Name: Électropénétrographie AC-DC pour l’étude des comportements de sonde et d’ingestion des moustiques Culex tarsalis sur les mains humaines (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Découvrez l'électropénétrographie AC-DC pour étudier les comportements de sonde et d'ingestion chez Culex tarsalis sur mains humaines. Cette méthode non invasive révèle les mécanismes de transmission des pathogènes.

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Nous sommes reconnaissants au professeur Astri Wayadande de l’Université d’État de l’Oklahoma d’avoir été le pionnier de la procédure de câblage pour les moustiques, ainsi qu’au Dr Elaine Backus de l’USDA-ARS à Parlier, en Californie, et à M. Andrew Dowell d’EPG Technologies Inc. à Gainesville, en Floride, pour leur aide au dépannage de l’équipement EPG. Nous remercions également le Dr Dustin Swanson et M. William Yarnell de l’USDA-ARS Insectary à Manhattan, KS, pour avoir fourni des moustiques, et Mlle Miriam Ruhinda de l’Université d’État du Kansas à Manhattan, KS pour son aide dans le tournage des vidéos procédurales. Ce travail a été rendu possible grâce à l’accès à l’Integrated Molecular Entomology Core (IEMC) de l’Université d’État du Kansas. Cette recherche a été financée par l’USDA Research, Education, and Economics Workforce Development Agreement (#58-3022-0-002) et le Hatch Multistate Project (NE1943). Ce manuscrit est la contribution n° 24-194-J de la Kansas Agricultural Experiment Station, Kansas State University, Manhattan, KS, États-Unis.

Non-invasive Electropenetrography to Study Mosquito Probing Behaviors

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Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer. La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication est uniquement dans le but de fournir des informations spécifiques et n’implique pas une recommandation ou une approbation par le ministère américain de l’Agriculture. Les conclusions de ce rapport sont celles des auteurs et ne représentent pas nécessairement les points de vue de l’USDA.

Lors de l’utilisation de l’EPG AC-DC, il est essentiel d’avoir une compréhension de base du fonctionnement matériel et logiciel30 et de suivre attentivement les protocoles décrits dans le présent document pour éviter d’endommager l’équipement. Plus particulièrement, évitez de toucher l’ampli de tête lorsqu’il est allumé, à moins qu’il ne soit mis à la terre sur la cage de Faraday. Il est recommandé d’enregistrer le plus loin possible dans la cage de Faraday30. Les portes de la cage n’ont pas nécessairement besoin d’être fermées pour obtenir des formes d’onde interprétables, sauf si elles enregistrent dans un environnement où le bruit électrique ambiant est excessif. Rien de motorisé ne peut se trouver dans la cage de Faraday. Il est important de noter que la cage de Faraday elle-même doit être mise à la terre électriquement uniquement par l’ampli de tête pour qu’elle fonctionne correctement. Ceci est accompli en connectant l’ampli de tête à un support de laboratoire en métal avec la peinture poncée d’un pied du support pour permettre un chemin conducteur pour que l’électricité capturée par la cage de Faraday s’écoule vers le support de laboratoire, dans le boîtier métallique de l’ampli de tête, le long du cordon jusqu’au boîtier de commande, par l’alimentation électrique dans une prise murale correctement mise à la terre, et dans la terre par le soldu bâtiment 30. Un multimètre peut être utilisé pour vérifier la qualité de la connexion entre les composants à l’intérieur de la cage en mesurant la résistivité (qui est l’inverse de la conductivité) entre différents points. Une radio AM sans fil peut également être placée à l’intérieur de la cage de Faraday pour vérifier que le son est considérablement réduit (ou idéalement éliminé) lorsque les portes sont fermées, confirmant ainsi que la cage de Faraday capte correctement les signaux électriques aéroportés (E. Backus per. Comm.).
Une préparation correcte et normalisée de la colle à l’argent et la fixation des électrodes d’enregistrement aux insectes sont essentielles pour obtenir des enregistrements utilisables. La cuticule de l’insecte est un isolant et agit comme un condensateur si la colle d’argent ne pénètre pas adéquatement dans les pores de la cuticule pour créer une voie permettant à l’électricité de voyager de l’intérieur de l’insecte vers le fil d’or à la surface du pronotum30. Préparez la colle à argent en même temps avant chaque séance d’EPG, travaillez avec de la colle à argent fraîche du tube et remplacez-la fréquemment par de la colle à argent vigoureusement vortexée pendant la procédure de câblage. Assurez-vous que la boucle dorée est positionnée contre le thorax de sorte que toute la boucle soit en contact avec la cuticule et non inclinée d’un côté ou séparée par une épaisse couche de colle argentée et des écailles pour aider à former une connexion électrique solide et empêcher le moustique de se détacher et de s’échapper du fil.
Les protocoles décrits ici doivent être optimisés lorsque l’on travaille avec différentes espèces de moustiques. Les paramètres EPG optimaux (niveau Ri, tension, type de courant et gain matériel) pour l’enregistrement sur un arthropode donné doivent être déterminés expérimentalement12,30. Cependant, une fois le décalage ajusté, il n’aura pas besoin d’être réajusté lorsque vous travaillez avec des moustiques similaires. Des réglages optimaux ont été déterminés pour l’EPG AC-DC avec Ae. aegypti26 et Cx. tarsalis27. Les bibliothèques de formes d’onde (définies dans le tableau 2) pour d’autres espèces faciliteront l’adoption de l’EPG pour les moustiques. Il est également nécessaire d’optimiser l’anesthésie du moustique d’intérêt, car le comportement d’alimentation sanguine peut être affecté différemment en fonction de l’espèce de moustique et du choix de l’anesthésie. Par exemple, Cx. tarsalis nécessite une période de récupération de 4 h après 15 min d’anesthésie avec du CO2, tandis que pour Ae. aegypti, une période de récupération de 15 min est suffisante après une période d’anesthésie de 15 min avec de la glace. Les Culex tarsalis, cependant, sont difficiles à éliminer avec une exposition au froid, de sorte que le CO2 est principalement utilisé malgré la longue période de récupération.
