Name: Etablissement d’un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-01T14:40:00.000+00:00
Duration: 5 min 21 s
Description: Apprenez à établir un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse par excision des glandes lacrymales extraorbitaire et infraorbitaire. Cette méthode simplifiée reproduit fidèlement les syndromes sévères comme le syndrome de Sjögren.

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Cette étude a été financée en partie par les Projets scientifiques et technologiques de la province du Guizhou (QKHJC-ZK[2024]ZD043), le Fonds scientifique provincial du Fujian pour les jeunes chercheurs distingués (2023J06053 [à S.O]), la Fondation des sciences naturelles de Chine (n° 82101084 [à S.O.] et le Conseil des bourses d’études de Chine (CSC, 202306310049 [à Y.W.]).

Des souris femelles C57BL/6 (C57), âgées de 7 à 8 semaines, ont été utilisées dans cette étude. Toutes les procédures ont respecté les directives de l’ARVO pour l’utilisation d’animaux dans la recherche ophtalmique et visuelle et ont été approuvées par le Comité d’éthique animale de l’Université de médecine du Guizhou (approbation n° 2305193). Aucune lésion de la surface oculaire n’a été observée lors d’un examen à la lampe à fente.
1. Étapes préopératoires
<ol>
	<li>Stérilisez les instruments à l’aide d’un stérilisateur rapide : porte-aiguilles, une aiguille de suture 5-0 avec fil, ciseaux chirurgicaux ophtalmiques et pinces.</li>
	<li>Anesthésier la souris avec 1,25 % d’Avertin par injection intrapéritonéale à une dose de 0,3 mL/100 g.</li>
	<li>Une fois l’anesthésie terminée, placez la souris en position de décubitus latéral et retirez les poils de la zone chirurgicale. Administrer le méloxicam 20 mg/kg par voie intrapéritonéale 30 min avant l’opération, avec des doses ultérieures toutes les 8 h après l’opération.</li>
	<li>Désinfectez le champ opératoire avec trois applications alternées d’iodophore et d’alcool.</li>
	<li>Mise en place du modèle de la sécheresse oculaire
	<ol>
		<li>Placez la souris en position de décubitus latéral. Exposez la zone chirurgicale sous un microscope opératoire.</li>
		<li>Confirmez la profondeur de l’anesthésie par un pincement des orteils avant de faire l’incision. Clampez la peau du côté droit du visage de la souris à l'aide d'une pince dentée et faites une incision au milieu de la ligne coupant le pavillon externe et la ligne mandibulaire jusqu'au coin interne de l'œil. Exposer le tissu musculaire ; retirez soigneusement l’ELG situé sur le muscle.</li>
		<li>Étendez l’incision cutanée jusqu’au coin interne de l’œil, séparez brusquement le muscle et localisez la glande rouge clair sous le muscle. Décollez et retirez l’ILG.</li>
		<li>Suturez l’incision à l’aide d’une suture en nylon 5-0 pré-stérilisée avec une aiguille attachée à l’aide d’un porte-aiguille, de ciseaux chirurgicaux ophtalmiques et de pinces.</li>
		<li>Appliquez la pommade à l’ofloxacine à la fin de l’opération pour prévenir l’infection.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Après avoir retiré l’ELG et l’ILG unilatérales, placez les souris dans un environnement avec un cycle rythmé lumière-obscurité de 12:12 h avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Cela crée un modèle unilatéral de sécheresse oculaire, tandis que l’œil controlatéral avec des glandes lacrymales internes et externes sert de groupe témoin normal.</li>
</ol>
2. Mesure de la production de larmes
<ol>
	<li>Anesthésier la souris avec 1,25 % d’Avertin par voie intrapéritonéale à une dose de 0,3 mL/100 g.</li>
	<li>Effectuez la mesure de la sécrétion lacrymale à l’aide de fils rouges de phénol bien emballés et stérilisés commercialement sous anesthésie générale.</li>
	<li>Tirez doucement vers le bas la paupière inférieure à mesurer. Positionnez le haut du fil rouge de phénol dans les tiers intérieur et extérieur de la paupière inférieure, en lançant rapidement la minuterie.</li>
	<li>Effectuez le test sur un œil à la fois pendant une durée de 15 s.</li>
	<li>Après le temps imparti, rétractez soigneusement la paupière inférieure et retirez le fil rouge de phénol vers le bas avec précaution.</li>
	<li>Utilisez l’échelle fournie sur le sac extérieur du fil rouge phénol pour mesurer du haut du fil à l’intégralité de la partie rouge.</li>
