récupération de la sonde, la polyvalence expérimentale et la compatibilité avec le comportement.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

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La compréhension des substrats neuronaux du comportement nécessite l’enregistrement d’ensemble des circuits cérébraux. En raison de sa traçabilité génétique, la souris offre un modèle pour la dissection de circuit et le mimétisme de la maladie. Ici, une méthode de conception et de fabrication de sondes miniaturisées est décrite, adaptée au ciblage de la structure cérébrale profonde de la souris.

Conception et de fabrication de Ultralight Poids, réglables sondes multi-électrodes pour électrophysiologiques enregistrements chez la souris

Ici, nous décrivons une conception de micro-entraînement, une procédure d’implantation chirurgicale et une stratégie de récupération post-chirurgicale qui permettent des enregistrements chroniques sur le terrain et à une seule unité de plusieurs régions du cerveau simultanément chez des souris juvéniles et adolescentes à travers une fenêtre de développement critique du jour postnatal 20 (p20) au jour postnatal 60 (p60) et au-delà.

Implant d’entraînement léger pour enregistrements de tétrodes chroniques chez des souris juvéniles

Ici, nous présentons un implant unique, imprimable en 3D, pour les rats, nommé TD Drive, capable d’enregistrements symétriques et bilatéraux de fils-électrodes, actuellement dans jusqu’à dix zones cérébrales distribuées simultanément.

Le TD Drive : un implant paramétrique open-source pour les enregistrements électrophysiologiques multi-zones chez les rats en comportement et endormis

Ce protocole a été développé pour créer un système fiable et facilement accessible pour l’enregistrement de l’EEG de rongeurs en mouvement libre.

Un protocole rentable et peu invasif pour l’enregistrement chronique d’électroencéphalographie multisite chez des souris se déplaçant librement

Nous présentons une méthode à faible coût pour concevoir et construire un headstage la lumière pré-amplificateur du système avec enregistrement simultané de neurones et de la capacité de stimulation. Ce dispositif peut être imperméabilisé pour une utilisation chez les animaux de natation.

Conception et construction d&#39;un Headstage rentable pour la stimulation neuronale et enregistrement simultanés dans le labyrinthe de l&#39;eau

Contrôle neural et les processus cognitifs peuvent être étudiés par des mouvements oculaires. Le logiciel Visualeyes permet à un opérateur de programmer stimuli sur deux écrans d'ordinateurs utilisant indépendamment un langage simple, des scripts personnalisés. Le système peut stimuler les mouvements oculaires (tandem saccades et la poursuite en douceur) ou mouvements oculaires opposées (vergence) ou ne importe quelle combinaison.

Visualeyes: un système logiciel modulaire pour l&#39;expérimentation oculomoteurs

Nous présentons la conception et l'assemblage des casques miniaturisés adaptés pour remplacer un oiseau chanteur de rétroaction auditive naturelle avec un signal acoustique manipulé. En ligne de matériel de traitement du son est utilisée pour manipuler la sortie chanson, d'introduire en temps réel des erreurs dans rétroaction auditive via le casque, et conduire l'apprentissage moteur vocal.

Un léger Casque-based System pour manipuler Rétroaction sonore chez les oiseaux chanteurs

Nous décrivons l’utilisation des optogenetics et des enregistrements électrophysiologiques pour des manipulations sélectives des oscillations thêta hippocampique (5 à 10 Hz) chez les souris se comporter. L’efficacité de l’entraînement de rythme est contrôlée au moyen potentiel de champ local. Une combinaison d’opto - et pharmacogénétique inhibition adresses la lecture efférente de synchronisation hippocampe.

Optogenetic entraînement des Oscillations thêta hippocampique en comportement des souris

Modèles animaux des implants cochléaires peuvent faire avancer les connaissances des bases technologiques de traiter la surdité permanente avec une stimulation électrique. Cette étude présente un protocole chirurgical pour assourdissant aiguë et de l’implantation cochléaire d’un tableau d’électrode dans la souris ainsi que l’évaluation fonctionnelle avec réponse auditif du tronc cérébral.

Implant cochléaire et les enregistrements de réponse électriquement évoqué auditif du tronc cérébral chez les souris C57BL/6

Le protocole présenté produit un conflit sensoriel persistant pour des expériences visant à étudier l’apprentissage à long terme. En portant en permanence un appareil fixe sur leurs têtes, les souris sont constamment exposés à une incompatibilité sensorielle entre entrées visuelles et vestibulaires, tout en se déplaçant librement dans des cages maison.

À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris

Découvrez le système d'implant DREAM pour l'électrophysiologie chronique chez les souris et les macaques. Cette méthode légère et modulaire permet d'enregistrer l'activité neuronale pendant des tâches comportementales naturelles.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre (Vidéo) | JoVE Journal

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

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