Bien que le moniteur EPG AC-DC soit simple à utiliser après avoir examiné les ressources en ligne30,31 ou suivi d’une formation avec un utilisateur expérimenté, un certain dépannage est nécessaire. Initialement, les enregistrements EPG de l'auteur des sondes de moustiques présentaient une onde de signe inattendue de 11 Hz dans le pré-signal qui n'avait pas été observée ou signalée par Wayadande et ses collègues26. Des consultations avec E. Backus ont révélé que la cage de Faraday était probablement le problème en raison de l’interférence des boucles de terre. Une nouvelle cage de Faraday construite à partir d'un écran en cuivre hautement conducteur relié à un cadre en aluminium boulonné à une grande plaque de sol en aluminium soutenue par des pieds en caoutchouc pour l'isoler de la table ci-dessous (Figure 1B), a résolu le signal de bruit de 11 Hz (Figure 3C,C'). De plus, parfois, lorsque l’alimentation EPG était allumée pour la première fois, les signaux de pré et post-rectification apparaissaient sous la forme de lignes épaisses et floues au lieu de lignes droites, lisses et minces. Ce problème était généralement résolu en éteignant l’instrument et en vérifiant toutes les connexions du cordon. En cas d’échec, débrancher l’instrument pendant 1 à 3 minutes aidait généralement. Très rarement, les pré et post-signaux deviennent épais et flous pendant le fonctionnement, ce qui a été résolu en éteignant l’instrument et en le branchant sur une autre prise ou en utilisant un régulateur de tension et un conditionneur de puissance pour brancher l’EPG avant de le connecter au mur. Idéalement, une ligne dédiée pour le moniteur EPG permettrait d’éliminer le bruit de ligne provenant des réfrigérateurs et autres équipements branchés sur le même circuit électrique que l’EPG30.
Actuellement, il y a deux limites principales à l’utilisation de l’EPG pour étudier les moustiques. Tout d’abord, peu d’études de corrélation ont été réalisées pour vérifier quels comportements de sondage correspondent aux formes d’onde. Bien qu’il existe de fortes hypothèses sur ce qui se passe au cours de chaque famille de formes d’onde (tableau 1) et de certains types de formes d’onde (M1 et M2), peu de ces hypothèses ont été confirmées expérimentalement, sauf que l’ingestion de sang est corrélée à la famille de formes d’onde M26,27. Plus important encore, les formes d’onde correspondant aux événements de salivation doivent être identifiées, car de nombreux agents pathogènes sont transmis dans la salive. La corrélation des formes d’onde EPG avec les activités biologiques chez les moustiques sera nécessaire pour interpréter de manière significative les différences significatives dans la durée et le nombre de formes d’onde entre les groupes de traitement. Deuxièmement, les taux de sonde et d’ingestion pendant l’EPG peuvent être beaucoup plus faibles que prévu27. Attacher individuellement les moustiques à des fils courts et les placer directement sur l’hôte pourrait empêcher les comportements de recherche d’hôte et d’alimentation sociale à longue distance, qui peuvent affecter les comportements de sondage et d’ingestion. Les insectes correctement câblés peuvent marcher et voler normalement. Pourtant, les moustiques tirent souvent contre les fils et s’emmêlent parfois ou se tiennent à des angles anormaux, ce qui indique que le fait d’être câblé affecte leur comportement dans une certaine mesure. Les auteurs ont testé de nombreuses stratégies pour améliorer les taux de sondage pendant l’EPG, et le jeûne des moustiques pendant la nuit, en utilisant des individus plus âgés, en les exposant à l’haleine humaine immédiatement avant de les placer sur la main et en appliquant de la salive humaine sur la main étaient les plus efficaces, ainsi que l’utilisation d’hôtes qui ajustaient constamment à petite échelle la position de leur main pour s’assurer que le moustique était dans la position idéale pour sonder27.
Malgré ces limitations, l’EPG AC-DC présente de nombreux avantages par rapport aux autres approches pour étudier les comportements de sondage et d’ingestion. Des systèmes tels que le BiteOScope11, le flyPAD15 et la plate-forme automatisée de biomatériaux14 qui ont été conçus pour quantifier les comportements de sonde et d’ingestion et les sécrétions salivaires pendant l’alimentation sanguine utilisent des substrats artificiels transparents et des régimes liquides qui n’ont pas de systèmes tissulaires hôtes normaux et de signaux de l’hôte. Bien que ces plates-formes synthétiques soient utiles à de nombreuses fins expérimentales, un avantage évident de l’EPG AC-DC est la capacité d’étudier les comportements de ces arthropodes et les variables d’intérêt au sein des systèmes hôtes naturels. De plus, l’adaptabilité définie par l’utilisateur du système EPG AC-DC offre un avantage supplémentaire par rapport aux autres instruments EPG22,33 et aux dispositifs de surveillance électronique de type EPG16,21, qui n’ont pas de niveaux Ri réglables, de types de courant et de niveaux de tension nécessaires pour obtenir des formes d’onde avec le maximum d’informations et minimiser les effets indésirables sur un large éventail d’hôtes et d’arthropodes22, 23. Épisode 23 Les techniques d’électromyographie (EMG) sont également utilisées pour étudier l’alimentation sanguine. Cependant, le circuit électrique n’inclut généralement que l’arthropode et seuls les potentiels musculaires les plus proches de l’électrode d’enregistrement sont enregistrés, de sorte que les formes d’onde ne fournissent pas d’informations sur les activités détaillées se produisant à l’interface hôte-insecte comme les ruptures cellulaires, les emplacements et les activités du stylet, et les potentiels de diffusion à travers les pièces buccales28,34. Les techniques de microscopie intravitale peuvent être utilisées pour visualiser directement les mouvements et les activités des pièces buccales dans les tissus de l’hôte vivant, mais ces techniques impliquent des procédures invasives sur des modèles d’animaux vivants9. Seul le moniteur EPG AC-DC peut fournir des informations très détaillées en temps réel sur les comportements de sondage, d’ingestion et de salivation qui se produisent dans les tissus vivants opaques de l’hôte sans avoir besoin de procédures invasives et est adaptable pour une utilisation dans une grande variété d’arthropodes10,12.
