Séparation et identification des microplastiques conventionnels des sols agricoles

Ce protocole décrit l’échantillonnage conventionnel des microplastiques et l’analyse d’échantillons dans le sol. La méthode comprend sept parties. Il s’agit de l’échantillonnage et de la préparation du sol, de la flottation par densité, de la digestion des impuretés, de la coloration, de la filtration sous vide, de l’observation morphologique et de l’identification des polymères.

Nous présentons ici deux processus analytiques différents des deux dernières étapes, qui peuvent être réalisés indépendamment l’un de l’autre en fonction de la disponibilité de l’instrument. Prélever un échantillon de sol représentatif à l’aide d’une méthode d’échantillonnage en cinq points de manière à double forme sur une zone stable. Utilisez une tarière en acier inoxydable de 30 centimètres pour la collecte.

Prélevez et installez les échantillons dans un contenant non plastique, par exemple du papier d’aluminium. Séchez le sol à température ambiante à l’abri de la lumière directe du soleil, ou utilisez un four réglé à 40 degrés Celsius et séchez le sol pendant au moins 24 heures jusqu’à ce qu’il soit complètement sec. Si un sécheur de sol est disponible, utilisez-le pour traiter plusieurs échantillons de sol en même temps, car le filtre à l’intérieur des chambres individuelles minimise le risque de contamination croisée.

Une fois sec, broyez le sol si nécessaire. Utilisez des outils propres et non plastiques. Broyez et conservez le sol sec.

Utilisez un tamis métallique de deux à cinq millimètres. À l’aide d’une petite balance à deux densités, étalez un grain fin de plus ou moins 0,05 grain de l’échantillon de sol sur du papier de pesée sans plastique ou du papier d’aluminium. Les échantillons peuvent être stockés dans plus de trois récipients, par exemple des flacons en verre.

Transférez l’échantillon de sol séché finement moulu dans un bécher en verre propre de 600 millilitres A.Ajoutez 230 millilitres de solution de chlorure de sodium saturé dans le bécher A.Assurez-vous que l’étiquetage est précis de tous les récipients de stockage et béchers. Placez le bécher A sur une plaque d’agitation magnétique au niveau d’un agitateur magnétique en verre. Remuez la solution pendant 30 minutes à 260 tours par minute.

Une fois complètement homogénéisé, retirez l’agitateur magnétique de la solution et rincez-le avec une solution saturée de chlorure de sodium pour éviter que des particules de plastique ne soient évacuées de la solution. Placez le bécher sur une surface plane sans lumière directe du soleil et laissez-le reposer toute la nuit jusqu’à ce qu’une séparation de pleine densité se soit produite. Une fois que le contenu du bécher A s’est complètement séparé, transférez soigneusement le surnageant dans un nouveau bécher en verre B.Rincez les parois internes du bécher A avec une solution saturée de chlorure de sodium.

Ajouter une solution d’hydroxyde de sodium à quatre molaires à l’échantillon dans le bécher B pour atteindre un volume fixe de 500 millilitres. Remuez la solution pendant 30 minutes à 260 tours par minute. Retirez ensuite la barre d’agitation magnétique et placez le bécher sur une surface plane à l’abri de la lumière directe du soleil et laissez-le reposer toute la nuit.

Une fois que le contenu du boulanger B s’est complètement séparé. Transférez le surnageant du bécher B dans un nouveau bécher C.Rincez la paroi intérieure du bécher b avec de l’eau distillée pour assurer un transfert maximal des particules. Ajouter la nouvelle solution de calibre rouge préalablement préparée dans le bécher C pour obtenir une concentration finale de 0,5 molaire.

Remuez la solution avec une tige de verre jusqu’à ce qu’elle soit complètement homogénéisée. Laissez ensuite la solution incuber pendant 30 minutes dans le quai en recouvrant le bécher de papier d’aluminium. Tout d’abord, configurez le système de filtration sous vide comme suit.

Entonnoir en verre, pince métallique, base de filtration sous vide, bécher de collecte, tuyau de raccordement, piège à humidité et pompe à vide. Retirez soigneusement les nouvelles membranes de son récipient de stockage à l’aide d’une pince à épiler. Placez la membrane filtrante au centre et à plat sur le dessus de la base de filtration sous vide.