	<li>Utilisez un chronomètre électronique pour enregistrer avec précision la durée du test.</li>
</ol>
3. Préparation des tranches de tissu congelées
<ol>
	<li>Effectuer une luxation cervicale rapide sur les souris après asphyxie au CO2.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux et des pinces pour extraire soigneusement les globes oculaires.</li>
	<li>Incorporez les globes oculaires dans un composé à température de coupe optimale et utilisez un microtome congelé pour obtenir des tranches de tissu congelées de 5 à 7 μm d’épaisseur28.</li>
	<li>Conservez toutes les lames dans une boîte à échantillons à température ambiante pendant environ 30 min. Ensuite, transférez-les dans un congélateur à ultra-basse température à -80 °C.</li>
</ol>
4. Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E)
<ol>
	<li>Retirez les tranches de mouchoirs congelées du congélateur à ultra-basse température, posez-les à plat dans une boîte à mouchoirs et séchez-les dans une hotte.</li>
	<li>Lavez les tranches avec 1x PBS, couvrez pendant 5 min, puis retirez le PBS. Recouvrez l’échantillon de paraformaldéhyde à 4 %, en veillant à ce que le couvercle soit fermé pour éviter l’évaporation. Après 15 min à température ambiante, rincez les échantillons pendant 3 x 5 min dans 1x PBS.</li>
	<li>Placez l’échantillon dans une grille et plongez-le dans un colorant à 0,5 % d’hématoxyline pendant 5 min.</li>
	<li>Rincez l’échantillon à l’eau du robinet pendant 5 minutes pour éliminer tout excès de colorant. Ensuite, immergez-le dans de l’alcool d’acide chlorhydrique à 0,1 % pendant 1 à 2 s pour faciliter la différenciation.</li>
	<li>Placez le porte-échantillon dans l’eau du robinet pendant 15 minutes pour éliminer les taches non spécifiques.</li>
	<li>Égouttez l’excès d’eau et plongez l’échantillon dans une solution de coloration à l’éosine à 0,05 % pendant 3 min.</li>
	<li>Lavez l’échantillon à l’eau du robinet et immergez-le séquentiellement dans 75 %, 80 %, 95 % et deux tours d’alcool à 100 % pendant 2 minutes chacun.</li>
	<li>Immergez le porte-échantillon dans deux rondelles de xylène pendant 2 minutes chacune.</li>
	<li>Placez le support dans une hotte pour sécher et montez l’échantillon avec un fluide de montage, en évitant les dommages et les bulles.</li>
	<li>Conservez les échantillons colorés dans une boîte à température ambiante et photographiez-les à l’aide d’un système de biomicrographie.</li>
</ol>
5. Coloration par immunofluorescence
<ol>
	<li>Sortez l’échantillon du congélateur, posez-le à plat dans la boîte et séchez-le dans la hotte.</li>
	<li>Lavez l’échantillon avec 1x PBS, couvrez pendant 5 min et aspirez l’excès de liquide. Recouvrez l’échantillon de paraformaldéhyde à 4 %, ajoutez de l’eau dans la boîte humide immunohistochimique et fermez le couvercle pour éviter l’évaporation. Laissez-le reposer à température ambiante pendant 15 min ; ensuite, rincez l’échantillon 3 x 5 min dans 1x PBS. 
	REMARQUE : Manipulez l’échantillon avec précaution pendant ce processus.</li>
	<li>Retirez l’excès de PBS de la surface de l’échantillon et essuyez doucement le liquide résiduel autour de la section du tissu avec du papier filtre. Couvrir la surface de l’échantillon avec une solution de perméabilisation cellulaire (0,2 % de Triton X-100) et incuber à température ambiante pendant 20 minutes pour perméabiliser la membrane.</li>
	<li>Retirer la solution de perméabilisation et rincer l’échantillon 3 x 5 min avec 1x PBS.</li>
	<li>Versez le PBS de la surface de l’échantillon et essuyez doucement le liquide résiduel autour de la section du tissu avec du papier filtre. Recouvrez l’échantillon d’une solution de blocage préchauffée (2 % BSA). Fermez le couvercle pour éviter l’évaporation et incubez à température ambiante pendant 1 h.</li>
	<li>Au cours du processus de blocage, sélectionner l’anticorps approprié en fonction des besoins expérimentaux, préparer l’anticorps primaire avec un diluant d’anticorps immunofluorescent (1 % BSA) selon le rapport recommandé, et centrifuger l’anticorps primaire préparé dans une centrifugeuse à 4 °C à 2 000 × g, 10 min 
	REMARQUE : Tous les éléments ci-dessus sont utilisés sur de la glace ou à basse température. Il est recommandé d’utiliser environ 120 μL d’anticorps primaires par échantillon.</li>