Il s’agit de la première procédure détaillée étape par étape pour câbler les moustiques, construire un aspirateur d’insectes et effectuer l’EPG sur des hôtes humains. Ces protocoles devraient faciliter l’adoption de l’EPG AC-DC sur les moustiques se nourrissant d’hôtes humains. Des exemples d’efforts de recherche futurs utilisant l’EPG AC-DC pourraient inclure des études sur les mécanismes fondamentaux de l’alimentation sanguine et des lésions tissulaires de l’hôte10, y compris l’identification de séquences stéréotypées de comportements de sondage précédant l’ingestion de sang, l’étude du flux sanguin à travers les pièces buccales et la comparaison de la plasticité alimentaire au sein et entre les espèces d’arthropodes/stadesde développement 26. L’EPG peut également être utilisée pour quantifier les effets des insecticides, des antidigents et des répulsifs12. Les procédures présentées ici pour l’utilisation de l’EPG AC-DC pour étudier les moustiques sur les mains humaines accéléreront ces études et permettront de nouvelles perspectives sur la biologie des mangeurs de sang des moustiques.

Les moustiques causent des souffrances et des pertes économiques dans le monde entier en raison de leur rôle de vecteurs de maladies et de nuisibles1. Les moustiques anophèles transmettent le paludisme, qui cause chaque année environ 219 millions de cas dans le monde, plus de 400 000 décès2, et 12 milliards de dollars américains en coûts directs3. Les moustiques Aedes sont les vecteurs les plus importants pour la santé publique car ils ont une présence presque mondiale et transmettent des agents du chikungunya, de la dengue, de la filariose lymphatique, de la fièvre de la vallée du Rift, de la fièvre jaune et du Zika, qui font des victimes, submergent les systèmes de santé et entraînent des souffrances chroniques, une morbidité à vie et une invalidité4,5. De plus, les moustiques Culex transmettent des agents de l’encéphalite équine, de l’encéphalite japonaise, de la filariose lymphatique, de l’encéphalite de Saint-Louis et de la fièvre du Nil occidental, qui ont un impact sur la santé humaine et animale3,4.
La lutte antivectorielle à l’aide d’approches basées sur des insecticides est la principale méthode de lutte contre les maladies à transmission vectorielle à l’échelle mondiale6,7. Cependant, le nombre d’insecticides disponibles pour la lutte contre les moustiques est limité. De plus, la résistance aux insecticides évolue chez de nombreuses espèces, en particulier chez les moustiques Aedes, ce qui a un impact sur notre capacité à lutter contre les maladies à transmission vectorielle et entraîne la nécessité de nouvelles stratégies de lutte 6,8. Une meilleure compréhension de la biologie des moustiques, des interactions moustique-hôte-pathogène et des processus qui régulent la transmission des agents pathogènes peut faciliter le développement de nouveaux outils de lutte antivectorielle 6.
Les comportements de sonde et d’ingestion dans les tissus de l’hôte peuvent affecter la transmission des agents pathogènes et la pathologie des maladies9,10,11,12. Par exemple, un plus grand nombre de microfilaires ont été ingérées lorsque Aedes aegypti se nourrissait directement à partir de capillaires plutôt que de stocker du sang à l’extérieur des vaisseaux rompus13. Ainsi, la recherche fondamentale et appliquée sur ce sujet peut aider à développer, affiner et évaluer les stratégies de contrôle des moustiques et d’autres contre-mesures de transmission des agents pathogènes. Cependant, il existe d'importantes lacunes dans les connaissances sur les comportements cryptiques d'alimentation par le sang qui se produisent sous la surface de la peau de l'hôte, car ces comportements nécessitent souvent des procédures invasives sur des modèles d'animaux vivants ou utilisent des substrats artificiels transparents ou des régimes liquides9,11,14,15. Les techniques d’électropénitrographie non invasive (EPG ; également appelée graphique de pénétration électrique) ont été utilisées pour étudier les comportements alimentaires des insectes herbivores liés à la transmission des agents pathogènes des plantes, à la résistance des plantes hôtes et aux modes d’action des insecticides, car elles permettent aux chercheurs d’observer, d’enregistrer et de quantifier indirectement les mouvements et les comportements des pièces buccales qui se produisent à l’intérieur des tissus de l’hôte10,12.
Depuis les années 1950, des techniques de surveillance électronique de la pénétration ont été appliquées aux arthropodes hématophages, y compris les moustiques16,17,18,19,20. Cependant, l’EPG n’a jamais été largement adopté pour les arthropodes hématophages car les activités biologiques correspondant aux formes d’onde n’ont jamais été vérifiées21. De plus, la conception et l’électronique des premiers instruments ont entraîné une suraccentuation de certains signaux électriques, des rapports bruit/signal élevés, une faible résolution et une distorsion des formes d’onde, et une irritation des hôtes vertébrés12,22. Un instrument plus récent, le moniteur EPG AC-DC<)sup class="xref">23, dispose de paramètres variables et d’un traitement du signal amélioré, ce qui le rend mieux adapté à l’enregistrement des arthropodes hématophages et au déchiffrage des origines biologiques des formes d’onde dans les études de corrélation expérimentales10,12.
