Name: Modélisation et évaluation d’un modèle murin de cardiomyopathie diabétique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Découvrez une méthode efficace pour induire une cardiomyopathie diabétique chez la souris en combinant un régime riche en graisses et des injections de streptozotocine. Ce modèle permet d'étudier les mécanismes de la maladie.

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Toutes les procédures ont suivi les directives institutionnelles pour la recherche sur les animaux, conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals décrit par les National Institutes of Health des États-Unis (publication NIH n° 85-23, révisée en 1996). Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité d’éthique des soins aux animaux et le Comité d’éthique de l’Université du Sichuan. Les souris mâles C57BL/6J ont été achetées à Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (Chine). Pendant toute la durée de l’expérience, les souris ont été logées dans des conditions contrôlées de 24 °C et un cycle lumière/obscurité régulé de 12 heures, avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
Figure 1 : Chronologie schématique de l’expérience. Les souris utilisées dans les groupes HFD/STZ et ND étaient toutes deux âgées d’environ 7 à 8 semaines. Le poids corporel et la glycémie aléatoire de chaque souris ont été enregistrés sur une base hebdomadaire. À des intervalles de 12 semaines et de 24 semaines, le phénotype métabolique des souris a été évalué par un test de tolérance au glucose par voie orale (HGPO) et une mesure du taux d’insuline sérique. De plus, l’échocardiographie a été évaluée au départ (semaine 0), à 12 semaines et à 24 semaines. Après la période d’alimentation de 24 semaines, les souris ont été euthanasiées. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
1. Alimentation HFD
<ol>
	<li>Nourrir des souris mâles C57BL/6J (âgées de 7 à 8 semaines) avec un régime normal (ND) ou HFD (60 % de matières grasses kcal) pendant 24 semaines pour induire l’obésité.</li>
	<li>Notez le poids corporel de chaque souris toutes les 4 semaines. Assurez-vous que la courbe de poids présente une tendance ascendante similaire avant 12 semaines, avec une pente plus raide observée dans le groupe HFD.</li>
</ol>
2. Préparation et injection de la solution STZ
REMARQUE : Stockez STZ à -20 °C pour éviter la dégradation due à sa grande instabilité à température ambiante (RT). Mélanger STZ avec un tampon de citrate immédiatement dans les 5 minutes précédant l’injection.
<ol>
	<li>Préparez le tampon de citrate. Peser 2,1 g d’acide citrique (masse moléculaire relative : 210,14) et le dissoudre complètement dans 100 mL d’eau distillée pour préparer la solution A ; peser 2,94 g de citrate de sodium (masse moléculaire relative : 294,10) et le dissoudre complètement dans 100 mL d’eau distillée pour préparer la solution B. Mélanger les solutions A et B dans un rapport de 1 : 1,32 pour obtenir la solution de travail de l’acide citrique. Filtrez les impuretés à l’aide d’une membrane filtrante de 0,45 μm.</li>
	<li>Peser 1 g de STZ et le dissoudre complètement dans 100 mL de la solution de travail mixte d’acide citrique préparée. Conservez la solution STZ obtenue à 4 °C. S’assurer que l’injection de la solution STZ a lieu dans les 30 minutes lorsque cela est possible.</li>
	<li>À l’aide d’une seringue de 1 mL, administrer des injections intrapéritonéales d’une solution contenant 30 mg/kg de STZ par jour pendant 7 jours consécutifs aux souris du groupe HFD/STZ tout en fournissant un volume égal de tampon de citrate (0,1 mmol/L, pH = 4,5) aux souris du groupe ND.</li>
	<li>Dosez la glycémie 1 semaine après l’injection finale. Classer les souris présentant des concentrations aléatoires de glucose dans le sang supérieures à 16,7 mmol/L comme des souris T2DM.<ol>
		<li>Positionnez soigneusement la souris sur un dispositif de retenue, en vous assurant que sa queue s’étend complètement vers l’extérieur.</li>
		<li>Avant le prélèvement sanguin, désinfectez soigneusement le site de prélèvement de sang de la queue avec un tampon d’alcool à 70 %, en maintenant la stérilité et la propreté.</li>
		<li>À l’aide d’une aiguille à pointe pointue, insérez-la dans la veine de la queue, en avançant de la pointe vers la base à une profondeur de 3-4 mm. Une fois que l’aiguille est bien en place, pressez doucement le haut de la queue pour favoriser la circulation sanguine.</li>
		<li>Prélevez environ 10 μL de sang sur une souris et appliquez soigneusement le sang collecté sur la bandelette de test dédiée. Une fois le sang absorbé, le glucomètre affichera rapidement la lecture de la glycémie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Test de tolérance au glucose par voie orale (OGTT)14
<ol>
	<li>Avant le HGPO, jeûnez chaque souris pendant la nuit pendant 14 h, pendant qu’elle a un accès illimité à l’eau.</li>
	<li>Préparez environ 10 ml d’une solution de glucose à 20 %. Administrer une dose de 1 g/kg de glucose par gavage oral à chaque souris pendant l’HGPO.</li>
	<li>Surveillez la glycémie à plusieurs moments : immédiatement (0 min), 15 min, 30 min, 60 min et 120 min après l’administration.</li>
</ol>
4. Évaluation de la fonction cardiaque par échocardiographie
<ol>
	<li>Effectuer une échocardiographie sur chaque souris au départ (0 semaine), 12 semaines et 24 semaines après l’alimentation avec HFD ou ND.</li>
