Name: Imagerie en direct à long terme du développement de la patte de la drosophile après l’ablation du puparium (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Découvrez une méthode d'imagerie en direct à long terme du développement de la patte de Drosophila melanogaster après ablation du puparium. Cette technique permet d'observer les changements dynamiques de forme cellulaire et la structure transitoire de type Parthénon chez les cellules épithéliales.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

<meta charset="utf8"></head><body>Imagerie en direct étendue de la morphogenèse de la patte de la drosophile sans puparium

<ol><li>Koto, A., Kuranaga, E., Miura, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+regulation+of+Drosophila+IAP1+determines+caspase+functions+in+sensory+organ+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Temporal regulation of Drosophila IAP1 determines caspase functions in sensory organ development.</a> J Cell Biol. 187 (2), 219-231 (2009).</li>
<li>Ninov, N., Martín-Blanco, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+imaging+of+epidermal+morphogenesis+during+the+development+of+the+adult+abdominal+epidermis+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Live imaging of epidermal morphogenesis during the development of the adult abdominal epidermis of Drosophila.</a> Nat Protoc. 2 (12), 3074-3080 (2007).</li>
<li>Chiba, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activatable+photosensitizer+for+targeted+ablation+of+lacZ-positive+cells+with+single-cell+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Cent+Sci%22%5BJournal%5D)">Activatable photosensitizer for targeted ablation of lacZ-positive cells with single-cell resolution.</a> ACS Cent Sci. 5 (11), 1676-1681 (2019).</li>
<li>Umetsu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+increases+in+mechanical+tension+shape+compartment+boundaries+by+biasing+cell+intercalations%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Local increases in mechanical tension shape compartment boundaries by biasing cell intercalations.</a> Curr Biol. 24 (16), 1798-1805 (2014).</li>
<li>Tran, N. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmed+disassembly+of+a+microtubule-based+membrane+protrusion+network+coordinates+3D+epithelial+morphogenesis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Programmed disassembly of a microtubule-based membrane protrusion network coordinates 3D epithelial morphogenesis in Drosophila.</a> EMBO J. 43 (6), 568-594 (2024).</li>
<li>Hellerman, M. B., Choe, R. H., Johnson, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-imaging+of+the+Drosophila+pupal+eye%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-imaging of the Drosophila pupal eye.</a> J Vis Exp. (95), e52120(2015).</li>
<li>O'Connor, J. T., Shannon, E. K., Hutson, M. S., Page-McCaw, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mounting+Drosophila+pupae+for+laser+ablation+and+live+imaging+of+the+dorsal+thorax%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Mounting Drosophila pupae for laser ablation and live imaging of the dorsal thorax.</a> STAR Protoc. 3 (2), 101396(2022).</li>
<li>Ziserman, D., Roegiers, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+of+sensory+organ+precursor+cells+in+intact+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging of sensory organ precursor cells in intact Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (51), e2706(2011).</li>
<li>Tögel, M., Pass, G., Paululat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+Drosophila+wing+heart+development+during+pupal+stages%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of Drosophila wing heart development during pupal stages.</a> Int J Dev Biol. 57 (1-2), 13-24 (2013).</li>
<li>Weavers, H., Franz, A., Wood, W., Martin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+in+vivo+tracking+of+inflammatory+cell+dynamics+within+Drosophila+pupae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Long-term in vivo tracking of inflammatory cell dynamics within Drosophila pupae.</a> J Vis Exp. (136), e57871(2018).</li>
<li>Kojima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+mechanism+of+the+tarsus+in+insect+legs%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Developmental mechanism of the tarsus in insect legs.</a> Curr Opin Insect Sci. 19, 36-42 (2017).</li>
