Name: Racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-11T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Découvrez un protocole d'induction de racines adventives chez le peuplier par inoculation fongique via le phloème ou l'épiderme. Cette méthode permet d'étudier la biologie racinaire et les réponses physiologiques à la lumière chez les plantes.

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<meta charset="utf8"></head><body>Étude de l’impact des agents pathogènes fongiques sur le chancre de la tige du peuplier et le transport vasculaire

<ol><li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+pathogens+of+canker+disease+trigger+canopy+dieback+in+poplar+saplings+by+inducing+functional+failure+of+the+phloem+and+cambium+and+carbon+starvation+in+the+xylem%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Mol+Plant+Pathol%22%5BJournal%5D)">Fungal pathogens of canker disease trigger canopy dieback in poplar saplings by inducing functional failure of the phloem and cambium and carbon starvation in the xylem.</a> Physiol Mol Plant Pathol. 101523, 112(2020).</li>
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<li>Li, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+canker+pathogens+trigger+carbon+starvation+by+inhibiting+carbon+metabolism+in+poplar+stems%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Fungal canker pathogens trigger carbon starvation by inhibiting carbon metabolism in poplar stems.</a> Sci Rep. 9, 10111(2019).</li>
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<li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparisons+of+photosythetic+response+and+characteristics+in+leaves+of+Populus+alba+var.+pyramidalis+infected+by+the+stem+canker+pathogen+Valsa+sordida+and+Botryosphaeria+dothidea+at+Early+Stage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientia+Silvae+Sinicae%22%5BJournal%5D)">Comparisons of photosythetic response and characteristics in leaves of Populus alba var. pyramidalis infected by the stem canker pathogen Valsa sordida and Botryosphaeria dothidea at Early Stage.</a> Scientia Silvae Sinicae. 57 (09), 121-129 (2021).</li>
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<li>Maillet, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+lipochitooligosaccharide+symbiotic+signals+in+arbuscular+mycorrhiza%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza.</a> Nature. 469, 58-63 (2011).</li>
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<li>Jung, J. K., McCouch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Getting+to+the+roots+of+it%3A+Genetic+and+hormonal+control+of+root+architecture%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Getting to the roots of it: Genetic and hormonal control of root architecture.</a> Front Plant Sci. 4, 186(2013).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Agar-agar</td><td>Solarbio</td><td>A8190&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Fournir une nutrition pour la croissance fongique</td></tr><tr><td>Aluminium</td><td>Biosharp</td><td>BS-QT-027B</td><td>Pour fournir de l’ombre à la zone infectée</td></tr><tr><td>Couteau d’annelage</td><td>Entreprises d’outils MoGong Hardware</td><td></td><td>Ceinturer l’épiderme des tiges/branches de peuplier</td></tr><tr><td>Ruban de greffe</td><td>CAPI</td><td>5cm</td><td>Pour fixer les champignons sur les plantes</td></tr><tr><td>(Extraction de pommes de terre, Dextrose)&nbsp ;</td><td>Solarbio</td><td>Réf. P7360</td><td>Fournir une nutrition pour la croissance fongique</td></tr><tr><td>Film plastique PE</td><td>MiaoJie</td><td>413703</td><td>Pour fixer les champignons sur les plantes</td></tr><tr><td>Pétri</td><td>Bkman biological Co.,Ltd&nbsp ;</td><td>90 millimètres</td><td>Préparez le support PDA</td></tr><tr><td>Incubateur thermostatique</td><td>Shanghai Kuntian Laboratory Instrument Co., Ltd</td><td>KTD-6000</td><td>Fournir un environnement propice à la croissance fongique</td></tr></tbody></table>

racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière

Poplar Adventitious Roots Induced by Stem Canker Pathogens: An Experimental System for Studying Roots Biology and Light Response-Related Processes