	<li>Avant l’échocardiographie, anesthésie la souris par inhalation d’isoflurane à 3 % qui est administré avec 100 % d’oxygène à l’aide d’un appareil anesthésique. Assurez-vous que la souris ne montre aucune réaction au pincement de la peau à l’aide d’une pince à épiler dentée ou d’une stimulation de ses orteils et de sa queue. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse pendant l’anesthésie.</li>
	<li>Placez la souris sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle et fixez ses griffes à une électrode pour assurer une position couchée stable. Ajustez la concentration d’isoflurane entre 1 % et 2 % pour l’anesthésie d’entretien afin de maintenir une fréquence cardiaque cible d’environ 450 battements par minute.</li>
	<li>Retirez la fourrure de la souris à l’aide d’une crème dépilatoire et appliquez du gel à ultrasons sur sa poitrine. Retirer la crème dépilatoire et le gel à ultrasons avec une solution saline stérile après échocardiographie.</li>
	<li>Évaluez la fonction cardiaque et les paramètres structurels à l’aide d’une sonde de 50 MHz.<ol>
		<li>Pour obtenir une vue optimale du ventricule gauche (VG) dans le grand axe, positionnez la sonde sur le côté gauche de la poitrine de l’animal.</li>
		<li>En fonction de l’anatomie de chacun, tournez la sonde dans le sens inverse des aiguilles d’une montre entre 15° et 45° par rapport à la ligne parasternale gauche, avec l’encoche dirigée vers son épaule droite. Ajustez l’axe x et l’axe y sous le mode B15. REMARQUE : Une vue longitudinale VG appropriée doit inclure (i) la valve aortique et la racine aortique ; (ii) la chambre LV est positionnée au centre de la vue ; (iii) L’axe de la base à l’apex doit être parallèle à la sonde16.</li>
		<li>Appuyez 2x sur le mode M pour afficher la ligne de mesure. Positionnez cette ligne au niveau du muscle papillaire. Par la suite, prenez des mesures pendant au moins trois battements cardiaques consécutifs pour assurer la précision. Appuyez sur Enregistrer le clip pour enregistrer la boucle de cinéma dans la série.</li>
		<li>Identifiez la dimension end-systolique comme la phase qui a coïncidé avec l’onde T de l’ECG, et déterminez la dimension de la fin de la diastolique comme la phase correspondant à l’onde R de l’ECG.</li>
		<li>Inclinez le bloc de commande en vous assurant que le coin supérieur gauche est le plus bas et que le coin inférieur droit est le plus haut. Ajustez la sonde pour qu’elle pénètre dans la direction de l’apex cardiaque de la souris, parallèlement à l’axe long du cœur, afin d’obtenir une vue transapicale à quatre chambres.</li>
		<li>Sélectionnez successivement les modes C (Doppler couleur) et PW (Doppler PW), placez le volume de l’échantillon au point de vitesse le plus élevé, ajustez la direction de l’échantillonnage pour qu’elle corresponde à la direction du flux sanguin et enregistrez les informations hémodynamiques de la valve mitrale (ondes E et A)16. Appuyez sur Enregistrer le clip pour enregistrer la boucle de cinéma dans la série.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Arrêtez l’inhalation d’isoflurane pour permettre aux souris de reprendre conscience. Remettez les animaux dans leurs cages, logées dans un environnement contrôlé avec un cycle lumière/obscurité de 12 heures à la 0e et à la 12e semaine. Après l’évaluation échocardiographique de 24 semaines, euthanasier sans cruauté les souris par luxation cervicale après inhalation d’isoflurane.</li>
	<li>Effectuez l’analyse de la fraction d’éjection (EF), du raccourcissement de la fraction (FS), de la paroi postérieure ventriculaire gauche (LVPW), du diamètre interne du ventricule gauche (LVID), du septum interventriculaire (IVS) et du rapport E/A à l’aide du dongle du poste de travail.</li>
</ol>
5. Coloration histologique
<ol>
	<li>Après avoir terminé l’analyse échocardiographique au bout de 24 semaines, euthanasier la souris par luxation de la moelle épinière après inhalation d’isoflurane.</li>
	<li>Disséquez la souris à l’aide de ciseaux ophtalmiques et d’une pince à épiler. Sectionnez les côtes avec soin pour assurer une exposition complète du cœur.</li>
	<li>Perfuser le cœur par l’apex avec une solution saline jusqu’à ce que le foie devienne pâle, indiquant une perfusion réussie. Retirez le cœur et rincez-le abondamment dans une solution saline pour assurer une élimination complète du sang.</li>
	<li>Effectuer l’incorporation de paraffine17.<ol>
		<li>Fixez le cœur avec du formol à 4 % à RT pendant au moins 24 h.</li>
		<li>Placez la boîte de déshydratation contenant le cœur dans un déshydrateur pour qu’elle subisse un processus de déshydratation progressif impliquant un gradient d’alcool et une lixiviation à la cire à 65 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparez des coupes de tissu17.<ol>
		<li>Placez le bloc de cire taillé contenant le muscle papillaire dans un microtome pour le tranchage, d’une épaisseur de 4 μm, et stockez-le à RT pour la coloration pathologique.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Effectuer la coloration à l’aide du trichrome18 de Masson et de la coloration à l’agglutinine de germe de blé (WGA)19 .</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modèle murin de cardiomyopathie diabétique via un régime riche en graisses et l’injection de STZ