	<li>Jetez ou versez l’anticorps primaire. Laver l’échantillon 3 x 10 min avec 1x tampon PBS. Après avoir versé le PBS, rincez l’échantillon avec du PBS frais 1x. Assurez-vous que le PBS recouvre la lame lors du premier rinçage.</li>
	<li>Pendant que l’anticorps primaire est rincé, sélectionnez l’anticorps secondaire approprié en fonction de sa catégorie. Diluez-le avec 1 % de diluant BSA dans un rapport de 1:300. Faire tourner l’anticorps préparé dans une centrifugeuse à 4 °C, 2 000 × g pendant 10 min. Effectuez l’ensemble du processus sur de la glace ou à basse température dans l’obscurité.</li>
	<li>Rincez la lame avec du PBS, essuyez doucement le liquide autour de l’échantillon avec du papier filtre, utilisez une pompe d’aspiration pour absorber tout liquide restant et ajoutez rapidement l’anticorps secondaire préparé à l’échantillon. Couvrez-le et incubez à température ambiante pendant 1 h. Assurez-vous que tous les processus sont menés dans l’obscurité.</li>
	<li>Jetez l’anticorps secondaire, rincez avec 1 tampon PBS et lavez 3 x 10 min. Assurez-vous que le PBS recouvre complètement la lame. Manipulez l’échantillon avec précaution pour éviter de le rincer.</li>
	<li>Videz le 1x PBS, essuyez l’excès de liquide avec du papier filtre, utilisez une pompe d’aspiration pour éliminer tout liquide restant et montez l’échantillon avec un support de montage contenant du DAPI. Placez le couvercle sur la plaque coulissante et rangez-le dans un congélateur à 4° C, à l’abri de la lumière avec du papier d’aluminium. Veillez à ne pas endommager l’échantillon et à ne pas créer de bulles d’air.</li>
	<li>Photographiez l’échantillon coloré à l’aide d’un microscope confocal laser ou d’un microscope à fluorescence vertical. Assurez-vous que l’imagerie est effectuée dans la semaine pour éviter l’extinction de la fluorescence.</li>
</ol>
6. Extraction de l’ARNm cornéen
<ol>
	<li>Effectuer une luxation cervicale rapide sur les souris après asphyxie au CO2. Ensuite, utilisez des ciseaux et des pinces pour extraire soigneusement les globes oculaires, lavez-les 3x dans 1x PBS et placez le globe oculaire dans une boîte de Pétri contenant 1x PBS.</li>
	<li>Sous le microscope, utilisez des ciseaux et des pinces pour couper le globe oculaire du pôle postérieur du globe oculaire afin de séparer le cristallin. Nettoyez l’excès de sclérotique et d’iris, mais laissez la sclérotique blanche de 0,5 mm et toute la cornée. Extrayez l’ARNm des globes oculaires de souris à l’aide d’un kit d’extraction d’ARN selon les instructions.</li>
</ol>
7. PCR de transcription inverse
<ol>
	<li>Avant d’effectuer la transcription inverse, déterminez la concentration d’ARN à l’aide d’un spectrophotomètre UV.</li>
	<li>Prenez 1 mg d’ARN en fonction de la concentration d’ARN mesurée. Effectuez la réaction de transcription inverse à l’aide d’un kit de transcription inverse.</li>
	<li>Après avoir ajouté les composants de la réaction, ajoutez le mélange dans un tube à centrifuger de 200 μL, mélangez en secouant doucement, centrifugez à basse vitesse pour éviter les bulles d’air et placez-le immédiatement dans un thermocycleur normal pour la réaction.</li>
	<li>Analysez l’ADNc du processus de transcription inverse directement par PCR en temps réel ou stockez-le dans un congélateur à -20 °C.</li>
</ol>
8. Réactions PCR quantitatives en temps réel (qRT-PCR)
<ol>
	<li>Mettre en place un système réactionnel de 10 μL selon les instructions fournies avec le kit de PCR en temps réel 29 : 3,6 μL d’eau traitée au DEPC, amorce de détection 0,2 μM, amorce anti-sens 0,2 μM, 1 μL d’ADNc, 5 μL de mélange. Voir le tableau 1 pour plus de détails sur les amorces.</li>
	<li>En fonction du regroupement des expériences, ajoutez le système réactionnel à une plaque de 96 puits ou à un tube à huit bandelettes dédié à la qRT-PCR. Une fois le système qRT-PCR configuré, assurez-vous que le mélange est bien mélangé et utilisez une centrifugeuse de table pour une brève centrifugation afin d’évacuer le liquide de la paroi du tube. Vérifiez toujours que le tube ne contient pas de bulles d’air avant la qRT-PCR.</li>
	<li>Effectuez la réaction en trois exemplaires et calculez le Ct moyen (seuil de cycle).</li>
</ol>

