Name: Quantification du glucose Bergmeyer pour les échantillons microbiologiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Apprenez la méthode Bergmeyer pour quantifier le glucose dans les échantillons microbiologiques avec précision. Cette technique spectrophotométrique améliore la sensibilité et réduit le temps de traitement pour l'étude du métabolisme microbien.

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1. Préparation de la solution
<ol>
	<li>Préparez 100 mL de tampon phosphate 0,1 M. Pesez 1,28 g de dihydrogénophosphate de potassium (KH2PO4) et 0,1304 g de phosphate dipotassique (K2HPO4) et ajoutez-les dans un bécher en verre. Maintenant, ajoutez 70 ml d’eau désionisée (H2Odi) et ajustez le pH à 5,5 en utilisant de l’acide chlorhydrique 1 M (HCl) ou de l’hydroxyde de potassium (KOH). Transvaser la solution dans une fiole jaugée et ajuster le volume final à 100 mL. Ensuite, transférez la solution dans un récipient ambré et conservez la solution à 4-8 °C jusqu’à 3 mois. ATTENTION : Portez des gants en nitrile tout au long du processus de préparation pour éviter tout contact avec la peau et toute contamination potentielle, car le dichlorhydrate d’o-dianisidine est potentiellement cancérigène.</li>
	<li>Préparez une solution à 1 % p/v de dichlorhydrate d’o-dianisidine. Pesez 0,01 g de dichlorhydrate d’o-dianisidine et placez-le dans un tube à centrifuger de 2,0 ml. À l’aide d’une micropipette de 1 000 ml, ajoutez 1,0 ml de H2Odi pour dissoudre le composé, puis mélangez lentement en pipetant de haut en bas. Protégez la solution de la lumière en enveloppant le récipient dans du papier d’aluminium et stockez-le à -20 °C pour maintenir la stabilité. REMARQUE : Pour faciliter le support du tube lors de la mesure sur la balance analytique, un bécher de 10 mL peut être utilisé comme support supplémentaire. Cela permet de stabiliser le tube, d’assurer une mesure précise en minimisant le risque de déplacement ou d’inclinaison qui pourrait altérer les résultats obtenus sur la balance.</li>
	<li>Dans une fiole jaugée de 100 ml, ajouter 10 mL de solution tampon de phosphate suivie de 1 mL de solution de dichlorhydrate d’o-dianisidine à 1 % v/v. Ensuite, ajustez le volume final à 100 mL avec un tampon phosphate pour obtenir une concentration finale de 0,01 % de mélange o-dianisidine-tampon. Transférez la solution dans une fiole ambrée et enveloppez-la de papier d’aluminium pour la protéger de la lumière. Conservez la solution à 4-8 °C jusqu’à 3-4 mois. REMARQUE : La réfrigération est essentielle pour éviter la décomposition, qui pourrait compromettre l’intégrité des mesures expérimentales. Pour éviter la dégradation du mélange o-dianisidine-tampon, une petite portion de 13 mL (suffisante pour 12 échantillons) peut être placée dans un tube de plastique de 14 mL sur de la glace jusqu’à l’utilisation.</li>
	<li>Préparez une solution à 50 % de H2SO4 . Placez une fiole jaugée de 100 mL avec 30 mL de H2Odi dans un bain de glace et laissez-la refroidir pendant 10 min. Ensuite, verser lentement 51 mL de H2SO4 (98 % v/v) sur les parois du ballon, en agitant soigneusement pour homogénéiser la solution. Attendez que le mélange refroidisse, car la réaction est exothermique (génère de la chaleur). Ajustez le volume final à 100 mL avecH2Odi et transférez la solution dans une fiole en verre ambré. REMARQUE : Utilisez une hotte et suivez tous les protocoles de sécurité, assurez-vous de porter un équipement de protection approprié. Préparez 50 ml d’une solution de carbonate de calcium à 40 % pour neutraliser tout déversement possible qui pourrait se produire.</li>
	<li>Préparez une solution d’acétate de sodium de 50 mM en dissolvant 0,04 g d’acétate de sodium dans 5 mL deH2Odi dans un bécher. Ajustez le pH à 5,1 en utilisant de l’acide acétique glacial. Enfin, réglez le volume à 10 mL avec H2Odi.</li>
</ol>
2. Préparation des enzymes
<ol>