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</ol>

<table><tbody><tr><td>Système de sonorisation animale</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>VEVO 3100</td><td>Échocardiographie</td></tr><tr><td>Glucomètre sanguin</td><td>Yuwell</td><td>GU100</td><td>Évaluer la glycémie</td></tr><tr><td>Acide citrique</td><td>Sigma-Aldrich 251275</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD sciences de la vie</td><td>R510-22</td><td>Anesthésie</td></tr><tr><td>Vaporisateur d’isoflurane</td><td>RWD sciences de la vie</td><td>R500</td><td>anesthésie</td></tr><tr><td>Insuline de souris (INS) ELISA Kit</td><td>Wuhan Feiyue Biotechnology Co.,Ltd</td><td>FY-EM14029</td><td>Évaluer le taux d’insuline sérique</td></tr><tr><td>Nair crème dépilatoire</td><td>Nair</td><td>255g</td><td>Enlever la fourrure de la souris</td></tr><tr><td>Régime des rongeurs avec 60 % de kcal de graisse</td><td>Research Diets Inc</td><td>D12492</td><td>Alimentation riche en graisses</td></tr><tr><td>Citrate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich S4641</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Filtre stérile</td><td>Merck Millipore</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>Streptozocine</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr><tr><td>Gel à ultrasons</td><td>Keppler</td><td>KL-250</td><td>Échocardiographie</td></tr><tr><td>Poste de travail Dongle</td><td>Fujifilm Visual Sonics</td><td>Vevo LAB</td><td>Analyse des données échocardiographiques</td></tr></tbody></table>