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<li>Zhu, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+synergistic+therapy+with+antioxidant+and+anti-vegf%3A+Toward+its+safe+and+effective+elimination+for+corneal+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Healthc+Mater%22%5BJournal%5D)">A synergistic therapy with antioxidant and anti-vegf: Toward its safe and effective elimination for corneal neovascularization.</a> Adv Healthc Mater. 13 (5), 10(2024).</li>
<li>Mao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Downregulation+of+p38+mapk+signaling+pathway+ameliorates+tissue-engineered+corneal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Downregulation of p38 mapk signaling pathway ameliorates tissue-engineered corneal epithelium.</a> Tissue Eng Part A. 28 (23-24), 977-989 (2022).</li>
<li>Mcnamara, N. A., Gallup, M., Porco, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+pax6+as+a+biomarker+to+detect+early+loss+of+ocular+phenotype+in+human+patients+with+sjogren%27s+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Establishing pax6 as a biomarker to detect early loss of ocular phenotype in human patients with sjogren's syndrome.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (11), 7079-7084 (2014).</li>
<li>Thacker, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Benzalkonium+chloride-induced+dry+eye+disease+animal+models%3A+Current+understanding+and+potential+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Benzalkonium chloride-induced dry eye disease animal models: Current understanding and potential for translational research.</a> Indian J Ophthalmol. 71 (4), 1256-1262 (2023).</li>
<li>Singh, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+a+model+for+aqueous+deficient+dry+eye+secondary+to+periglandular+cicatrizing+conjunctivitis%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Developing a model for aqueous deficient dry eye secondary to periglandular cicatrizing conjunctivitis.</a> Exp Eye Res. 244, 109949(2024).</li>
<li>Singh, S., Sharma, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+models+of+dry+eye+disease%3A+Current+understanding+and+unmet+needs+for+translational+research%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Rabbit models of dry eye disease: Current understanding and unmet needs for translational research.</a> Exp Eye Res. 206, 108538(2021).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Nous avons réussi à établir un modèle murin de sécheresse oculaire par insuffisance aqueuse en excisant chirurgicalement l’ELG et l’ILG, dans le but d’étudier les changements de la surface oculaire dans des conditions de sécheresse oculaire par carence aqueuse. Nous avons méticuleusement documenté les altérations morphologiques et physiologiques observées dans ce modèle murin de sécheresse oculaire résultant de la double exérèse de l’ELG et de l’ILG. Deux semaines après la modélisation, nous avons observé et échantillonn...