	<li>Dans un microtube stérile de 2,0 mL, peser 0,01 g de glucose oxydase et mélanger avec 1 mL d’acétate de sodium à 50 mM, pH 5,0, pour obtenir une concentration finale de 10 mg/mL. Couvrez le tube d’une feuille d’aluminium et rangez-le à -20 °C. REMARQUE : La solution peut être conservée jusqu’à 2 mois à -20 °C.</li>
	<li>Calculer le volume de la solution enzymatique V2 nécessaire pour obtenir l’activité enzymatique souhaitée dans chaque cuvette en plastique (avec un volume total de 1,5 mL) à l’aide de l’équation (1) : V1C1 =V 2C2, où V1 est de 1 500 μL, C1 est de 28,5 U d’activité enzymatique et C2 (la concentration de la solution enzymatique) est de 12 970 U/mL (10 mg de l’enzyme [129 000 unités/g] dans 1 mL de H2Odi). V2 = (1 500 μL × 28,5 U)/12 970 U = 3,29 μL (1) REMARQUE : Pour un pipetage plus précis, la valeur peut être arrondie à 3,3 μL.</li>
	<li>Dans un nouveau microtube de 2 mL, peser 0,0031 g d’enzyme peroxydase et ajouter 1 mL de tampon phosphate, pH 5,5, pour obtenir une concentration finale de 3,1 mg/mL. Couvrez le microtube d’une feuille d’aluminium et conservez-le à -20 °C.</li>
	<li>Calculez le volume de la solution de peroxydase nécessaire pour obtenir l’activité enzymatique souhaitée par cuvette à l’aide de l’équation (1). Commencez avec un volume total de cuvette de 1 500 μL et une activité enzymatique cible de 1,25 U. Ensuite, déterminez le volume nécessaire de la solution enzymatique, compte tenu de sa concentration de 1 551 U. V2 = (1 500 μL × 1,25 U)/1 551 U = 1,208 μL REMARQUE : Pour un pipetage plus précis, la valeur a été arrondie à 1,20 μL.</li>
</ol>
3. Étalon de glucose
<ol>
	<li>Préparez un étalon de D-glucose de 1 g/L en ajoutant 0,01 g de D-glucose à 10 mL deH2Odi dans une fiole jaugée. Pour diluer la concentration à 0,5 g/L, prélever 500 μL de la solution mère et la mélanger avec 500 μL deH2Odi pour obtenir un volume final de 1 mL. REMARQUE : Ce processus de dilution est essentiel pour créer des solutions standard précises.</li>
</ol>
4. Préparation de la courbe standard
<ol>
	<li>À l’aide d’un microtube neuf de 2 ml, ajoutez le tampon et les volumes de glucose indiqués au tableau 1.</li>
	<li>Réglez le thermobain sec à 37 °C. Une fois que la température est stable, ajoutez 3,3 μL de glucose oxydase dans tous les tubes, puis ajoutez 1,2 μL de peroxydase dans chaque tube. Incuber les tubes à 37 °C pendant 20 min.</li>
	<li>Après l’incubation, ajouter immédiatement 750 μL de 50 % H2SO4 (v/v) dans chaque microtube et laisser refroidir le mélange dans un bain de glace pendant 2 min. Il en résulte un volume final de 1 500 μL. Enfin, transférez la solution dans une cuvette en plastique et mesurez l’absorbance à 529 nm.</li>
</ol>
Tableau 1 : Courbe d’étalonnage de la glycémie pour la méthode GOX-H2SO4 . Abréviations : DIEU = glucose oxydase ; POD = peroxydase ; H2SO4 = acide sulfurique. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126_Table%201.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
5. Analyse d’échantillons microbiologiques
<ol>
	<li>Obtenez l’échantillon en cultivant des bactéries ou des levures dans un milieu de culture liquide dans des conditions spécifiques, notamment la température, la vitesse d’agitation et le temps d’incubation. Une fois que la culture atteint la densité optique (DO) ou la concentration cellulaire souhaitée, collectez la culture pour un traitement ultérieur. REMARQUE : Pseudomonas reptilivora a été cultivé à une vitesse d’agitation constante de 300 tr/min et 28 °C, tandis que Debaryomyces hansenii a été cultivé avec une vitesse d’agitation de 200 tr/min à 30 °C dans un agitateur orbital. Dans le cas spécifique de D. hansenii, l’huile de canola comestible a également été utilisée comme inducteur pour la production de lipase.</li>
	<li>Nettoyez la zone de travail avec une solution d’alcool à 70 % ou un agent de nettoyage approprié conformément aux protocoles de biosécurité. Allumez un brûleur pour assurer l’asepsie.</li>
	<li>Transvaser 100 μL du milieu de culture dans un microtube de 1,5 mL ou 2 mL à l’aide d’embouts stériles.</li>