modélisation et évaluation d’un modèle murin de cardiomyopathie diabétique

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

Cette étude a impliqué une répartition aléatoire des souris en deux groupes : le groupe ND et le groupe HFD/STZ, avec 6 souris dans chaque groupe. Après l’échocardiographie finale et les tests OGTT 24 semaines après l’alimentation, les souris ont été euthanasiées pour prélever leurs tissus cardiaques pour une évaluation histologique.
HFD/STZ a provoqué une prise de poids corporelle évidente, atteignant son pic en 12 semaines, et était significativement plus élevée par rapport au groupe ND. Après l’administration de STZ, une diminution notable du poids corporel a été observée chez les souris du groupe HFD/STZ. En revanche, les souris du groupe ND ont maintenu une augmentation constante de leur poids corporel au cours de la période de 12 semaines qui a suivi (figure 2A). Les taux de glucose sanguin aléatoires du groupe HFD/STZ étaient toujours significativement plus élevés que ceux du groupe ND pendant toute la durée de l’alimentation (figure 2B). La courbe OGTT du groupe HFD/STZ était significativement plus élevée que celle du groupe ND. Il était évident que le pic de glycémie dans les deux groupes atteignait en 15 minutes puis diminuait (Figure 2C, D). Au cours de l’étude, les taux d’insuline sérique dans le groupe ND étaient initialement plus élevés que dans le groupe HFD au cours des 12 premières semaines. Cependant, après l’administration de STZ, une tendance inversée a été observée avec les taux d’insuline sérique (Figure 2E,F).
Les cœurs exposés à la HFD/STZ présentaient à la fois une dysfonction diastolique et systolique par rapport au groupe ND, se présentant par une faible amplitude de la pulsation du septum interventriculaire (IVS) et de la paroi postérieure du ventricule gauche (LVPW) (Figure 3), une diminution de la fraction d’éjection (EF) et du raccourcissement fractionnel (FS) (Figure 4A,B), une augmentation de la dimension interne ventriculaire gauche (LVID) en fin de diastolique, une augmentation de l’IVS et du LVPW (Figure 4C, D, E), et diminution du rapport E/A (Figure 4F) dans le groupe HFD/STZ en 24 semaines.
Le remodelage cardiaque résultant de troubles métaboliques est illustré à la figure 5A, B. Un examen histologique a révélé une augmentation de la fibrose cardiaque et de la proportion de la zone occupée par les cardiomyocytes dans le groupe HFD/STZ, par rapport au groupe ND (Figure 5C).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig02.jpg"> 
Figure 2 : Variation du poids corporel, de la glycémie aléatoire, de l’OGTT et du taux d’insuline sérique pendant l’heure du repas. (A) Changement du poids corporel des souris pendant l’heure du repas. La courbe de poids présentait une tendance ascendante similaire avant 12 semaines, avec une pente plus raide observée dans le groupe. Après la période de 12 semaines, une réduction notable du poids a été observée dans le groupe HFD/STZ, tandis que le groupe ND a maintenu sa trajectoire ascendante de gain de poids. (B) Des niveaux de glucose sanguin aléatoires ont changé pendant l’heure du repas. La glycémie est restée stable dans le groupe ND, tandis qu’elle a continué à augmenter dans le groupe HFD/STZ, avec une augmentation significative après 12 semaines. (C) et (D) Glycémie pendant l’OGTT à 12 semaines et à 24 semaines d’alimentation. (E, F) Taux d’insuline sérique à 12 semaines et 24 semaines pour les groupes ND et HFD/STZ. Après 12 semaines d’expérimentation, le taux d’insuline dans le groupe HFD/STZ a montré une augmentation notable par rapport au groupe ND. Cependant, au bout de 24 semaines, cette tendance s’est inversée, le taux d’insuline dans le groupe HFD/STZ étant significativement inférieur à celui du groupe ND. Les données sont présentées sous forme de moyennes ± d’écarts-types. Les valeurs P ont été calculées par test t non apparié. ** : P &lt; 0,01, *** : P &lt; 0,001, **** : P &lt; 0,0001 ; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig03.jpg"> 
Figure 3 : Échocardiographie représentative en mode M et onde E/A de la valve mitrale à 0, 12 et 24 semaines. Il y avait des différences dans les hauteurs des pics E et A entre les deux groupes, le pic E &gt; le pic A à 0 semaine et le pic E presque égal au pic A à 24 semaines dans le groupe HFD/STZ. L’échographie Doppler couleur en mode M a montré que l’amplitude des pulsations IVS et LVPW était plus faible dans le groupe HFD/STZ à 12 et 24 semaines. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig04.jpg"> 
Figure 4 : Résultats quantitatifs de la structure et de la fonction cardiaques. (A) Fractions d’éjection (FE) ; (B) Vente à découvert de fractions (FS) ; (C) Diamètre interne de l’extrémité diastolique ventriculaire gauche (LVID, d) ; (D) septum interventriculaire en fin de diastole (IVS, d) ; (E) Paroi postérieure diastolique ventriculaire gauche (LVPW, d) ; (F) Rapport E/A. À 12 semaines, le groupe HFD/STZ présentait une dysfonction diastolique, se manifestant par une augmentation du rapport LVID et E/A et une FE normale. À 24 semaines, les fonctions systolique et diastolique ont diminué, montrant un épaississement de l’EF et de l’IVS, des diminutions significatives de l’EF et de l’EF, d’autres augmentations de l’EF et d’autres diminutions du rapport E/A. Les données sont présentées sous forme de moyennes ± d’écarts-types. Les valeurs P ont été calculées par test t non apparié. * : P &lt; 0,05, ** : P &lt; 0,01, *** : P &lt; 0,001, **** : P &lt; 0,0001 ; ND (n = 6) vs HFD/STZ (n = 6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig05.jpg"> 
Figure 5 : Les souris du groupe HFD/STZ entraînent un remodelage cardiaque après 24 semaines. (A) Coloration WGA représentative des tissus cardiaques dans chaque groupe. (B) Coloration représentative de Masson des tissus cardiaques dans chaque groupe. (C, D) Une augmentation significative de la fibrose et de l’hypertrophie cardiaque a été observée dans le groupe HFD/STZ par rapport au groupe ND. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’écart-type. Les valeurs P ont été calculées par test t non apparié. : P &lt; 0,001, **** : P &lt; 0,0001 ; ND (n=6) vs HFD/STZ (n=6). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Modélisation et évaluation d’un modèle murin de cardiomyopathie diabétique