Pour l’EPG, un signal électrique est appliqué à l’hôte par l’intermédiaire d’une sonde de tension de substrat (c’est-à-dire une électrode de référence). L’arthropode est attaché à une électrode enregistreuse et placé sur l’hôte. Lorsque l’arthropode insère ses pièces buccales (c’est-à-dire ses stylets) dans l’hôte, le signal électrique est transmis au moniteur EPG AC-DC pour le traitement du signal. Les signaux électriques sont ensuite affichés sur un ordinateur sous forme de « formes d’onde » correspondant à des comportements spécifiques tels que les mouvements des pièces buccales, l’ingestion, la salivation et l’acquisition/inoculation d’agents pathogènes10,12. Les variables de réponse séquentielles et non séquentielles liées à la durée et au nombre des formes d’onde24,25 à différents niveaux hiérarchiques (familles, types et sous-types) peuvent ensuite être calculées en fonction de la fréquence et de la durée des formes d’onde afin de mieux comprendre les comportements alimentaires qui se produisent au sein des espèces et entre elles, et en réponse à des facteurs biotiques et abiotiques, tels que les hôtes, les agents pathogènes, les pesticides et les conditions environnementales10,12.
Jusqu’à présent, le moniteur EPG AC-DC a été utilisé pour caractériser les comportements de sondage et d’ingestion des moustiques Ae. aegypti26 et Culex tarsalis27 se nourrissant des mains humaines, et des tiques Dermacentor variabilis et Amblyomma americanum se nourrissant des veaux bovins28. De plus, un modèle murin pour EPG29 a récemment été développé pour faciliter les études d’agents pathogènes à l’aide de cet instrument. Les mains humaines sont idéales pour la caractérisation initiale de la forme d’onde du moustique, car les hôtes humains peuvent signaler quand ils sentent le moustique sonder ainsi que d’autres comportements, ce qui facilite la corrélation des formes d’onde avec les comportements (Tableau 1). De plus, une meilleure compréhension de la plasticité des comportements alimentaires des moustiques dans différentes populations humaines pourrait contribuer au développement d’interventions de gestion plus spécialisées pour les moustiques et les agents pathogènes qu’ils transmettent.
Tableau 1 : Description des familles de formes d’onde utilisées pour classer les signaux électriques enregistrés à partir de Culex tarsalis sur des mains humaines à l’aide d’EPG AC-DC. La phase de sondage et les activités biologiques correspondant à chaque famille de formes d’onde. Voir Cooper et al.27 pour plus d’informations. Abréviation : AC = courant alternatif, DC = courant continu, EPG = électropénétrographe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66877/Table1_31July2024.xlsx » target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Pour faciliter l’utilisation de l’EPG pour étudier la biologie des moustiques et les interactions hôte-vecteur, la méthodologie de quantification des comportements alimentaires des moustiques Cx. tarsalis sur les mains humaines à l’aide du moniteur EPG AC-DC est présentée ici. Ces protocoles s’appuient sur les procédures fondamentales EPG AC-DC décrites dans les ressources en ligne 30 et supposent que les utilisateurs ont une connaissance pratique de base de l’EPG AC-DC et des logiciels associés31. Les procédures décrites peuvent être modifiées pour d’autres espèces de moustiques et d’hôtes et fournissent une base pour faciliter la recherche fondée sur des hypothèses sur les comportements alimentaires des moustiques.
Tableau 2 : Définitions de la terminologie courante EPG AC-DC. Les définitions sont basées sur celles données dans les ressources en ligne 30,31 et la littérature scientifique32. Abréviation : AC = courant alternatif, DC = courant continu, EPG = électropénétrographe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66877/66877_Table 2.xlsx » target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>

<table><tbody><tr><td>Instrumentation</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Électropénétrographe 4 canaux AC-DC</td><td>EPG Technologies, Inc.</td><td></td><td>Pour EPG, comprend l’alimentation, le boîtier de commande, le boîtier d’interface de commutation, quatre amplificateurs d’étage principal, quatre sondes de tension de substrat et les cordons associés</td></tr><tr><td>Coussins d’air</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour que l’hôte humain puisse reposer sa main/son bras pendant l’EPG</td></tr><tr><td>DI-710 Matériel d’acquisition de données (carte AD)</td><td>DATAQ Instruments Inc.</td><td></td><td>pour numériser les signaux EPG analogiques afin qu’ils puissent être visualisés sur un ordinateur</td></tr><tr><td>Lampe loupe LED à intensité variable, grande loupe mains libres 5X avec lumière et support pour la lecture Loisirs Artisanat Atelier de couture</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour l’observation comportementale pendant EPG ; utiliser uniquement débranché pendant EPG ou du bruit peut résulter</td></tr><tr><td>Microscope numérique Dino-Lite Edge (grossissement 250x)</td><td>Dino-Lite</td><td>AF4915ZT</td><td>pour l’observation comportementale pendant l’EPG</td></tr><tr><td>Dino-Lite Flex-arm Desktop Stand</td><td>Dino-Lite</td><td>MS22B</td><td>pour tenir et manipuler la caméra</td></tr><tr><td>Eisco Steel Rekh Base Stand and Rod</td> Set <td>Fisher Scientific</td><td>S41740</td><td>pour tenir l’amplificateur de l’étage supérieur et mettre à la terre la cage de Faraday (doit être en métal)</td></tr><tr><td>Atelier en ligne EPG</td><td>UF IFAS Extension</td><td>https://ifas-crec-entomology.catalog.instructure.com/courses/epg-workshop-2022</td><td>AKA, « ressources en ligne » pour l’apprentissage de l’EPG (mise en place d’instruments, collecte et analyse de données, construction de Faraday, préparation de colle d’argent, construction de talons d’insectes, etc.)