La figure 1 illustre le flux de travail des agents pathogènes du chancre de la tige induisant des racines adventives par inoculation par annelage. Les expériences menées ici ont montré que les agents pathogènes du chancre de la tige, V. sordida, B. dothidea, et leurs isolats (provenant de différents hôtes, régions ou pathogénicités) peuvent induire la formation de RA chez les espèces de peupliers. Dans ce protocole, nous avons utilisé les isolats CZC, CFCC86775 et SD50 et SD81 de V . sordidida , ainsi que les isolats SD50 et SD81 de B. dothidea pour produire des AR chez P. alba var. pyramidalis. V sodida Le CZC est un agent pathogène typique utilisé, et il a été déposé au Centre général de collecte de cultures microbiologiques de Chine (CGMCC 40575) ; Isolat de V. sordida CFCC86775 a été acheté au Centre de collecte de cultures forestières de Chine, tandis que deux isolats SD ont été prélevés sur des peupliers de la maladie du chancre dans la province du Shandong et déposés dans notre laboratoire. Comme le montre la figure 2, des callosités se sont formées sur la région d’annelage (figure 2A, panneau 1), et quelques AR se sont formés lors du traitement de dorure et d’élimination du cambium (figure 2A, panneau 2), tandis que des racines fibreuses rouges et abondantes ont été produites après le traitement d’inoculation du phloème (figure 2A, panneaux 3-6). Nous avons également observé que les AR étaient induits chez différentes espèces ou clones de peupliers, tels que P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa clone 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', ou d’autres peupliers hybrides). Cependant, dans ce protocole, les AR ne sont produits que sur les tiges de P. alba var. pyramidalis, âgé de 1 an. Enfin, comme le montre la figure 2 panneau 7, les structures d’AR ont également été induites dans les troncs de P. alba var. pyramidalis , âgé de 6 ans, après l’inoculation du phloème par l’agent pathogène V. sordida. Le diamètre du tronc du peuplier est d’environ 6 à 7 cm et la longueur des racines fibreuses les plus longues était supérieure à 7,0 cm.
Comme le montre la figure 2, les segments rouges ont été produits dans les RA de peuplier d’ombrage après avoir été exposés à la lumière du soleil, à partir de RA blancs laiteux ou rouge clair produits sur les peupliers enveloppés de papier d’aluminium (figure 2B, panneau 1) aux RA rouges 3 jours plus tard (figure 2B, panneau 4). De plus, nous avons également remarqué que les pigments rouges étaient produits dans une courte période après l’exposition à la lumière, et l’analyse de l’expression génique a montré que la biosynthèse des pigments (principalement la cyanidine-3-O-glucoside) était directement transformée à partir de leurs substrats d’anthocyanidine, et non la biosynthèse du début de la voie métabolique du phénylpropane6.
Dans ce protocole, les deux méthodes d’annelage (annelage du phloème et de l’épiderme) peuvent induire la formation de RA sur les tiges de peuplier après l’inoculation de l’agent pathogène. Moins de brise-vent s’est produit et moins d’influence sur la physiologie (comme le transport de l’eau et des glucides) chez les peupliers inoculés en endocycle d’épiderme ; cependant, il semble que la production d’AR soit un peu rapide et efficace dans l’annelage du phloème. Par conséquent, la méthode d’inoculation par annelage du phloème est recommandée dans la recherche sur les AR du peuplier.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67304/67304fig01.jpg"> 
Figure 1 : Le flux de travail schématique de la formation de racines adventives (RA) induite par l’agent pathogène du chancre de la tige par des méthodes d’inoculation par annelage chez les peupliers. Tout d’abord, l’agent pathogène du chancre de la tige (cultivé à 28 °C dans l’obscurité pendant 7 à 10 jours) a été coupé en bandes de mycélium (1,2 cm de largeur). Les jeunes plants de peuplier d’un an ou les branches d’un an ont été annelés sur les tiges (à ~30 cm au-dessus du sol ou de la base des branches, indiquée par les flèches bleues) par deux méthodes : l’annelage du phloème (annelage et élimination des anneaux annelés qui comprennent l’épiderme, le phloème et les tissus partiels du cambium sur les tiges) ou l’annelage de l’épiderme (annelage et élimination des anneaux annelés qui n’incluent que l’épiderme des tiges). La largeur du phloème ceinturé ou des anneaux de phloème est de 1,0 cm. Ensuite, les régions annelées ont été entièrement recouvertes de sangles de mycélium et enveloppées immédiatement de ruban adhésif en plastique PE ; Les côtés en mycélium de la sangle faisaient face à la région annelée. Pour la recherche sur la biologie des racines, comme la rhizogénèse et le développement des racines, les jeunes arbres et les branches de peuplier inoculés ont été cultivés pendant 14 à 30 jours dans le cadre d’une gestion régulière (voie I, mise en évidence par des flèches jaunes). Pour la recherche sur la biosynthèse des segments, la photomorphogenèse ou la régulation de l’expression des gènes liés à la lumière, un emballage supplémentaire en papier d’aluminium a été adopté, puis les jeunes arbres/branches inoculés ont été cultivés ~20 jours pour produire les AR. Lorsque les RA ont été produits, la feuille d’aluminium a été retirée des tiges et des branches, et les RA de peuplier ont été exposés à la lumière du soleil ou à d’autres conditions de lumière (dont le spectre lumineux, l’intensité, la période ou leurs combinaisons variaient) (Voie II, mise en évidence par des flèches rouges). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67304/67304fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67304/67304fig02.jpg"> 
Figure 2 : Les agents pathogènes du chancre de la tige ont induit la formation de racines adventives (RA) et la biosynthèse des segments dans les conditions légères des AR chez le peuplier. (A) Différents agents pathogènes du chancre de la tige induisent la formation de RA dans les tiges de peuplier. A1 : contrôle de l’annelage ; A2 : annelage et enlèvement du cambium (GR) ; R3-6 : Différents agents pathogènes du chancre de la tige (V. sordida et B. dothidea) induisent la formation de RA chez les jeunes arbres de P. alba var. pyramidalis âgés de 1 an ; A7 : AR produits sur la branche de P. alba var. pyramidalis, âgé de 6 ans. (B) L’exposition à la lumière induit la biosynthèse des segments sur les AR de peuplier. Les catégories B1 à B4 représentent les RA du peuplier exposés dans des conditions de lumière 0, 1, 2 et 3 jours après l’exposition. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67304/67304fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière

Valsa sordida and Botryosphaeria dothidea are two crucial necrotrophic fungal pathogens that damage many plant hosts, particularly species in the genus ...

L’objectif de ce protocole de recherche est de décrire une méthode permettant de produire des racines adventives par annelage et inoculation d’agents pathogènes fongiques au niveau des tiges des branches des peupliers. Nous proposons cette méthode comme un système expérimental idéal pour l’étude de la biologie des racines et des processus de réponse à la lumière dans les interactions peuplier-pathogène.Bien que la stimulation de la croissance de micro-organismes bénéfiques sur les racines tels que les rhizobactéries favorisant la croissance des plantes, les bactéries ecto-endophytes ou les champignons mycorhiziens vasculaires, ou les champignons ectomycorhiziens ait été signalée chez de nombreuses espèces végétales, l’induction de la croissance adventice par des agents pathogènes n’a pas été documentée. Ce protocole présente un phénomène normal de développement racinaire chez le peuplier.Le développement et le comportement des racines de peuplier ont été étudiés dans divers environnements et en interaction avec des micro-organismes bénéfiques. Cependant, nos recherches introduisent un nouveau domaine de la biologie de la croissance des plantes, l’induction de racines adventives chez le peuplier par des agents pathogènes fongiques de la tige. Nous pensons que cette découverte fera progresser non seulement l’étude de la biologie de la croissance, mais aussi la compréhension des interactions plantes-pathogènes.Ce protocole de recherche a montré que les agents pathogènes de la tige induisaient des racines adventives chez les peupliers. Nous pouvons accepter que les agents pathogènes peuvent également modifier les modèles d’expression génique dans les racines adventives aux niveaux transcriptionnel, post-transcriptionnel et de modification épigénétique. Par conséquent, les méthodes proposées dans ce protocole ont ouvert la voie à des recherches sur les racines adventives du peuplier.À l’avenir, nous nous concentrerons sur les mécanismes physiologiques et moléculaires des agents pathogènes du chancre qui induisent la formation de racines adventives chez le peuplier. Nous étudierons également le mécanisme de résistance et la modification épigénétique des racines adventives du peuplier après l’inoculation d’agents pathogènes et tenterons de découvrir l’application de ce phénomène par le boisement.[Narrateur] Pour préparer une gélose au dextrose de pomme de terre ou un milieu PDA, dissolvez six grammes d’extrait de pomme de terre, 20 grammes de dextrose et 20 grammes de gélose dans un litre d’eau. Stérilisez le milieu à 121,1 degrés Celsius pendant 30 minutes. Versez le milieu dans des boîtes de Pétri, chacune contenant 20 millilitres de milieu PDA. Inoculez le cube de mycélium fongique activé de Valsa sordida ou Botryosphaeria dothidea au centre de la boîte de Pétri. Incuber le plat dans l’obscurité à 28 degrés Celsius pendant sept à 10 jours. Après l’incubation, coupez le milieu PDA avec du mycélium fongique en bandes. Ensuite, sélectionnez un jeune peuplier en croissance vigoureuse d’un à deux ans et choisissez une tige mature du jeune arbre. Stérilisez la région d’inoculation avec de l’éthanol à 75 %. Ceinturez soigneusement l’épiderme et le phloème de la tige de peuplier stérilisée. Retirez les anneaux de phloème annelés, y compris le cambium partiel, pour exposer les tissus internes du cambium ou du xylème. Couvrez complètement la région d’annelage avec des sangles de mycélium fongique comme traitement d’inoculation de l’annelage du phloème. Enveloppez la tige inoculée avec quatre couches de ruban adhésif extensible et transparent pour retenir l’humidité. À l’aide d’un couteau stérilisé, grattez et endommagez le