La sécheresse oculaire est devenue la maladie de la surface oculaire la plus courante dans le monde, avec environ 5 % à 50 % de la population souffrant de la maladie1. La sécheresse oculaire et l’inconfort causés par la sécheresse oculaire, s’ils persistent, peuvent entraîner des troubles visuels et des films lacrymaux instables, entraînant en outre des lésions de la surface oculaire2. Certains patients souffrant de sécheresse oculaire peuvent même souffrir de douleurs chroniques2.
Selon le consensus TFOS DEWS II de 2017 sur la sécheresse oculaire, la sécheresse oculaire est une affection complexe qui implique de multiples facteurs et qui se caractérise par la perturbation de l’équilibre naturel du film lacrymal. Cette affection s'accompagne d'une gamme de symptômes oculaires, d'une instabilité du film lacrymal, d'une osmolarité accrue des larmes, d'une inflammation et de lésions de la surface oculaire et d'une douleur neuropathique, qui sont cruciales pour comprendre la progression de la maladie3. Dans cette boucle de rétroaction, la sécheresse oculaire peut endommager les cellules épithéliales cornéennes, diminuer l’épaisseur stromale cornéenne et la densité des cellules endothéliales, déclencher l’activation et l’agrégation des cellules immunitaires à la surface de la cornée, réduire la sécrétion de mucine par les cellules caliciformes et provoquer un dysfonctionnement immunitaire dans la glande lacrymale, exacerbant davantage la maladie4,5,6,7,8,9,10. Le consensus délimite trois formes principales de syndrome de l’œil sec : l’insuffisance aqueuse, la sécheresse oculaire par évaporation et une combinaison des deux, connue sous le nom de sécheresse oculaire mixte3. La sécheresse oculaire est associée à des modifications structurelles et fonctionnelles des glandes lacrymales11. Ces altérations comprennent l’atrophie acineuse, l’occlusion canalaire qui bloque l’écoulement des larmes, l’infiltration lymphocytaire indiquant une réponse immunitaire et une réduction de la sécrétion de protéines essentielles au maintien de la santé et de la stabilité du film lacrymal12,13.
La glande lacrymale est une glande exocrine tubulaire responsable de la production de composants aqueux dans le film lacrymal13,14, y compris l’eau, les électrolytes et les protéines, et contribue au maintien de la stabilité du microenvironnement de surface oculaire15,16. La santé et la clarté visuelle de l’œil dépendent de la présence du film lacrymal, qui forme une couche optique critique à la surface de la cornée, assurant une lubrification en douceur de la cornée et de la conjonctive17. Le film lacrymal favorise l’activité métabolique des cellules de la surface oculaire et agit comme un nettoyant, éliminant efficacement les impuretés et les irritants potentiels de la surface de l’œil, maintenant ainsi l’équilibre physiologique et le confort de l’œil18,19.
Chez les rongeurs, tels que les rats et les souris, les glandes lacrymales sont constituées de deux lobes : les lobes orbitaires interne et externe. Le lobe orbitaire externe est situé sous l’oreille et sa partie fonctionnelle est reliée à l’œil par un conduit étendu. Ce canal s’engage avec le lobe de la glande lacrymale dans l’orbite avant d’atteindre l’œil et est impliqué dans la production de larmes20. Le lobe orbitaire interne, également connu sous le nom de glande lacrymale intraorbitaire, est situé sous la conjonctive bulbaire du canthus externe. L’ILG est plus petit que l’ELG. Une altération de la fonction de la glande lacrymale peut entraîner une carence aqueuse ou une sécheresse oculaire qui, si elle n’est pas traitée, peut évoluer vers des ulcères cornéens et une perte de vision21.
Les modèles animaux de sécheresse oculaire par carence aqueuse peuvent être classés en trois méthodes d’intervention : les modèles d’induction chirurgicale, les modèles induits par les médicaments et les modèles transgéniques. Le modèle d’induction chirurgicale implique l’ablation de l’ELG. Cependant, ce modèle n’est pas stable en raison de la présence d’ILG22. L’injection systémique de scopolamine, un antagoniste des récepteurs cholinergiques, est fréquente dans le modèle induit par le médicament23. Les applications topiques de l’atropine24 et du chlorure de benzalkonium25 peuvent également réduire la sécrétion de mucine et de larmes. Concanavalin-A peut être injecté localement dans les glandes lacrymales du lapin pour provoquer une adénite lacrymale immunitaire, établissant ainsi un modèle de carence aqueuse oculaire sèche26. De plus, les animaux transgéniques, tels que NOD, Aly/aly, NFS/sld, IQI/Jic, Id3 KO et d’autres souches de souris, peuvent imiter les symptômes et les phénotypes du syndrome de Sjögren primaire27 pour reproduire la sécheresse oculaire par carence aqueuse.
Dans cette étude, la conception expérimentale de base impliquait une intervention chirurgicale pour retirer sans douleur et avec précision l’ELG et l’ILG de la souris. Ces glandes lacrymales sont essentielles au maintien de l’humidité et de la lubrification des yeux ; Leur élimination entraîne une réduction significative de la sécrétion lacrymale, imitant la sécheresse oculaire par carence aqueuse chez la souris. Cette approche permet d’observer et d’analyser le comportement des souris, les réponses physiologiques et les changements du tissu oculaire dans l’état de sécheresse oculaire, fournissant une base expérimentale clé pour les études de pathologie et l’évaluation des options de traitement de la sécheresse oculaire.