<li>Mirth, C., Akam, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Joint+development+in+the+Drosophila+leg%3A+Cell+movements+and+cell+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Joint development in the Drosophila leg: Cell movements and cell populations.</a> Dev Biol. 246 (2), 391-406 (2002).</li>
<li>Mirth, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecdysteroid+control+of+metamorphosis+in+the+differentiating+adult+leg+structures+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Ecdysteroid control of metamorphosis in the differentiating adult leg structures of Drosophila melanogaster.</a> Dev Biol. 278 (1), 163-174 (2005).</li>
<li>Tajiri, R., Misaki, K., Yonemura, S., Hayashi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+shape+changes+of+ECM-producing+cells+drive+morphogenesis+of+ball-and-socket+joints+in+the+fly+leg%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dynamic shape changes of ECM-producing cells drive morphogenesis of ball-and-socket joints in the fly leg.</a> Development. 137 (12), 2055-2063 (2010).</li>
<li>Hiraiwa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unveiling+the+cell+dynamics+during+the+final+shape+formation+of+the+tarsus+in+Drosophila+adult+leg+by+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Genes+Evol%22%5BJournal%5D)">Unveiling the cell dynamics during the final shape formation of the tarsus in Drosophila adult leg by live imaging.</a> Dev Genes Evol. , (2024).</li>
<li>ImageJ plugin page. , Signaling RIKEN. Available at: 
 <a target="_blank" href="https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/">https://signaling.riken.jp/en/en-tools/imagej/629/</a> (2024).</li>
<li>Pandey, R., Heidmann, S., Lehner, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+re-organization+and+dynamics+of+progression+through+mitosis+in+Drosophila+separase+complex+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Epithelial re-organization and dynamics of progression through mitosis in Drosophila separase complex mutants.</a> J Cell Sci. 118 (4), 733-742 (2005).</li>
<li>Kiehart, D. P., Galbraith, C. G., Edwards, K. A., Rickoll, W. L., Montague, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+forces+contribute+to+cell+sheet+morphogenesis+for+dorsal+closure+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Multiple forces contribute to cell sheet morphogenesis for dorsal closure in Drosophila.</a> J Cell Biol. 149 (2), 471-490 (2000).</li>
<li>Ashburner, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila%3A+A+Laboratory+Handbook%22">Drosophila: A Laboratory Handbook</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1989).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>35 mm/plat à base en verre</td><td>IWAKI</td><td>3911-035</td><td></td></tr><tr><td>Lingettes nettoyantes</td><td>NIPPON PAPER CRECIA</td><td>S-200</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3c Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11231-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Research plus 2-20 &micro ; L</td><td>Eppendorf</td><td>3123000098</td><td></td></tr><tr><td>Souche de mouche : His2Av-mRFP, sGMCA</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>59023</td><td></td></tr><tr><td>FV3000</td><td>EVIDENT</td><td></td><td>Microscope confocal inversé</td></tr><tr><td>FV31S-SW</td><td>EVIDENT logiciel pour</td><td></td><td>FV3000</td></tr><tr><td>G40L</td><td>Shin-Etsu Graisse silicone</td><td></td><td></td></tr><tr><td>silicone Micro Cover Glass 18 x 18 mm 0.13-0.17 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>C018181</td><td></td></tr><tr><td>Micro Slide Glass 76 x 26 mm 0,9-1,2 mm</td><td>MATSUNAMI</td><td>S7213</td><td></td></tr><tr><td>NEO-SABLE Taille 0 rond, fin</td><td>Pinceau Pentel</td><td>XZBNR-0</td><td></td></tr><tr><td>SIL300CS-30CC</td><td>Huile de silicone</td><td>EVIDENT</td><td></td></tr><tr><td>Système de stéréomicroscope SZX7</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seringue Terumo 50 mL</td><td>Terumo</td><td>SS-50ESZ</td><td></td></tr><tr><td>Ruban adhésif double face transparent</td><td>Scotch&nbsp ;</td><td>665-1-12</td><td>Étant donné que la couche interne a une adhérence plus forte que la couche externe, la couche interne doit être utilisée pour fixer les nymphes.</td></tr><tr><td>UPLSAPO10x</td><td>EVIDENT</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UPLSAPO40XS</td><td>EVIDENT</td><td></td> lentille <td>d’immersion en silicone</td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux à ressort - 2,5 mm Cutting</td><td>Edge Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>en option</td></tr></tbody></table>