	<li>Centrifuger les échantillons à 7 500 × g pendant 7 min à 4 °C, ou à 10 000 × g pendant 7 min sans contrôle de la température. Après la centrifugation, retirez soigneusement le surnageant, qui contient du glucose en solution, et jetez la pastille.</li>
	<li>Utilisez 0,5 μL de surnageant pour des concentrations de glucose allant de 1 à 20 g/L, puis mélangez avec 749,5 μL de tampon o-dianisidine, 3,3 μL de GOD, puis 1,2 μL de POD. Incuber les microtubes pendant 20 min à 37 °C, comme indiqué à l’étape 4.2 et ajouter immédiatement 750 μL de 50 % H2SO4 et laisser refroidir dans un bain de glace pendant 2 min.<ol>
		<li>Pour des concentrations supérieures à 20 g/L, effectuer une dilution 1:1 avec duH2Odi stérile avant de continuer.</li>
		<li>Si les échantillons de surnageant ont déjà été congelés à -80 °C ou -20 °C, décongelez-les à température ambiante et agitez pendant 30 s avant de les utiliser. Si une dilution est nécessaire, utilisez duH2Odi stérile.</li>
		<li>Pour les échantillons dont la concentration en glucose est supérieure à 30 g/L, effectuer une dilution de 1:1 avec duH2ODI stérile, ce qui donne un facteur de dilution de 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Calculez la concentration totale de glucose dans chaque échantillon à l’aide de l’équation (2) dans un tableur. 
	<img alt="Equation 11" src="/files/ftp_upload/67126/67126eq11.jpg" style="margin: auto;">(2) Où: 
	x = concentration de glucose (g/L) δ = volume de réaction final (0,0015 L) 
	y = absorbance M.S. = quantité d’échantillon utilisée* REMARQUE : Les valeurs b et m proviennent de l’équation qui modélise la ligne de tendance de la courbe d’étalonnage de la méthode (y = mx + b). *La valeur MS doit être basée sur la quantité d’échantillon utilisée pour obtenir le rapport à la dilution correspondante (c.-à-d . si vous prenez 0,5 μL du surnageant, MS = 0,0000005 L = 0,5 × 10-6 L) ; si un facteur de dilution (DF) est utilisé, multiplier l’absorbance obtenue par le DF. Par exemple, si l’on obtient une absorbance de 0,5 et qu’on utilise un DF de 2, le résultat sera de 1,0. Par conséquent, y = 1,0, et cette valeur doit être entrée dans l’équation (2), comme décrit précédemment.</li>
</ol>
6. Validation analytique
<ol>
	<li>Calculer les paramètres de validation analytique de la méthode GOX-H2SO4 selon ce qui est établi par le Centre National de Métrologie et l’Entité d’Accréditation Mexicaine10 (CENAM-ema).<ol>
		<li>Calculer la précision en pourcentage du coefficient de variation ou %CV = (S/x) × 100, où x est la moyenne du groupe d’échantillons et S est l’écart-type avec une valeur d’acceptation de ≤10 %.</li>
		<li>Déterminez la linéarité en ajustant la courbe standard au modèle linéaire R2 supérieur à 0,995.</li>
		<li>Calculez la limite de quantification (LQ) à l’aide de l’équation : LQ = yB + 10sB, où yB représente la concentration de l’analyte qui produit un signal équivalent au signal cible, et 10sB désigne 10x l’écart-type du blanc</li>
		<li>Calculez l’erreur systématique à l’aide de l’équation suivante : Oblique = x - m, où x = moyenne de la concentration expérimentale et m est la concentration théorique.</li>
		<li>Déterminez l’exactitude comme le degré d’accord entre une valeur réelle et une valeur théorique. Taux de récupération = (CR/CV) × 100 où CR est la moyenne de la concentration expérimentale et CV est le coefficient de variation de la concentration théorique.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Interférence par d’autres sucres réducteurs
<ol>
	<li>Évaluez séparément quatre sucres réducteurs : le glucose, le fructose, le galactose et le xylose à partir d’une solution mère de 0,5 g/L. De plus, utilisez le tréhalose comme contrôle négatif. Suivez le protocole pour tous les échantillons et mesurez l’absorbance à 545 et 529 nm.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Quantification enzymatique du glucose Bergmeyer pour l’analyse microbienne et de levure