</td></tr><tr><td>Furman P-1800 AR Régulateur de puissance/Conditionneur de puissance</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour réduire le bruit</td></tr><tr><td>de ligne Enveloppe d’amortissement à petites bulles</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour une utilisation comme barrière entre l’hôte et la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Troemner Talboys Labjaws Regular Clamp Holder</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-217-121</td><td>pour maintenir l’amplificateur de tête et mettre à la terre la cage de Faraday (doit être en métal et non recouverte de plastique)</td></tr><tr><td>Ordinateur Windows</td><td>Best Buy</td><td></td><td>pour l’EPG et l’analyse statistique</td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Backus 2.0 Data Analysis SAS program&nbsp ;</td><td>UF IFAS Extension</td><td>https://crec.ifas.ufl.edu/extension/epg/data-analysis/</td> <td>pour l’analyse statistique des données de forme d’onde</td></tr><tr><td>Ebert 1.0 File Manipulator and Error Checker Programmes SAS</td> UF <td>IFAS Extension</td><td>https://crec.ifas.ufl.edu/extension/epg/data-analysis/</td> <td>pour la préparation de fichiers pour l’analyse statistique des données de forme d’onde</td></tr><tr><td>SAS version 9.4</td><td>SAS Institute Inc.</td><td></td><td>pour l’analyse statistique des données de forme d’onde</td></tr><tr><td>WinDaq Lite&nbsp ;</td><td>DATAQ Instruments Inc.</td><td></td><td>pour l’enregistrement et la révision des données EPG.&nbsp ; Comprend le logiciel WinDaq Hardware Manager (AKA, « logiciel de gestion matérielle ») et le logiciel WinDaq Waveform Browser (AKA, « logiciel de révision de forme d’onde »). Pour une utilisation sur les ordinateurs Windows uniquement.&nbsp ;</td></tr><tr><td>Cage de Faraday</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Screen frame</td><td>Home Depot</td><td>MSCF5167</td><td>pour les parois de la cage de Faraday Tôle d’aluminium</td></tr><tr><td>, 0,125 (1/8) d’épaisseur 3003-H14</td><td>Metals Depot</td><td>S318</td><td>pour la base de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Bretelles d’angle, 1"&nbsp ;</td><td>Home Depot</td><td>339547</td><td>pour les parois de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Vis à métaux Phillips à tête plate, #6-32 x 1</td>"Home <td>Depot</td><td>459999</td><td>pour la construction de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Rondelles plates, #6 ;</td><td>Home Depot</td><td>638977</td><td>pour la construction de la cage de Faraday</td></tr> Le <tr><td>multimètre numérique Fluke 15B+, pour applications électriques, mesure les mesures de tension et de courant AC/DC jusqu’à 1000 V et 10 A, ainsi que les capacités de résistance, de continuité, de diode et de capacité</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour tester la cage de</td></tr> <tr><td>FaradayRadio portable AM FM, radio à transistors Goodes avec haut-parleur, prise casque, radio à piles 2AA pour une réception longue portée, radio de poche pour l’intérieur, l’extérieur et</td><td>les Amazon.com</td><td></td> d’urgence <td>pour tester la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Écran en cuivre pur, maille 16 x 16 avec un diamètre de fil de 0,11, écran Metro</td><td></td><td></td> de 36 "x 12 '<td>pour les parois de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Vis à métaux combinées à tête ronde, #6-32 x 3/4</td>"<td>Home Depot</td><td>528466</td><td>pour la construction de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Papier de verre, 1/2 » par 1 », 150 Grain</td><td>Home Depot</td><td>19036-20-CC</td><td>pour enlever la peinture du bas du support de laboratoire Coins du cadre de l’écran</td></tr><tr><td>, 5/16"&nbsp ;</td><td>Home Depot</td><td>WCORN516</td><td>pour les parois de la cage de Faraday</td></tr><tr><td>Screen spline, 0,14"&nbsp ;</td><td>Home Depot</td><td>3034719</td><td>pour les parois de la cage de Faraday</td></tr> <tr><td>Insect Stubs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Brass Escutcheon Pins</td><td>Home Depot</td><td>801294</td><td>pour la construction de stubs d’insectes&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Fil de cuivre, 20 AWG</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour la construction de talons d’insectes&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Grippe hydrosoluble Harris&nbsp ;</td><td>Home Depot</td><td>355398</td><td>pour aider à souder le fil de l’embout d’insecte et former une connexion solide</td></tr><tr><td>Pince à bec effilé</td><td>Home Depot</td><td></td><td>pour plier le fil lors de la construction d’embouts</td></tr><tr><td>d’insectes Pro’s Kit 900-015 Helping Hands Aide au soudage Amazon.com</td><td></td><td></td><td>pour tenir les broches de l’écusson pendant le soudage</td></tr><tr><td>Soudure (avec noyau en colophane)</td><td>Home Depot</td><td>296497</td><td>pour la construction de souches d’insectes&nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Outil de dénudage</td><td>Home Depot</td><td></td><td>pour dénuder et couper le fil de cuivre lors de la construction de souches d’insectes</td></tr><tr><td>YIHUA 928D-III, 110W haute puissance, entièrement numérique Fer à souder</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour la construction de souches d’insectes ; livré avec un support, une éponge et de la laine d’acier pour le nettoyage</td></tr><tr><td>Insect Aspirator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Accuris ASPIRE Laboratory Aspirator</td><td>Instruments Accuris</td><td>V0020</td><td>pour l’application d’une aspiration sur l’aspirateur d’insectes ; comprend le contrôleur de vide portable, l’adaptateur en acier inoxydable à pointe fine (40 mm) et l’adaptateur de pointe de pipette</td></tr><tr><td>Pipettes Pasteur Chemglass Life Sciences, 5 3/4" de long</td><td></td><td>Fisher Scientific NC0230004</td><td>pour une utilisation comme aspirateur d’insectes lors du câblage des</td></tr> <tr><td>moustiquesRuban électrique commercial en vinyle coloré</td><td>Home Depot</td><td></td><td>pour fixer la pipette Pasteur modifiée à la conduite de vide</td></tr><tr><td>Tissu utilitaire de moustiquaire, 10 x 10 cm carrés</td><td>Joann Fabrics</td><td>16651622</td><td>pour empêcher les moustiques d’être aspirés dans la pompe à vide</td></tr><tr><td>Saint Gobain Performance Plastics Tube Tygon 1/4 x 7/16</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-206-8914</td><td>pour une commutation rapide et facile entre différentes pipettes Pasteur modifiées</td></tr><tr><td>Thermo Scientific Nalgene HDPE Quick Disconnects (3/8 à 7/16 po. D.I.)