imagerie en direct à long terme du développement de la patte de la drosophile après l’ablation du puparium

Long-Term Live Imaging of Drosophila Pupal Leg Development After Puparium Removal

Ici, un exemple d’imagerie en direct de 44 heures de la patte adulte de la drosophile en développement au stade nymphal est décrit. Des mouches exprimant His2Av-mRFP17 (noyaux de marquage) et sGMCA18 (protéine de liaison à l’actine Moesin, marquage de l’actine) ont été prélevées au stade de nymphe blanche et incubées pendant 15 h à 25 °C. Le puparium a été retiré et monté selon le protocole (Figure 2). Des images de la pile Z du tarse et du prétarse, près de l’extrémité de la patte, ont été obtenues toutes les 15 min de 16 h à 60 h d’APF à température ambiante (non stricte, mais proche de 25 °C). La première moitié de la série d’images est montrée dans la figure 3, la seconde moitié dans la figure 4 et le film dans l’ensemble dans le film 1. Au fur et à mesure que le tissu de la jambe se rétrécissait rapidement, les cellules épithéliales formaient transitoirement une structure intrigante, la structure de type Parthénon, caractérisée par ses projections apicobasales et ses connexions basales (Figure 3). La réduction de l’épaisseur de l’épithélium a été observée même après que le contour ait été presque terminé (Figure 4). L’ensemble du processus est présenté à la figure 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig1.jpg"> 
Figure 1 : Vue d’ensemble de la formation finale de la forme finale du tarse adulte de la drosophile au stade nymphal. L’ensemble du processus a été divisé en cinq étapes en fonction des changements morphologiques aux niveaux tissulaire et cellulaire observés dans les expériences d’imagerie en direct à long terme. Des photos représentatives ou des images rendues en surface (signal sGMCA) correspondant à plusieurs points temporels sont affichées sur le côté gauche. De brèves descriptions des événements de chaque étape sont écrites sur le côté droit. Cette figure a été modifiée à partir de Hiraiwa et al.15. Voir aussi Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig2.jpg"> 
Figure 2 : Retrait du puparium et montage pour l’imagerie en direct. (A) Une chrysalide blanche recueillie dans une boîte. (B) La nymphe s’est manifestée en (A) après une incubation de 15 h à 25 °C. La région de couleur cyan indique l’opercule. (C) Une photographie montrant une nymphe collée à un morceau de ruban adhésif double face. (D-J) Série d’images montrant la procédure d’élimination du puparium. (D) L’opercule est soulevé à l’aide d’une pince. (E) L’opercule est enlevé. (F) L’extrémité d’une pince est insérée entre la cuticule de la nymphe et le puparium. (G) Le puparium est partiellement ouvert. (H) Une pointe de pince est insérée à nouveau. (I) Le puparium s’est ouvert, ne laissant qu’une petite partie de l’extrémité postérieure. (J) La nymphe soulevée par un pinceau. (K) Un exemple de fuite de liquide corporel de la nymphe. Le liquide sortant de la plaie percée par la pointe d’une pince est indiqué par une pointe de flèche. (L-N) Images et illustrations montrant l’assemblage du support. (L) Une image vue du haut montrant des pupes placées et de l’eau distillée au fond d’un plat à fond de verre. (M) La parabole une fois l’assemblage du support terminé. De la graisse silicone a été placée le long du bord autour de la partie en verre, et une lamelle a été placée sur la graisse pour la sceller. (N) Schéma de l’ensemble de montage de la chrysalide de la drosophile pour l’imagerie en direct à long terme. (O) Une chrysalide montée s’est développée presque à l’âge adulte. (P) Une fermeture de nymphe montée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig3.jpg"> 