<table><tbody><tr><td>Seringue de 10 mL</td><td>Zhejiang KDL Medical Devices Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 Aiguille de suture</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol absolu</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488, Donkey anti souris IgG</td><td>Invitrogen</td><td>811493</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594, Donkey anti lapin IgG</td><td>Invitrogen</td><td>A21207</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps anti-kératine 12 EPR17882</td><td>Abcam</td><td>ab185627</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps anti-PAX6</td><td>Abcam</td><td>ab5790</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Hirayama. Japon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C57BL / 6 souris</td><td>Shanghai Slack Laboratory Animal Co., Ltd.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse à température ambiante</td><td>Eppendorf. Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ddH2O</td><td>Shanghai Bioengineering Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Balances électroniques</td><td>Shanghai Auhaus Biotech Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Système de micrographie à contraste de phase inversé par fluorescence</td><td>TE-2000U, Nikon. Japon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Geler la cassette</td><td>Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Congeler la lame de tranchage</td><td>Xiamen Taijing Biotechnology Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>H-1200 avec support de montage DAPI</td><td>Xiamen Juin Biotechnology Co., Ltd. Chine</td><td></td><td>Support de montage contenant DAPI</td></tr><tr><td>H-5000 Tablet Mountant</td><td>Vector. États-Unis</td><td></td><td>support de montage</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit de coloration à l’hématoxyline-éosine</td><td>Auragene. États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Iode</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorps Ki-67</td><td>Abcam</td><td>ab16667</td><td></td></tr><tr><td>azote liquide</td><td>Xiamen Yidong Gas Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille microscopique</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince dentée microscopique</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopique pince édentée</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modèle 3050 trancheuse congelée</td><td>Leica, Deerfield, IL. USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OCT</td><td>Shanghai Maokang Biotechnology Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacine pommade</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ophtalmic sodium fluorescéine bandelettes de test</td><td>Tianjin Jingming New Technology Development Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde en poudre</td><td>Sigma. États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fil</td><td></td><td></td><td></td>de coton rouge phénol</tr><tr><td>Stérilisateur rapide stérilisateur</td><td>Suzhou 66 Vision Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Protéine SPRR1b humaine recombinante&nbsp ;</td><td>Abcam</td><td>ab167925</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse de table réfrigérée</td><td>Eppendorf. Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Supports de diapositives</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lampe à fente</td><td>Topcon. Japon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boîte à spécimens</td><td>Lambolide (Fuzhou) Biotechnology Co., Ltd. Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcool Tert-Amylique</td><td>Shanghai. Macklin Biochemical, Chine</td><td>A800283</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>de tribromoéthanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma. États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Congélateur ultra-basse température</td><td>Thermo Fisher Scientific. États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micrographie à fluorescence verticale</td><td>Leica DM2500. États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Système de biomicrographie normale verticale</td><td>Eclipse 50i, Nikon. Japon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Shanghai Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd., Chine</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope chirurgical Zeiss</td><td>VISU150, Carl ZEISS. Allemagne</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