<ol><li>Huang, W. C., Tang, I. C. Bacterial and yeast cultures: process characteristics, products, and applications. Bioprocessing for value-added products from renewable resources. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHuang%2C+WC+%22New+Technologies+and+Applications%22">New Technologies and Applications</a>. , Elsevier. 185-223 (2007).</li>
<li>Hernandez-Lopez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+reducing+sugars+based+on+the+qualitative+technique+of+Benedict%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Omega%22%5BJournal%5D)">Quantification of reducing sugars based on the qualitative technique of Benedict.</a> ACS Omega. 5 (50), 32403-32410 (2020).</li>
<li>Miller, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+dinitrosalicylic+acid+reagent+for+determination+of+reducing+sugar%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Chem%22%5BJournal%5D)">Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugar.</a> Anal Chem. 31 (3), 426-428 (1959).</li>
<li>Deshavath, N. N., Mukherjee, G., Goud, V. V., Veeranki, V. D., Sastri, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pitfalls+in+the+3%2C5-dinitrosalicylic+acid+%28DNS%29+assay+for+the+reducing+sugars%3A+interference+of+furfural+and+5-hydroxymethylfurfural%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">Pitfalls in the 3,5-dinitrosalicylic acid (DNS) assay for the reducing sugars: interference of furfural and 5-hydroxymethylfurfural.</a> Int J Biol Macromol. 156, 180-185 (2020).</li>
<li>De Abreu, J. R., Santos, C. D. D., De Abreu, C. M. P., Corrêa, A. D., De Oliveira Lima, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar+fractionation+and+pectin+content+during+the+ripening+of+guava+cv.+Pedro+Sato%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Sci+Technol%22%5BJournal%5D)">Sugar fractionation and pectin content during the ripening of guava cv. Pedro Sato.</a> Food Sci Technol. 32 (1), 156-162 (2020).</li>
<li>Dubois, M., Gilles, K. -A., Hamilton, J. K., Roberts, P. A., Smith, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+colorimetric+method+for+the+determination+of+sugars%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A colorimetric method for the determination of sugars.</a> Nature. 168 (4265), 167(1951).</li>
<li>Gonzalez, N. M., Fitch, A., Al-Bazi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+RP-HPLC+method+for+determination+of+glucose+in+Shewanella+oneidensis+cultures+utilizing+1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone+derivatization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Development of a RP-HPLC method for determination of glucose in Shewanella oneidensis cultures utilizing 1-phenyl-3-methyl-5-pyrazolone derivatization.</a> PLoS ONE. 15 (3), e0229990(2020).</li>
<li>Galant, A. L., Kaufman, R. C., Wilson, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glucose%3A+Detection+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Chem%22%5BJournal%5D)">Glucose: Detection and analysis.</a> Food Chem. 188, 149-160 (2015).</li>
<li>Bergmeyer, H. U. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBergmeyer%2C+HU+%22Methods+of+enzymatic+analysis%22">Methods of enzymatic analysis</a>. 2, Elsevier Inc. (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Gu%C3%ADa+t%C3%A9cnica+sobre+trazabilidad+e+incertidumbre+en+las+mediciones+anal%C3%ADticas+que+emplea+la+t%C3%A9cnica+de+espectrofotometr%C3%ADa+de+ultravioleta-visible%22">Guía técnica sobre trazabilidad e incertidumbre en las mediciones analíticas que emplea la técnica de espectrofotometría de ultravioleta-visible</a>. , CENAM-EMA. (2008).</li>
<li>Yuen, V. G., McNeill, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+glucose+oxidase+method+for+glucose+determination+by+manual+assay+and+automated+analyzer%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Comparison of the glucose oxidase method for glucose determination by manual assay and automated analyzer.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (3), 543-546 (2000).</li>
<li>Hansen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specificity+of+glucose+oxidase+reaction+and+interference+with+quantitative+glucose+oxidase-peroxidase-O-dianisidine+method%5BTitle%5D)+AND+%22Scand+J+Clin+Lab+Investig%22%5BJournal%5D)">Specificity of glucose oxidase reaction and interference with quantitative glucose oxidase-peroxidase-O-dianisidine method.</a> Scand J Clin Lab Investig. 14 (6), 651-655 (1962).</li>
<li>Kumar, V., Gill, K. D. Estimation of blood glucose levels by glucose oxidase method. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKumar%2C+V+%22Basic+concepts+in+clinical+biochemistry%3A+A+practical+guide%22">Basic concepts in clinical biochemistry: A practical guide</a>. , Springer eBooks. 57-60 (2018).</li>
</ol>