Assurez une connexion sûre en alignant la base de filtration sous vide avec un entonnoir en verre, en les fixant à l’aide d’une pince métallique. Activez la filtration sous vide et versez lentement le liquide du bécher C dans l’entonnoir en verre. Rincez le bécher C plusieurs fois avec de l’eau distillée pour maximiser la récupération des particules.

Couvrez l’entonnoir en verre avec du papier d’aluminium pour minimiser la contamination. Rincez le côté de l’entonnoir en verre avec de l’eau distillée après la filtration de l’échantillon pour assurer une perte de particules minimale. Déchirez la pompe à vide et récupérez soigneusement la membrane filtrante de la plaque à l’aide de la pince à épiler.

Et placez chaque membrane dans une boîte de Pétri en verre individuelle. Ajoutez les membranes complètement sèches avant de fermer la boîte de Pétri et de l’envelopper dans du papier d’aluminium. Conservez-le dans un endroit sec et sombre jusqu’à une analyse plus approfondie.

Si l’emplacement exact de la particule fluorescente sur les membranes est nécessaire pour l’identification ultérieure des polymères, par exemple en utilisant la FTIR, veuillez vous référer aux étapes ci-dessous. À l’aide d’un stylo gel noir, marquez doucement la position de départ 10 marques sur la membrane filtrante en suivant la forme en T. Activez l’instrument de fluorescence comme suit, l’hôte, les sources fluorescentes, le moniteur et le microscope à fluorescence.

Allumez l’instrument et réglez la LED des sources sur la luminosité maximale. Utilisez le champ clair, le DF et la lumière fluorescente, le bouton de commutation FL pour prendre des images DF et FL respectivement. Le logiciel DP2-BSW pour l’enregistrement de l’observation d’échantillons, mais juste la définition du microscope pour rendre l’écran plus net.

Prenez les photos en fond clair sous la position BF et tournez-les en position FL et filtre fluorescent pour prendre des photos dans la station d’accueil. Assurez-vous que la séquence d’observation du champ de vision est de un à 10. Assurez-vous que les photos BF et FL doivent être prises dans la même position.

Pour l’identification des polymères à l’aide de LDIR, effectuez les étapes du microscope comme ci-dessous. Configurez le système de microscope comme suit. L’appareil photo, les filtres, le grossissement et la platine du microscope, et l’ordinateur.

Enveloppez les supports de membrane filtrante avec des mouchoirs sans poussière. Fixez ensuite les membranes dans le support et glissez-les sur la platine du microscope. Assurez-vous que la caméra est connectée et que le grossissement du microscope est adapté au type d’échantillon et cohérent sur tous les échantillons d’un même ensemble.

Pour quantifier les particules sur les images enregistrées, suivez les instructions étape par étape fournies dans le manuscrit. Si la FTIR est utilisée pour identifier les particules de polymère, veuillez vous référer aux étapes ci-dessous. Allumez le spectromètre FTIR LUMOS et le logiciel correspondant après l’observation et l’enregistrement, par exemple.

Remplissez d’azote liquide pour faire fonctionner la machine. Nettoyez la sonde avant de mettre en miroir chaque échantillon. Identifiez les particules à surveiller grâce à l’enregistrement d’écran en temps réel.

Ajustez la position et la netteté en manipulant le rocker. Placez la plate-forme d’exploitation au centre et capturez le spectre de fond aérien actuel. Mesurez trois à cinq points fixes sur le fragment cible, puis positionnez la sonde en fonction de l’emplacement de ces points fixes.

Sur la page de résultats, enregistrez les données d’origine. Résolvez le spectre et comparez-le avec un spectre plastique dans la bibliothèque standard pour conférer l’indice de qualité thermique de l’échantillon. Si la LDIR est utilisée pour l’identification des particules de polymère, suivez les étapes ci-dessous.

Placez la membrane filtrante dans un nouveau flacon en verre de 20 millilitres. Ajoutez 20 millilitres d’éthanol pur. Fermez bien le flacon et enveloppez le couvercle avec du parafilm pour éviter les fuites.

Sonicate d’échantillons dans un bain à ultrasons pendant au moins une heure jusqu’à ce que toutes les particules soient remises en suspension. La membrane peut lessiver la couleur, mais cela n’interférera pas avec l’identification du polymère. Retirez et jetez la membrane.