tissu interne du cambium de la zone exposée. Ensuite, inoculez la sangle PDA sur la région d’annelage dans le cadre du traitement d’élimination du cambium. Ensuite, inoculez les régions d’annelage directement avec des sangles de milieu PDA non cultivées comme contrôle d’annelage. Enveloppez la tige inoculée avec quatre couches de ruban adhésif extensible et transparent pour retenir l’humidité. Attachez la tige inoculée avec un bâton pour la protéger du brise-vent. Après 14 à 30 jours d’inoculation, observer et consigner la formation des racines adventives du peuplier. Ceinturez soigneusement l’épiderme de la tige de peuplier pour exposer le tissu vert du phloème. Ensuite, grattez verticalement le tissu du phloème et exposez la structure interne du phloème. Inoculer la région de l’épiderme annelé avec du mycélium fongique et une sangle PDA comme démontré précédemment. Enveloppez les tiges inoculées avec quatre couches de ruban de greffe extensible et transparent. Après 14 à 30 jours d’inoculation, observer et consigner la formation des racines adventives du peuplier ou des racines adventives. Les agents pathogènes du chancre de la tige V. sordida et B. dothidea ont induit la formation de racines adventives chez les tiges de Populus alba var. pyramidalis après l’inoculation de l’annelage du phloème. Des racines adventives ont également été induites sur les troncs de P. alba var. pyramidalis, âgé de 6 ans, par l’agent pathogène V. sordida après l’annelage du phloème, avec des longueurs de racines dépassant 7,0 centimètres. Après avoir induit des racines adventives dans le peuplier à l’aide de la méthode d’inoculation par annelage du phloème ou de l’épiderme, enveloppez la région inoculée par l’agent pathogène avec une feuille d’aluminium pour le traitement d’ombrage. Attachez la tige avec un bâton pour la protéger du brise-vent. Après 20 jours, retirez le papier d’aluminium des tiges. Observez et photographiez les racines adventives du peuplier ombragées et non ombragées. Cultivez les racines adventives du peuplier ombragées au soleil ou sous des sources de lumière artificielle. Après un à cinq jours d’exposition à la lumière, retirez les bandes de greffe et récoltez les racines adventives du peuplier. Enveloppez les racines adventives avec du papier d’aluminium. Faites tremper les échantillons de racines adventives dans de l’azote liquide et stockez-les à moins 80 degrés Celsius. L’exposition à la lumière a transformé des racines adventives blanches ou rouge clair en racines adventives rouges sur P. alba var. pyramidalis en trois jours, avec une biosynthèse des pigments liée à la formation de cyanidine 3-O-glucoside.

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Cet article fournit un protocole pour la culture de jeunes plants d'Arabidopsis dans le RootChip, une plate-forme d'imagerie qui combine microfluidique de contrôle automatisé des conditions de croissance avec un suivi racine microscopique et FRET basée sur la mesure de niveaux intracellulaires de métabolites.

Time-lapse d&#39;imagerie par fluorescence de la croissance racinaire d&#39;Arabidopsis avec la manipulation rapide de l&#39;environnement root en utilisant le RootChip

Le système inductible de racines latérales (LRIS) permet l’induction synchrone des racines latérales et est présenté pour Arabidopsis thaliana et le maïs.

Lateral système inductible Racine dans<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Et de maïs

Ce protocole présente une méthode de préparation d’échantillons de plantes pour la microscopie à feuillet de lumière. La configuration se caractérise par le montage vertical de la plante sur la surface d’un gel et sa croissance dans des conditions lumineuses contrôlées. Cela permet d’observer à long terme le développement des organes végétaux dans des conditions standardisées.