Le glucose sert de source d’énergie et de carbone principale pour de nombreux micro-organismes, notamment les bactéries, les levures et les champignons. Ces micro-organismes absorbent le glucose par des transporteurs situés sur la membrane extracellulaire, où il subit une série de réactions biochimiques dans la voie métabolique de la glycolyse pour être converti en pyruvate1. Il existe différentes techniques pour quantifier les sucres réducteurs tels que le glucose. Par exemple, le réactif de Benedict2, l’utilisation de l’acide 3,5-dinitrosalicylique (DNS)3,4, la méthode anthrona5 ou la méthode de l’acide phénol-sulfurique6 peuvent être utilisés. Cependant, ces méthodes détectent tout sucre réducteur présent dans l’échantillon, tel que le fructose et le maltose, qui peut contribuer au signal et compliquer la quantification précise d’un sucre particulier.
De plus, ils nécessitent un contrôle strict de la température et la manipulation de substances dangereuses, ce qui peut compliquer le processus et affecter la précision. Ces méthodes peuvent également subir des interférences d’autres composés présents dans l’échantillon, ce qui rend difficile une quantification précise du glucose. À l’inverse, la chromatographie liquide à haute performance (HPLC) offre une alternative plus précise, permettant de discriminer le glucose et les autres sucres réducteurs, bien qu’avec des coûts d’exploitation plus élevés. Ces méthodes contrastées soulignent le besoin continu de développer des techniques de quantification du glucose précises et rentables7.
La méthode glucose oxydase-peroxydase-acide sulfurique (GOX-H2SO4) utilise deux enzymes, la glucose oxydase (GOD) et la peroxydase (POD). GOD est une enzyme oxydoréductase qui est très sélective pour l’oxydation du β-D-glucose8. Ce complexe agit comme un catalyseur lors de la réaction qui se produit lorsque le glucose est en présence d’oxygène, produisant de l’acide gluconique et du peroxyde d’hydrogène (H2O2). Le H2O2 est détecté au moyen d’un accepteur d’oxygène chromogène, l’o-dianisidine, qui, lors de l’interaction avec le PDD, provoque son oxydation et la libération de H2O2 , empêchant l’acide gluconique d’être reconverti en glucose (voir Figure 1). La couleur obtenue est stabilisée par l’ajout d’acide sulfurique (H2SO4), ce qui stoppe également la réaction enzymatique, évitant ainsi d’éventuelles interférences qui pourraient se produire si la réaction se poursuit9.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67126/67126fig01.jpg"> 
Figure 1 : Vue d’ensemble de la méthode de quantification du glucose à l’aide de l’enzyme glucose oxydase, qui réagit avec le glucose pour produire du peroxyde d’hydrogène (H2,O2, 2) et de l’acide gluconique. Par la suite, l’enzyme peroxydase réagit avecH2O2 en présence de chlorhydrate d’O-dianisidine. Dans la dernière étape, de l’acide sulfurique (H2SO4) est ajouté pour arrêter la réaction enzymatique, ce qui donne une couleur rose qui est mesurée à 529 nm. Abréviations : POD = peroxydase ; DIEU = glucose oxydase. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67126/67126fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
La méthode enzymatique GOX-H2SO4 est une technique largement utilisée pour mesurer la concentration de glucose dans des échantillons biologiques, dont la plupart présentent un intérêt clinique. Cependant, peu d’études se sont penchées sur une technique permettant de quantifier la quantité de glucose dans un milieu de croissance pour évaluer sa consommation. Par conséquent, dans le présent protocole, la méthodologie permettant de quantifier le glucose au moyen de la réaction enzymatique de la glucose oxydase, de la peroxydase, du dichlorhydrate d’o-dianisidine et du H2SO4 dans des échantillons de liquide microbiologique est présentée, qui résulte d’une modification du travail effectué par Bergmeyer9, en utilisant 50 % (v/v) de H2SO4 et des quantités inférieures de réactifs.