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

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Research

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JoVE Journal

Medicine

Médecine

Décrit est un protocole visant à établir un modèle de cardiomyopathie dilatée (DCM) induite par la doxorubicine chez la souris par injection intrapéritonéale à long terme de doxorubicine.

Un modèle murin induit par la doxorubicine de la cardiomyopathie dilatée in vivo

Le présent protocole décrit l’obtention de la relation pression-volume par la stimulation transœsophagienne, qui constitue un outil précieux pour évaluer la fonction diastolique dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque.

Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque

Ce protocole présente une approche détaillée de la réplication d’un modèle murin d’insuffisance cardiaque induite par l’hyperlipidémie avec fraction d’éjection préservée (ICFEp). La conception combine l’administration du virus adéno-associé 9-troponine cardiaque, du récepteur des lipoprotéines de basse densité T (AAV9-cTnT-LDLR) et du poloxamer-407 (P-407).

Modèle murin d’insuffisance cardiaque induite par l’hyperlipidémie avec fraction d’éjection préservée

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle murin de cardiomyopathie diabétique et un dispositif de fixation d’électroacupuncture chez la souris pour l’utilisation de l’électroacupuncture chez la souris, qui peut fixer les souris plus doucement pendant le traitement.

Fabrication d’un dispositif de fixation d’électroacupuncture chez la souris pour le prétraitement de l’électroacupuncture dans le modèle de souris de cardiomyopathie diabétique

Un modèle de souris standardisée de l'hémorragie sous-arachnoïdienne par intraluminal cercle de Willis perforation est décrit. perforation du navire et méningée saignements sont contrôlés par la surveillance de la pression intracrânienne. En outre différents paramètres vitaux sont enregistrées et contrôlées pour maintenir des conditions physiologiques.

Un modèle murin d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne

Nous décrivons ici la procédure détaillée de l'intestin d'ischémie-reperfusion chez des souris ayant entraîné des lésions reproductibles sans mortalité pour encourager la standardisation de cette technique à travers le champ. Ce modèle de l'intestin lésions d'ischémie-reperfusion peut être utilisée pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de blessures et de régénération.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Cellules souches dérivées d’adipeux (ASCs) sont facilement isolées et récoltées dans la graisse des rats normaux. Feuilles de NCP peuvent être créés à l’aide de la cellule-fiche technique et peuvent être transplantés dans Zucker rats gras diabétiques présentant pleine épaisseur défauts avec OS exposé de l’épiderme et ensuite recouvert d’une double couche de peau artificielle.

Création et la Transplantation d’une feuille adipeux dérivées de cellules souches (ASC) dans un modèle de cicatrisation diabétique

Ce manuscrit décrit un modèle murin ostéolyse substance par l’exposition aux particules CoCrMo, qui constitue un modèle animal idéal pour évaluer les interactions entre particules d’usure et de diverses cellules de descellement aseptique.

Construction et évaluation d’un modèle murin ostéolyse substance par l’exposition aux particules CoCrMo descellement aseptique

Nous présentons ici un protocole pour produire une cardiomyopathie induite par la tachycardie chez les porcs. Ce modèle représente un moyen puissant pour l’étude de l’hémodynamique de l’insuffisance cardiaque chronique progressive et les effets du traitement appliqué.

Cardiomyopathie induite par la tachycardie comme un modèle de l’insuffisance cardiaque chronique chez le porc

On décrit ici une méthode pour générer un modèle de cardiomyopathie induite par la doxorubicine dans adult poisson zèbre (Danio rerio). Deux autres moyens d’injection intrapéritonéale sont présentés et conditions afin de réduire les écarts entre les différents groupes expérimentaux sont discutées.

Un modèle de cardiomyopathie induite par la doxorubicine chez le poisson zèbre adulte

Découvrez une méthode efficace pour induire une cardiomyopathie diabétique chez la souris en combinant un régime riche en graisses et des injections de streptozotocine. Ce modèle permet d'étudier les mécanismes de la maladie.

Modélisation et évaluation d’un modèle murin de cardiomyopathie diabétique

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