Fiche Fluorescence Microscopy Lumière de racines de plante qui pousse sur la surface d&#39;un gel

Ce protocole présente un résumé détaillé des stratégies pour inoculer les racines des plantes avec des microbes transmis par le sol. Exemple pour les champignons Verticillium longisporum et Verticillium dahliae, trois systèmes d’infection racinaire différents sont décrits. Les applications potentielles et les analyses en aval possibles sont mises en évidence, et les avantages ou les inconvénients sont discutés pour chaque système.

Stratégies d’inoculation pour infecter les racines des plantes avec des micro-organismes transmis par le sol

Nous utilisons des outils de laboratoire simples pour examiner l’architecture du système racinaire (RSA) d’Arabidopsis et de Medicago. Les plantules sont cultivées en hydroponie sur des mailles et étalées à l’aide d’un pinceau d’art pour révéler le RSA. Les images sont prises à l’aide d’un balayage ou d’une caméra haute résolution, puis analysées avec ImageJ pour cartographier les traits.

Un protocole simple pour cartographier les caractéristiques de l’architecture du système racinaire végétal

Nous fournissons un protocole étape par étape pour évaluer la résistance du peuplier aux agents pathogènes du chancre de la tige à l’aide d’une méthode d’inoculation in vivo des feuilles. Cette méthode est particulièrement adaptée à l’évaluation à grande échelle de la résistance à la maladie du chancre de Cytospora chrysosperma et de Botryosphaeria dothidea chez la descendance de la sélection de peupliers en Chine.

Inoculation foliaire in vivo : une méthode alternative pour évaluer la résistance aux maladies des clones hybrides dans la sélection du peuplier de la maladie du chancre de la tige

Inductible Stemgent Dox souris Lentivirus TF Set peut reprogrammer des fibroblastes embryonnaires de souris (MEF) pour souches pluripotentes induites (iPS). Ici nous démontrons le protocole de DOX-expression inductible de facteurs de transcription de souris reprogrammation Oct4, Sox2, Klf4 et c-Myc pour générer des colonies iPS qui expriment des marqueurs communs MES pluripotence.

Génération de cellules souches pluripotentes induites par la reprogrammation des fibroblastes embryonnaires de souris avec un facteur de transcription Quatre, doxycycline inductible système de transduction lentiviraux

Combinatoires 5 protéines fluorescentes de marquage des cellules souches et progénitrices hématopoïétiques permet in vivo suivi clonale par confocale et microscopie à deux photons, apportant des éclairages sur la moelle osseuse hématopoïétique architecture lors de la régénération. Cette méthode permet de cartographier de sort non-invasif des cellules HSPCs dérivés spectrale codés dans des tissus intacts pour de longues périodes de temps après la transplantation.

In vivo suivi clonale de cellules souches hématopoïétiques et progénitrices Marqué par cinq protéines fluorescentes confocale et multiphotonique Microscopie

La nature des interactions entre les cellules souches hématopoïétiques et progénitrices (HSPCs) et les niches de la moelle osseuse est mal comprise. Mesure des modifications de matériel et un protocole d'acquisition en plusieurs étapes permettent l'utilisation de deux photons et la microscopie confocale à l'image ex vivo des HSPCs marqués hébergés dans les zones de la moelle osseuse, les interactions de suivi et mouvement.

In Vivo suivi 4-Dimensional de hématopoïétiques cellules souches et progénitrices adultes dans la voûte du crâne de souris de moelle osseuse

La cellulose cristalline est un constituant important de la paroi cellulaire végétale. Cependant, sa quantification à une résolution cellulaire est techniquement difficile.  Ici, nous rapportons l’utilisation de la technologie de la lumière polarisée et des sections efficaces des racines pour obtenir des informations sur la composition de la paroi cellulaire à une résolution spatio-temporelle.

Résolution Quantification haut de Crystalline Cellulose Accumulation dans<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Roots pour surveiller cellulaire spécifique d&#39;un tissu mural Modifications

Découvrez un protocole d'induction de racines adventives chez le peuplier par inoculation fongique via le phloème ou l'épiderme. Cette méthode permet d'étudier la biologie racinaire et les réponses physiologiques à la lumière chez les plantes.

Racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière (Vidéo) | JoVE Journal

Racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière

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