<table><tbody><tr><td>Microtube de 1,5 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Microtube de 2,0 mL</td><td>Eppendorf</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CaCO3</td><td>Meyer</td><td>471-34-1</td><td>Carbonate de calcium</td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Meyer</td><td>50-99-7</td><td>D-Glucose&nbsp ;</td></tr><tr><td>Drybath</td><td>FisherScientific</td><td>11-718-4</td><td>Numéro de série 911NO251. Bloc LxPxH mm/po : 124 x 76 x 39 / 4,9 x 3,0 x 1,5</td></tr><tr><td>Glucose oxydase&nbsp ;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G6125-50KU</td><td>Poudre enzymatique</td></tr><tr><td>H2O</td><td>-</td><td>-Eau</td> <td>déminéralisée</td></tr><tr><td>H2SO4</td><td>Meyer</td><td>7664-93-9</td><td>Acide sulfurique</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Meyer</td><td>7647-01-0</td><td>Acide chlorhydrique&nbsp ;</td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Meyer</td><td>7758-11-4</td><td>Phosphate dipotassique</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Meyer</td><td>7778-77-0</td><td>Phosphate monopotassique</td></tr><tr><td>KOH</td><td>Meyer</td><td>1310-58-3</td><td>Hydroxyde de potassium</td></tr><tr><td>Lambda 35</td><td>PerkinElmer-Spectrophotometer</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Microtube centrifugeuse</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>o-Dichlorhydrate de dianisidine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D3252</td><td></td></tr><tr><td>Peroxydase</td> chromogène <td>Sigma Aldrich</td><td>P8125-50KU</td><td>Enzyme</td></tr><tr><td>poudre pH-mètre</td><td>Hanna&nbsp ;</td><td>1131</td><td>Hanna 1170</td></tr><tr><td>Acétate de sodium</td><td>Meyer</td><td>127-09-3</td><td>Meyer</td></tr><tr><td>Spatules de pesée&nbsp ;</td><td>-</td><td>-</td><td>-</td></tr></tbody></table>

