Visualisation peropératoire de l’injection sous-rétinienne et du décollement de la rétine chez le rat

J’explore les mécanismes de mort cellulaire dans les décollements de rétine, et mon objectif est d’assurer la traçabilité des données in vitro jusqu’aux expériences in vivo. Dans notre équipe, nous avons démontré l’implication de différents mécanismes de mort cellulaire lors de la dégénérescence des photorécepteurs. Il existe de nombreuses façons qui ont été décrites pour induire le décollement de la rétine chez les rongeurs.

Ce protocole a été conçu pour répondre à deux enjeux, la reproductibilité et la sécurité. Fournir un protocole reproductible et sûr dans le décollement de la rétine garantira l’efficacité dans ce type de recherche. Pour commencer, montez une pointe métallique de canule métallique de calibre 30 de 10 millimètres non biseautée cimentée sur une seringue de 25 microlitres sur un micro-injecteur.

Pour induire un décollement de la rétine à long terme, utilisez de l’hydroxypropylméthylcellulose à 2 % ou de l’hyaluronate de sodium à 1 à 5 %. Chargez la solution préparée dans la seringue. Ensuite, appliquez une goutte de tropicamide à 0,5 % sur un œil d’un rat anesthésié pour obtenir une mydriase.

Appliquez une goutte d’oxybuprocaïne dans l’œil à opérer. Utilisez un microscope ophtalmique connecté à une pédale pour effectuer l’opération. Pour exposer la sclère, ancrez deux sutures de traction des paupières au quart externe du bord palpébral au niveau des paupières supérieures et inférieures.

Tirez sur les sutures pour obtenir un renflement doux de l’œil. À l’aide d’une aiguille de calibre 30, créez un canal scléral à travers la conjonctive bulbaire temporale à environ un à deux millimètres du limbe cornéen. Appliquez du gel lacrymal comme interface œil-lentille tout au long de la procédure.

Pour visualiser la plaque rétinienne, placez une lentille de contact plate de huit millimètres de diamètre à la surface de l’œil. Utilisez la pédale du microscope pour faire la mise au point sur le plan rétinien. Maintenant, insérez la canule verticalement à travers le canal scléral préformé.

Approchez-vous lentement de la rétine et appuyez doucement dessus jusqu’à ce qu’un blanchiment rétinien soit observé. Maintenez la stabilité de l’embout pendant l’injection à travers la rétinotomie formée par le flux d’injection Après l’injection, retirez l’embout de la rétinotomie. Ensuite, retirez doucement toute la canule de la cavité vitrée, en veillant à ce que le cristallin ne soit pas touché.

Assurez-vous que le réflexe rouge pupillaire est altéré par le décollement de la rétine sans observer le flux sanguin dans la cavité vitréenne. Retirez les sutures des paupières, puis écouvillonnez soigneusement tout saignement. Évaluez brièvement la pression intraoculaire manuellement.

Pour les soins postopératoires, appliquez la pommade oculaire au chloramphénicol et au rétinol sur l’œil opéré. Ensuite, administrez un millilitre de glucose monohydrate à 5 % par voie intrapéritonéale. Injecter 0,9 milligramme par kilogramme d’atipamézole par voie sous-cutanée.

Enfin, transférez l’animal dans une chambre à température contrôlée et surveillez-le jusqu’à ce qu’il se réveille. L’efficacité de l’injection sous-rétinienne a été vérifiée par le liquide sous-rétinien clair en tomographie par cohérence optique, et l’absence d’hémorragie sous-rétinienne en photographie du fond d’œil. Et un décollement distinct de la rétine a été observé dans les deux modalités.

Des hémorragies intravitréennes mineures ont été observées à l’occasion, principalement près du site d’injection, mais ne se sont pas étendues à l’espace sous-rétinien.