etablissement d’un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse

Establishment of A Mouse Model of Aqueous Deficiency Dry Eye

La sécheresse oculaire est une affection répandue qui touche 5 % à 50 % de la population mondiale. L’étude de modèles animaux joue un rôle crucial dans la compréhension de ses mécanismes sous-jacents. Par conséquent, nous avons développé un modèle murin de sécheresse oculaire en enlevant chirurgicalement les glandes lacrymales extraorbitaires (ELG) et les glandes lacrymales intraorbitaires (ILG) pour étudier la pathologie de la surface oculaire dans le contexte de la sécheresse oculaire par carence aqueuse. Deux semaines après l’opération, les souris ont présenté de graves manifestations de sécheresse oculaire, notamment une réduction de la sécrétion lacrymale, des irrégularités de l’épithélium cornéen, une coloration positive à la fluorescéine sodique et une néovascularisation. L’examen histologique par coloration à l’hématoxyline et à l’éosine a révélé une infiltration cellulaire inflammatoire et une dysplasie de l’épithélium cornéen. La coloration par immunofluorescence et la réaction en chaîne par polymérase quantitative à transcription inverse ont révélé une diminution de l’expression des biomarqueurs normaux de l’épithélium cornéen K12 et Pax6 et une augmentation de l’expression de Sprr1b dans l’épithélium cornéen. Ces manifestations oculaires indiquaient une différenciation anormale de l’épithélium cornéen. De plus, la coloration par immunofluorescence de Ki67 a révélé l’augmentation de la prolifération cellulaire. En conclusion, le modèle d’exérèse ELG plus ILG s’est avéré approprié pour étudier les modifications de la surface oculaire et élucider les mécanismes sous-jacents à la sécheresse oculaire par carence aqueuse.

Afin d'étudier les effets et les mécanismes sous-jacents du syndrome sec par déficit aqueux sur la surface oculaire, nous avons mis au point un modèle murin de sécheresse oculaire par déficit aqueux en retirant chirurgicalement à la fois la glande lacrymale exocrine (ELG) et la glande lacrymale intraorbitaire (ILG) (Figure 1A). Deux semaines après la résection des glandes lacrymales, la sécrétion lacrymale chez les souris présentant un œil sec (après ablation des glandes lacrymales) a diminu...

Ici, nous présentons une méthode pour établir un modèle murin de sécheresse oculaire aqueuse-déficiente en excisant les glandes lacrymales extra-orbitaires et infraorbitaires et évaluons les changements de la surface oculaire dans la sécheresse oculaire par carence aqueuse.

Etablissement d’un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse

Dry eye disease is a prevalent condition affecting 5%-50% of the global population. Animal model investigations play a crucial role in understanding its ...

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Cette vidéo présente une technique pour induire une sécheresse oculaire auto-immune chronique expérimentale chez le rat. Lors de l’injection d’une émulsion adjuvante d’antigène contenant des auto-antigènes et des antigènes étrangers dans un rat à des intervalles prédéfinis, une inflammation oculaire chronique est induite chez le rat immunisé en injectant les mêmes antigènes dans les tissus de la surface oculaire.