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-315B</td><td>pour une commutation rapide et facile entre différentes pipettes Pasteur modifiées</td></tr><tr><td>Silver Glue&nbsp ; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elmer’s Glue-All Colle blanche polyvalente</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour la préparation de la colle à l’argent</td></tr><tr><td>Silver Flake pur à 99,9 %, 4-8 &nbsp ; 4-8 &nbsp ; m</td><td>ThermoFisher</td><td>786.09</td><td>pour la préparation de la colle à l’argent</td></tr><tr><td>Silver Flake pur à 99,95 %, 8-10 & micro ; m</td><td>Inframat Advanced Materials</td><td>47MR-12F</td><td>pour la préparation de la colle à l’argent</td></tr> <tr><td>Insect Anesthesia</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CO2 bubbler kit, 1000 mL, #9 Rubber</td><td>Stopper FlyStuff</td><td>59-181</td><td>pour prévenir la dessiccation des insectes lors de l’utilisation du</td></tr><tr><td>flypad Flypad&nbsp ; cadre, taille standard</td><td>FlyStuff</td><td>59-118</td><td>pour empêcher les moustiques de tomber du tapis anti-mouches</td></tr><tr><td>Flystation Brush</td><td>FlyStuff</td><td>59-205</td><td>pour réduire l’électricité statique lors du travail sur un coussin anti-mouches</td></tr><tr><td>Flystuff&nbsp ; Coussin anti-mouches&nbsp ; taille standard</td><td>FlyStuff</td><td>59-114</td><td>AKA « tampon d’anesthésie » pour anesthésier les moustiques</td></tr><tr><td>Entonnoir (4 pouces de diamètre)</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour gazer des tasses de moustiques avant de les transférer sur le coussin anti-mouches</td></tr><tr><td>Verre plexi ou un couvercle plat en plastique (coupé à la bonne taille)</td><td>Home Depot</td><td>MC-27</td><td>pour couvrir le coussin anti-mouches si les moustiques commencent à se réveiller</td></tr><tr><td>Colliers de serrage de tuyau en plastique à position unique et ouverts (variété 1/8 » à 1/2 »)</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour dévier le gaz entre le coussin de vol et l’entonnoir</td></tr><tr><td>Régulateur de CO2 à un étage</td><td>FlyStuff</td><td>59-142</td><td>pour réguler le débit de gaz du </sous>réservoir de CO2</td></tr><tr><td> T&rdquo; Raccord pour tube 1/8 po ID</td><td>FlyStuff</td><td>59-123</td><td>pour connecter à la fois le coussin de protection et l’entonnoir au réservoir de CO2</td></tr><tr><td>Tubing, transparent.</td><td>FlyStuff</td><td>59-124C</td><td>pour connecter l’entonnoir et le coussin anti-mouches au régulateur du réservoir 2</td></tr> <tr><td>Insect Wiring</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Black, (65Lb, 176 g/m2) 8,5 » x 11</td><td>"Michael’s Stores Inc.</td><td>327826</td><td>pour rendre le fil d’or plus facile à visualiser</td></tr><tr><td>Papier de construction noir carré 3,5 « x 4,0</td><td> » Agrafes</td><td>956221</td><td>pour rendre le fil d’or plus facile à visualiser</td></tr><tr><td>Boules de coton</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour les moustiques à jeun</td></tr><tr><td>Bloc de mousse d’artisanat #12 (3,1 cm x 17,2 cm x 30,2 cm)</td><td>Joann Tissu et artisanat Store</td><td>1941079</td><td>pour tenir les moustiques filaires</td></tr><tr><td>Ruban Deflecto Distributeur,</td><td>Amazon.com</td><td></td> transparent <td>pour ranger le fil d’or</td></tr><tr><td>Pince d’entomologie poids plume</td><td>Fisher Scientific</td><td>S72110</td><td>pour la manipulation des insectes</td></tr><tr><td>Pince fine (FST de Dumont : #5 91150-20, Inox-Electronic)</td><td>Outils de sciences fines</td><td>91150-20</td><td>pour faire une boucle dorée lors du câblage des moustiques</td></tr><tr><td>Pinceau à pointe fine</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour manipuler les moustiques pendant le câblage et l’EPG ; doit avoir un manche en plastique ou en bois s’il est utilisé pour EPG</td></tr><tr><td>Pipettes de transfert standard à pointe fine, étroites, 5,8 mL</td><td>Thomas Scientific</td><td>7761D21</td><td>pour la préparation de la colle à l’argent Fil</td></tr><tr><td>d’or, pur à 99,99 %, 0,025 mm d’épaisseur</td><td>Goodfellow</td><td>AU005121</td><td>pour le câblage des moustiques</td></tr><tr><td>Broches Minutien, pointe 0,2 mm, 1 cm</td> Fisher <td>Scientific</td><td>NC9681411</td><td>pour appliquer de la colle sur les moustiques</td></tr><tr><td>Gobelets en papier&nbsp ;</td>Tube <td></td><td>en papier rigide</td><td>pour les moustiques à jeun&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td></tr><tr><td>Étau à goupille</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-996-811</td><td>pour maintenir la goupille minutien pendant le câblage des insectes</td></tr><tr><td>Boîte de rangement en plastique avec couvercle (7 pouces x 9 pouces x 14 pouces)</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour le transport des moustiques grillagés</td></tr><tr><td>Verre plexi ou couvercle plat en plastique (coupé à la bonne taille)</td><td>Home Depot</td><td>MC-27</td><td>pour couvrir le coussin anti-mouches si les moustiques commencent à se réveiller</td></tr><tr><td>Pince à fermeture automatique</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-906</td><td>pour tenir et manipuler le fil d’or</td></tr> <tr><td>Compressed Gas</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CO2 Réservoir gas</td><td>Matheson Gas</td><td></td><td>pour anesthésier les moustiques avec un coussin anti-mouches</td></tr><tr><td>Common Lab Items</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sacs d’autoclave jetables pour risques biologiques, 8 1/2 » x 11</td>"<td>Fisher Scientific</td><td>03-410-591</td><td>pour l’élimination des moustiques nourris au sang</td></tr><tr><td>Bec Bunsen ou torche au propane</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour la modification des pipettes Pasteur</td></tr><tr><td>Ruban de laboratoire coloré</td><td>Daigger Fournitures</td><td>EF9763R</td><td>pour l’étiquetage, la préparation de la colle argentique et les pinces de masquage</td></tr><tr><td>Pointes de pipette jetables, 1000 & micro ; L</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour l’aliquotage de l’eau lors de la fabrication de la colle d’argent Microscope</td></tr><tr>de<td>dissection</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>pour le câblage des moustiques</td></tr><tr><td>Sonde de dissection</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9109673</td><td>pour l’agitation et l’application de colle d’argent</td></tr><tr><td>Fiole Erlenmeyer, 1000 mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour prévenir la dessiccation des insectes lors de l’utilisation du tapis anti-mouches</td></tr><tr><td>Éthanol, 70 %&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-122</td><td>pour la récupération des moustiques échappés Boîtes</td></tr> de <tr><td>Pétri en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747B</td><td>pour l’anesthésie des moustiques avec de la glace</td></tr><tr><td>Gants</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>pour la protection individuelle</td></tr><tr><td>Kimwipes Essuie-glaces de la marque KimTech Science&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666</td><td>pour écraser les moustiques Blouses</td></tr><tr><td>de laboratoire</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>pour la protection personnelle</td></tr><tr><td>Flacons pulvérisateurs LiBa, flacons pulvérisateurs vides rechargeables (sans danger pour l’alcool à friction</td> <td>Amazon.com</td><td></td><td>pour récupérer les moustiques échappés Barre d’agitation</td></tr><tr><td>magnétique, 2 cm de long</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour mélanger la colle argentée</td></tr><tr><td>Pipette mécanique monocanal, 1000 & micro ; L</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>13-690-032</td><td>pour l’aliquotage de l’eau lors de la fabrication de colle à argent</td></tr><tr><td>Tubes de microcentrifugation, 1,5 mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>780420</td><td>pour le stockage de la colle argentée</td></tr><tr><td>Parafilm M&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-998-944</td><td>pour sceller les tubes de colle à l’argent</td></tr><tr><td>Pellicule plastique</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour recouvrir le bloc de mousse</td></tr><tr><td>Bécher en Pyrex 20 mL</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>07-250-051</td><td>pour mélanger la colle d’argent</td></tr><tr><td>Semi-Micro Balance</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>10-919-370</td><td>pour peser la colle et les flocons d’argent</td></tr><tr><td>Stylo Sharpie, pointe fine</td><td>Amazon.com</td><td></td><td>pour l’étiquetage</td></tr><tr><td>Lame de rasoir à un seul tranchant</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>71980</td><td>pour le nettoyage des souches d’insectes</td></tr><tr><td>Pipettes de transfert jetables standard</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>133-711-7mL</td><td>pour transférer la colle d’argent dans un tube de stockage&nbsp ;</td></tr><tr><td>Plaque à mélanger</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour mélanger de la colle argentée</td></tr><tr><td>Minuterie/chronomètre</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>pour chronométrer la durée d’exposition de l’hôte à chaque insecte</td></tr><tr><td>Eau ultrapure (18 M&Omega ;)</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour la préparation de la colle à l’argent</td></tr><tr><td>Ciseaux utilitaires</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-945</td><td>pour couper le fil d’or</td></tr><tr><td>Mélangeur vortex</td><td>Fisher Scientific&nbsp ;</td><td></td><td>pour mélanger de la colle argentée</td></tr> <tr><td>Study Organisms</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Culex tarsalis moustiques</td><td>USDA ARS Center for Grain and Animal Health Research à Manhattan KS</td><td></td><td>pour utilisation comme sujets d’étude</td></tr></tbody></table>

Électropénétrographie ac-dc pour l’étude des comportements de sonde et d’ingestion des moustiques culex tarsalis sur les mains humaines

AC-DC Electropenetrography for the Study of Probing and Ingestion Behaviors of Culex tarsalis Mosquitoes on Human Hands

Les moustiques transmettent des agents pathogènes qui affectent négativement la santé humaine et animale. Une meilleure compréhension de la biologie de leur alimentation sanguine et de leurs interactions avec les hôtes et les agents pathogènes pourrait être exploitée pour développer de nouvelles cibles pour lutter contre les maladies transmises par les moustiques. Malheureusement, les comportements de sonde (c’est-à-dire de piquer) des moustiques sont mal compris car ils se produisent à l’intérieur des tissus de l’hôte. Ici, une procédure non invasive est décrite pour utiliser l’électropénétrographie AC-DC (EPG) pour visualiser et quantifier indirectement les comportements alimentaires des moustiques en enregistrant les changements de signaux électriques générés lors de l’exploration et de l’ingestion sur des mains humaines. De minces fils d’or sont attachés aux moustiques à l’aide d’une colle d’argent conductrice et reliés à l’instrument EPG. L’hôte humain tient une sonde de tension de substrat dans sa main. Le sondage de l’hôte par le moustique câblé complète le circuit électrique, et les signaux électriques sont enregistrés sur un ordinateur sous forme de « formes d’onde » qui peuvent ensuite être mesurées et énumérées pour analyse. Cette méthodologie a été utilisée pour caractériser les comportements de sonde et d’ingestion des moustiques Aedes aegypti et Culex tarsalis et peut être appliquée à d’autres espèces de moustiques. L’EPG peut être utilisé pour étudier les effets des agents pathogènes, des insecticides et d’autres facteurs sur les comportements alimentaires des moustiques.