Figure 3 : Changements de forme dynamiques dans les cellules épithéliales du tarse en 16-27,5 h APF. (A) Une illustration de la nymphe vue de la face ventrale. Le rectangle pointillé correspond à la région observée en (B-E). L1 : première patte, L2 : deuxième patte, L3 : troisième patte. (B,C,D,E) Images fixes de l’imagerie en direct de la partie distale du tarse chez le sGMCA (vert) et His2Av-mRFP (magenta) exprimant la mouche. Le tissu se rétrécit rapidement et l’indentation des régions articulaires progresse. (B',C',D',E') Grossissement des régions entourées par les lignes pointillées en (B, C, D, E), respectivement. La flèche et la pointe de flèche en (C') montrent un exemple de projections apicobasales et la position des connexions basales, respectivement. La structure de type Parthénon commence à se former en (B'), est entièrement formée en (C'), commence à disparaître en (D') et devient difficile à voir en (E'). La partie distale est à droite et la dorsale en haut sur toutes les figures. Les étapes sont représentées dans les coins inférieurs droits en (B, C, D, E). Barres d’échelle : B,C,D,E : 50 μm ; B',C',D',E' : 10 μm. Cette figure a été modifiée à partir de Hiraiwa et al.15. Voir aussi Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig4.jpg"> 
Figure 4 : Changements de forme dans la couche de cellules épithéliales tarsiennes en 41-60 h APF. (A, B, C, D) Images fixes du même ensemble de données séquentielles d’imagerie en direct que la figure 3. Les rectangles en pointillés dans (A,B,C,D) sont agrandis en (A',B',C',D'), respectivement. Vers 48 h APF (A-B'), la formation de la forme externe, telle que l’allongement des poils, des griffes et des pulvilli, est presque terminée. Le bas de l’articulation invaginée s’est déplacé vers la proximale, puis la formation de la structure à rotule a progressé après environ 54 h d’APF. La différence morphologique entre l’épithélium dorsal et ventral est apparue (flèches doubles et doubles flèches ouvertes en B',C',D'). Après 54 h APF (C-D'), la couche épithéliale a diminué son épaisseur sans guère modifier le contour des segments. La dorsale est en haut et distale à droite dans toutes les figures. Barres d’échelle : A, B, C, D : 50 μm ; A',B',C',D' : 20 μm.Ce chiffre a été cité d’après Hiraiwa et al.15. Voir aussi Film 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67597/67597fig5.jpg"> 
Figure 5 : Un exemple d’observation de la jambe à l’aide de la fonction Bright Z. (A,B) Images de la région, de la profondeur et de l’étage correspondants de la troisième patte du sGMCA (vert) et du His2Av-mRFP (magenta) exprimant le vol, avec (B) ou sans (A) à l’aide de la fonction Bright Z. (A) Un plan XY à 59,1 μm de profondeur extrait de l’observation de la région tarsienne dans la troisième jambe à 16 h APF acquise sans utiliser la fonction Bright Z. (A') La vue en coupe correspond à la ligne verticale jaune de (A). La ligne verticale en (A') indique le plan focal de (A). (B) Un plan XY à 61,6 μm de profondeur extrait de l’observation de la région tarsienne dans la troisième jambe à 16 h APF acquise à l’aide de la fonction Bright Z. La tension PMT et la puissance laser ont été ajustées. La visibilité de l’image est améliorée par rapport à (A). (B') La vue en coupe correspond à la ligne verticale jaune de (B). La ligne verticale jaune en (B') indique le plan focal de (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Fichier supplémentaire 1 : Un exemple de réglage du microscope confocal pour l’imagerie en direct de la région tarsienne de la jambe à partir de 15-30 h APF. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/67597_Supplementary%20File%201.docx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Vidéo 1 : Imagerie en direct à long terme de la partie distale du tarse pendant 44 h. La mouche exprimant sGMCA (vert) et His2Av-mRFP (magenta) a été utilisée. Le plan XY le plus représentatif a été extrait du même ensemble de données que les figures 3 et 4. Les pointes de flèches indiquent des exemples de futures régions conjointes. Les cellules qui se déplacent rapidement dans le tissu sont des cellules de type macrophage. Le signal en forme de corde qui s’étend le long des segments tarsiens fait partie du septum. L’horodatage indique hh : mm. Distal est à droite et dorsal en haut. Ce film a été adapté de Hiraiwa et al.15<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67597/Movie%201.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Imagerie en direct à long terme du développement de la patte de la drosophile après l’ablation du puparium