Une technique pour induire une sécheresse oculaire auto-immune expérimentale chronique chez le rat

Sans utiliser d’anesthésie, injectez par voie sous-cutanée l’émulsion à la base des queues de rat. Puis, le 14e jour, de la même manière, injectez 200 microlitres du même antigène et de l'adjuvant de Freund incomplet. Le même jour, injectez par voie intrapéritonéale 300 nanogrammes de toxine coqueluche dans 100 microlitres de PBS.

Cette vidéo présente une méthode d’évaluation de la douceur cornéenne et de la stabilité du film lacrymal dans un modèle de rat auto-immun. Il met en évidence l’impact du dysfonctionnement des glandes sur la stabilité du film lacrymal, crucial pour comprendre la sécheresse oculaire.

Évaluation de la douceur de la cornée et des larmes dans un modèle de rat auto-immun de sécheresse oculaire

Ce rapport décrit une méthode pour induire un œil sec autoimmune expérimental chronique chez des rats Lewis par immunisation avec une émulsion d'extrait de glande lacrymale de rat, ovalbumine et adjuvant complet de Freund, suivie de l'injection d'extrait de glandes lacrymales et d'ovalbumine dans la sous-conjonctif et les glandes lacrymales Six semaines plus tard.

Un modèle chronique auto-immune de rat à oeil sec avec augmentation de la cellule Effect Memory T dans le tissu Eyeball

Cet article décrit le développement d'une méthode pour induire la maladie sèche ou chronique d'oeil aigu dans des lapins en injectant le concanavalin A à toutes les parties du système lacrimal orbital de glande. Cette méthode, supérieure à celles déjà signalées, génère un modèle reproductible et stable d'œil sec adapté à l'étude d'agents pharmacologiques.

Un modèle de lapin de la maladie sèche aqueuse-déficiente d'oeil induite par concanavalin une injection dans les glandes lacrimal : application aux études d'efficacité de drogue

Une nouvelle approche est présentée pour induire la maladie chronique sèche d'oeil dans des lapins en enlevant chirurgicalement toutes les glandes lacrimal orbitales. Cette méthode, distincte de ceux précédemment rapportés, produit un modèle stable et reproductible de l'oeil sec déficient aqueous bien adapté pour étudier la physiologie et la pathophysiologie de lare et les thérapeutiques oculaires.

Établissement d'un modèle d'oeil sec grave utilisant la Dacryoadenectomy complète dans des lapins

Ici, nous établissons un modèle de dysfonctionnement des glandes lacrymales chez le rat pour fournir une base pour l’étude de la sécheresse oculaire carencée en eau.

Un modèle de rat de sécheresse oculaire avec un dysfonctionnement de la glande lacrymale induit par la scopolamine

La cornée est unique en ce qu'il manque les tissus vasculaires. Cependant, une forte croissance des vaisseaux sanguins et la survie peut être induite dans la cornée par de puissants facteurs angiogéniques. Par conséquent, la cornée peut fournir avec nous un outil précieux pour les études de l'angiogenèse. Ce protocole montre comment effectuer le modèle de souris de dosage poche cornée et la façon d'évaluer l'angiogenèse induite par des facteurs angiogéniques en utilisant ce modèle.

Un modèle murin de l&#39;Assay Pocket cornée pour l&#39;étude de l&#39;angiogenèse

La capacité à modéliser les infections des voies urinaires (IVU) est cruciale pour pouvoir comprendre la pathogenèse bactérienne et favoriser le développement de nouvelles thérapies. L’objectif de ce travail est de démontrer des modèles murins d’infections urinaires expérimentales et d’infections urinaires associées à un cathéter qui récapitulent et prédisent les résultats observés chez l’homme.

Création et caractérisation de l&#39;UTI et Cauti dans un modèle de souris

Apprenez à établir un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse par excision des glandes lacrymales extraorbitaire et infraorbitaire. Cette méthode simplifiée reproduit fidèlement les syndromes sévères comme le syndrome de Sjögren.

Etablissement d’un modèle murin de sécheresse oculaire par carence aqueuse

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