Les enregistrements EPG à courant alternatif/continu (AC-DC) de la prise de sang par des moustiques Cx. tarsalis sur des mains humaines (Figure 4) ont produit des signaux interprétables, adaptés à l'analyse et à la publication27. Les signaux interprétables présentaient des motifs répétitifs distincts et différenciables pouvant être classés en familles (Tableau 1 et Figure 4), types et sous-types, une fois que la compression (définie dans le Tableau 2) et le gain logiciel avaient été ajustés dans le logiciel d'analyse des signaux27,31. Toutes les familles de signaux (J, K, L, M, N) et types (L1, L2, M1, M2) précédemment décrits chez Ae. aegypti se nourrissant sur des mains humaines26 ont été identifiés dans les signaux générés par Cx. tarsalis se nourrissant sur des mains humaines, confirmant ainsi la validité des méthodes décrites ici. De plus, trois nouveaux types de signaux (M3, N1, N2) ainsi que de nombreux sous-types des signaux L1, L2, M1 et M2 ont été identifiés27. En outre, la chute de tension revenant à la ligne de base lorsque les pièces buccales sont retirées de l'hôte a été désignée comme la famille de signaux W27.
La variation systématique des paramètres de l'appareil (type de courant et niveaux de Ri) tout en suivant les procédures décrites ici a permis de déterminer les réglages optimaux pour l'enregistrement de l'alimentation de Cx. tarsalis sur les mains humaines, les origines électriques de chaque forme d'onde, la durée moyenne en secondes des piqûres complètes et incomplètes par moustique, ainsi que la comparaison statistique de la durée des formes d'onde en secondes par insecte (WDI), du nombre d'événements de formes d'onde par insecte (NWEI) et de la durée des formes d'onde en secondes par événement par insecte (WDEI) entre les différents réglages27. Des moustiques ont également été interrompus pendant différentes formes d'onde puis disséqués afin de déterminer quelle forme d'onde était corrélée à l'ingestion de sang27. Une étude similaire a été réalisée pour Ae. aegypti en utilisant une méthodologie comparable26.
En raison de la nature sensible et délicate de l'EPG, tous les enregistrements n'étaient pas aussi impeccables que ceux présentés dans la Figure 4. Des pics (Figure 3A,C), des changements de gain du matériel (Figure 3A,C), des branchements médiocres (Figure 3B), un repliement du redresseur dans la forme d'onde J (Figure 3C,C') et des bruits électriques (Figure 3C,C') ont parfois déformé ou masqué les formes d'onde, les rendant inappropriées pour des figures de qualité de publication et rendant le codage et l'analyse difficiles. Par conséquent, il est recommandé de consacrer un effort initial à perfectionner les compétences en câblage, optimiser les réglages de gain et de tension, ajuster le décalage (offset) et maîtriser le bruit électrique. Curieusement, le repliement du redresseur n'a été observé que dans la famille de formes d'onde J pour Cx. tarsalis (Figure 3C,C') et n'est pas réapparu une fois le décalage initialement corrigé, même lorsqu'on a utilisé d'autres espèces de moustiques (Ae. aegypti et Culex quinquefasciatus) (données non montrées). En outre, le diagnostic a révélé que le bruit électrique non contrôlé illustré dans la Figure 3 (panneaux C et C') provenait d'une cage de Faraday défectueuse. Les enregistrements réalisés dans cette cage de Faraday défectueuse étaient encore utilisables, mais les problèmes de bruit ont été résolus lorsqu'une cage de Faraday améliorée a été construite (Figure 1B).
Même lorsque toutes les précautions et optimisations initiales ont été prises, de légères variations dans la qualité de l'attachement de l'électrode au moustique et d'autres facteurs inconnus qui déformaient le signal et modifiaient périodiquement le rapport signal sur bruit rendaient nécessaire l'ajustement du gain matériel en cours d'enregistrement, afin de s'assurer que le signal restait dans la plage visible et que la résolution des pics dans chaque onde était suffisante pour l'identification et la caractérisation des formes d'onde. Malheureusement, ajuster le gain matériel en cours d'enregistrement peut entraîner des changements brusques de tension (Figure 3A, C), ce qui rend les formes d'onde inadaptées à la publication, mais encore utilisables (en totalité ou en partie) pour les mesures et l'analyse.
<img alt="Diagrammes d'équilibre statique montrant l'analyse des forces ; les graphiques mettent en évidence les équations ΣFx=0, ΣFy=0." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66877/66877fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
Figure 4 : Formes d'onde représentatives d'une sonde de Culex tarsalis sur une main humaine, enregistrées avec une Ri de 107 Ω à l'aide d'un signal appliqué de 250 mV CA. Les noms des formes d'onde au niveau familial (NP, J, K, L, M, W) sont indiqués en haut de chaque panneau. Les panneaux inférieurs montrent des agrandissements de régions sélectionnées du panneau A. Les panneaux insérés montrent des agrandissements des régions indiquées. Les échelles de temps et les gains logiciels sont : (A) 7,0 s/div, 16x ; (B) 1,0 s/div, 64x ; (B') 0,2 s/div, 64x ; (C) 1,0 s/div, 64x ; (C') 0,2 s/div, 32x ; (D) 1,0 s/div, 64x ; (D') 0,2 s/div, 64x. Abréviations : CA = courant alternatif, Ri = résistance d'entrée, mV = millivolt, Ω = ohms, s/div = secondes par division. Cette figure a été préparée à partir de données de Cooper et al.27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66877/66877fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour consulter une version agrandie de cette figure.</a>

Des procédures sont décrites pour étudier les comportements de sondage et d’ingestion des moustiques Culex tarsalis sur des mains humaines à l’aide de l’électropénétrographie AC-DC.

Électropénétrographie AC-DC pour l’étude des comportements de sonde et d’ingestion des moustiques Culex tarsalis sur les mains humaines

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