Placez le flacon en verre avec la solution d’éthanol sur une installation d’agitation magnétique et ajoutez un petit agitateur en verre magnétique dans le flacon. Laissez l’éthanol s’évaporer à moins de cinq millilitres en réglant la température à 100 degrés Celsius et en agitant à basse vitesse pour maintenir les particules en suspension. Pour préparer l’échantillon à l’analyse sur le LDIR, agitez lentement les échantillons jusqu’à ce que toutes les particules soient uniformément en suspension dans la solution et préparez rapidement 10 microlitres de l’échantillon sur la lame et laissez l’éthanol s’évaporer.

Répétez cette étape deux fois de plus pour analyser trois répétitions par échantillon sur chaque lame. La lame LDIR est insérée dans l’instrument et le nom de l’échantillon est saisi dans le logiciel connecté. Par la suite, l’instrument lance un balayage automatique.

L’analyse qui en résulte fournit des données détaillées sur la composition chimique des particules individuelles, la distribution des différents polymères dans l’échantillon, ainsi que la taille des particules. Le traitement ultérieur des données est détaillé dans la section 8 du protocole, par exemple à l’aide de l’image J ainsi que dans la section calcul du résultat dans le manuscrit. Pour valider la plage de récupération de cette méthodologie, des échantillons de trois matelas solides différents, le dioxyde de silicone, le SD, l’argile bentonite, le BT et le sol, ont été analysés en ensembles de trois répétitions.

Supposons que toutes les particules de microplastiques sont des sphères uniformes. Cela signifie que par échantillon solide sec de cinq grammes, il y a environ 48 740 articles. Sur la base du logiciel image J, les informations sur le nombre de particules dans un seul échantillon peuvent être examinées, et ces trois formules peuvent être calculées pour calculer le taux de récupération final des microplastiques.

Voici quelques résultats de cette expérience. Le premier est le taux de récupération des microplastiques à partir de différentes matrices solides. Les taux de récupération moyens sont respectivement de 84 %, 83 % et 90 % de BT, SD et de sol.

L’interférence du résultat de l’échantillon blanc et de l’identification chimique a été éliminée. En moyenne, 86 % des particules de PE ont été récupérées avec succès. Le fond est le résultat du type polymère de ces échantillons.

Il est montré qu’à l’exception du polyéthylène, la résine phénolique, le chlorure de polyvinyle, le polyamide et le polypropylène sont également détectés. Ce résultat peut être dû à une dose mineure de l’échantillon lors du transfert du surnageant, de la filtration ou d’une identification incorrecte. Ces contaminations pourraient provenir des dispositifs de filtration, de l’équipement de laboratoire, des dépôts atmosphériques ou de l’eau distillée.

Certaines photos ont été prises avec différentes méthodes d’identification des polymères. Ces deux images sont basées sur la méthode FTIR, et elles sont prises dans la même zone des membranes à la lumière du jour et à la lumière fluorescente. Les particules qui apparaissent transparentes sur la figure A alors qu’elles clignotent en vert sur la figure B sont considérées comme des matières plastiques.

Voici un cas typique qui montre la comparaison du spectre entre la particule détectée et le diagramme de spectre standard. Le spectre des particules PE a été apparié aux spectres de la bibliothèque la plus proche avec une qualité de correspondance de 98 %Cette image a été prise avec les méthodes LDIR. Le modèle et la distribution réels sont montrés dans la figure A et quelques informations détaillées comme la composition chimique des particules individuelles.

La figure B montre la qualité de la correspondance ainsi que la taille des particules. La pollution par les microplastiques dans l’environnement terrestre est un sujet scientifique qui a fait l’objet d’une attention croissante au cours de la dernière décennie. Cependant, seuls les systèmes récents de prélèvement de microplastiques dans le sol ont été quantifiés et la méthode de détection des microplastiques dans le sol n’a pas été normalisée. Ce protocole décrivait la méthodologie d’échantillonnage, de séparation et d’identification chimique des particules de microplastiques.

Pour améliorer la facilité d’utilisation et l’adoption généralisée, la méthode est peu coûteuse et les matériaux sont facilement disponibles. Ce protocole présente un potentiel en tant que cadre directeur, présentant une approche globale adaptée à différents types de sols, assurant une quantification précise et l’analyse des microplastiques.