quantification du glucose bergmeyer pour les échantillons microbiologiques

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L’analyse spectrophotométrique de GOX-H2SO4 a révélé une absorbance maximale unique à 529 nm (λmax) (Figure 2A), avec des valeurs d’absorbance supplémentaires observées à 545 nm. En analysant les valeurs d’absorbance à différentes concentrations de glucose, nous avons obtenu une linéarité (R²) de 0,9977 pour λ529 nm et R² de 0,9967 pour λ545 nm (Figure 2B). La linéarité, à l’intérieur d’une plage donnée, fait référence à la capacité de ...

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Une description de la façon d'étalonner les capteurs de transfert Förster Resonance Energy intégrés biologiques (mensonges) pour le profilage métabolique in situ est présentée. Les FIBS peuvent être utilisés pour mesurer les niveaux de métabolites intracellulaires aider de manière non invasive dans le développement de modèles métaboliques et criblage à haut débit de conditions de bioprocédés.

FIBS-permis non invasive au profil métabolique

Nous présentons une méthode modulaire automatisée à haut débit pour l’identification et la caractérisation d’exopolysaccharides microbiens à petite échelle. Cette méthode combine une présélection rapide pour analyser la quantité totale de polysaccharides sécrétés avec une empreinte glucidique détaillée pour permettre le criblage rapide de souches bactériennes nouvellement isolées ou de collections entières de souches.

Automated Modular High Throughput exopolysaccharide plateforme de criblage Couplé avec très sensible Analyse Glucides d&#39;empreintes digitales

Ce protocole décrit la quantification rapide et très sensible de Förster transfert d'énergie par résonance (FRET) des données de capteur en utilisant un analyseur portable FRET-mesure. Le dispositif a été utilisé pour détecter le maltose dans une plage de température critique qui maximise la sensibilité de détection, ce qui permet une évaluation pratique et efficace de la teneur en sucre.

Hautement sensible et rapide avec détection par fluorescence avec un analyseur FRET Portable

Ici, nous décrivons un dosage colorimétrique pour détecter la présence de sucres réducteurs lors de la germination des spores bactériennes.

Détecter Cortex Fragments Pendant bactérienne Spore Germination

Les monocytes font partie intégrante du système immunitaire inné humain qui dépendent du métabolisme glycolytique lorsqu’ils sont activés. Nous décrivons un protocole de cytométrie en flux pour mesurer l’expression des transporteurs de glucose et l’absorption de glucose par les monocytes totaux et les sous-populations de monocytes dans le sang total frais.

Une cytométrie en flux simple méthode pour mesurer l&#39;absorption du glucose et de glucose Expression Transporter pour monocytes dans les sous-populations de sang total

Nous présentons un protocole pour l’identification et la quantification des principales classes de métabolites solubles dans l’eau dans la levure Saccharomyces cerevisiae. La méthode décrite est polyvalente, robuste et sensible. Il permet de séparer les isomères structurels et les formes stéréoisomériques de métabolites solubles dans l’eau les uns des autres.

Métabolomique quantitative de Saccharomyces Cerevisiae par chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse en tandem

Un protocole est décrit pour la préparation d’un écosystème modèle simple qui recrée le gradient de compteur méthane-oxygène trouvé dans l’habitat naturel des bactéries oxydantes de méthane aérobies, permettant l’étude de leur physiologie dans un contexte spatialement résolu. Les modifications apportées aux essais biochimiques courants pour l’utilisation avec l’écosystème modèle à base d’agarose sont également décrites.

Écosystème modèle à base d’agarose pour la culture de méthanotrophes dans un contre-gradient méthane-oxygène

Apprenez la méthode Bergmeyer pour quantifier le glucose dans les échantillons microbiologiques avec précision. Cette technique spectrophotométrique améliore la sensibilité et réduit le temps de traitement pour l'étude du métabolisme microbien.

Quantification du glucose Bergmeyer pour les échantillons microbiologiques

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