Over the past decades, significant progress has been made in understanding the mechanisms of cell fate determination. However, the process by which ...

long-term-live-imaging-drosophila-pupal-leg-development-after

Research

Recherche

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Mésoscopique de fluorescence de tomographie opère au-delà des limites de la pénétration des tissus sectionnement microscopie à fluorescence. La technique est basée sur la multi-projection de l'illumination et une description de transport des photons. Nous démontrons in vivo du corps entier de visualisation 3D de la morphogenèse des ailes exprimant la GFP dans les disques...

Mésoscopique fluorescence tomographie pour In vivo L&#39;imagerie du développement Drosophile</em

Dans cette vidéo, nous décrivons une méthode pour l'imagerie de cellules vivantes de façon asymétrique divisant sensorielles des cellules progénitrices d'organes et les cellules épidermiques...

Imagerie des cellules vivantes des cellules sensorielles de précurseurs d&#39;organes en Intact Drosophile Les chrysalides

Source : Hellerman, M. B., et al. Imagerie en direct de l’œil de la drosophile nymphale. J. Vis. Exp. (2015)La vidéo montre une technique d’imagerie en direct pour étudier les motifs oculaires d’une chrysalide de Drosophila melanogaster. Les marqueurs marqués à la protéine fluorescente verte (GFP) permettent de visualiser l’organisation cellulaire et la différenciation pendant la formation de la structure oculaire en développement.

Imagerie en direct de l’œil de la chrysalide de la drosophile à l’aide de la microscopie à fluorescence

Ce document illustre l'utilisation d'un balayage rapide microscope confocal à un comportement cellulaire de l'image directement à travers la pupe. En laissant la coque de nymphose intacte, cette méthode permet l'observation et la mesure des processus dynamiques de cellule à un stade de développement de la drosophile qui est difficile à étudier directement.

Imagerie à travers le cas de la nymphe<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Ce protocole présente une méthode efficace pour l’imagerie du neuroépithélium de l’œil nymphal vivant de la drosophile. Cette méthode compense le mouvement des tissus et la topologie inégale, améliore la visualisation des limites cellulaires grâce à l’utilisation de plusieurs protéines de jonction marquées GFP et utilise un banc d’imagerie facile à assembler.

Live-imagerie de la Drosophila Nymphe yeux

Ce protocole décrit un procédé détaillé pour la culture ex vivo à long terme et de l' imagerie en temps réel d'un disque de Drosophila imagée. Elle démontre la différenciation des photorécepteurs et la rotation ommatidial dans les 10 h de l'imagerie en direct du disque des yeux. Le protocole est simple et ne nécessite pas l'installation coûteuse.

À long terme d&#39;imagerie en direct de<em&gt; drosophile</em&gt; Disc Eye

Nous présentons ici une méthode facile à utiliser et polyvalente pour exécuter direct imaging des processus de développement en général et muscle-tendon morphogenèse en particulier la vie pupes de drosophile .

In Vivo Imagerie de la morphogénèse du Muscle-tendon en pupes de drosophile

Nous présentons ici un protocole pour la création d’images en direct de la cicatrisation et la réponse inflammatoire associée à haute résolution spatio-temporelle in vivo. Cette méthode utilise la chrysalide du développement de la drosophile pour permettre à long terme d’imagerie et suivi des populations de cellules spécifiques au fil du temps et est compatible avec l’inactivation de gènes RNAi efficace.

À long terme In Vivo suivi de la dynamique de cellules inflammatoires dans les pupes de la drosophile

Ce protocole est conçu pour l’imagerie et l’analyse de la dynamique de l’orientation cellulaire et de la croissance des tissus dans l’épithélie abdominale Drosophila que la mouche des fruits subit une métamorphose. La méthodologie décrite ici peut être appliquée à l’étude de différents stades de développement, tissus et structures subcellulaires dans Drosophila ou d’autres organismes modèles.

Imagerie et analyse de l’orientation tissulaire et de la dynamique de croissance dans l’épithélie de drosophile en développement pendant les stades pupal

Ce protocole décrit une méthode pour monter les larves de Drosophila pour atteindre plus de 10 h d’imagerie ininterrompue en accéléré chez des animaux vivants intacts. Cette méthode peut être utilisée pour l’image de nombreux processus biologiques près de la paroi du corps larvaire.

LarvaSPA, une méthode pour monter la larve de Drosophila pour l’imagerie à long terme de time-lapse

Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour effectuer une imagerie en direct de la division asymétrique des cellules souches germinales (GSC) dans la niche ovarienne de la drosophile. Nous utilisons une lignée transgénique qui exprime de manière ubiquitaire une fusion de la protéine fluorescente verte (GFP) de la protéine du spectrosome Par-1.

Imagerie en direct étendue des niches de cellules souches germinales de Drosophila melanogaster femelle

Découvrez une méthode d'imagerie en direct à long terme du développement de la patte de Drosophila melanogaster après ablation du puparium. Cette technique permet d'observer les changements dynamiques de forme cellulaire et la structure transitoire de type Parthénon chez les cellules épithéliales.

Imagerie en direct à long terme du développement de la patte de la drosophile après l’ablation du puparium

Explorer plus de vidéos