Name: Imagerie par microscopie à épifluorescence time-lapse de Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus Phénotypes hétérogènes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-02-14T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Découvrez l'imagerie time-lapse par épifluorescence pour visualiser les persisters chez Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus. Cette méthode permet d'étudier les stratégies de survie bactérienne face aux antibiotiques.

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<meta charset="utf8"></head><body>Visualisation de la persistance des antibiotiques dans les agents pathogènes bactériens

<ol><li>Brauner, A., Fridman, O., Gefen, O., Balaban, N. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinguishing+between+resistance%2C+tolerance+and+persistence+to+antibiotic+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Distinguishing between resistance, tolerance and persistence to antibiotic treatment.</a> Nat Rev Microbiol. 14, 320-330 (2016).</li>
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<li>Verstraete, L., Van den Bergh, B., Verstraeten, N., Michiels, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecology+and+evolution+of+antibiotic+persistence%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Ecology and evolution of antibiotic persistence.</a> Trends Microbiol. 30 (5), 466-479 (2021).</li>
<li>Sett, A., Dubey, V., Bhowmik, S., Pathania, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoding+bacterial+persistence%3A+Mechanisms+and+strategies+for+effective+eradication%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Decoding bacterial persistence: Mechanisms and strategies for effective eradication.</a> ACS Infect Dis. 10 (8), 2525-2539 (2024).</li>
<li>Mempin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+of+extracellular+ATP+by+bacteria+during+growth%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Release of extracellular ATP by bacteria during growth.</a> BMC Microbiol. 13, 301(2013).</li>
<li>Lewis, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persister+cells%2C+dormancy+and+infectious+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Persister cells, dormancy and infectious disease.</a> Nat Rev Microbiol. 5 (1), 48-56 (2006).</li>
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<li>Van den Bergh, B., Fauvart, M., Michiels, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation%2C+physiology%2C+ecology%2C+evolution+and+clinical+importance+of+bacterial+persisters%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Formation, physiology, ecology, evolution and clinical importance of bacterial persisters.</a> FEMS Microbiol Rev. 41, 219-251 (2017).</li>
<li>Levin, B. R., Rozen, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-inherited+antibiotic+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Non-inherited antibiotic resistance.</a> Nat Rev Microbiol. 4 (7), 556-562 (2006).</li>
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<li>Hare, P. J., LaGree, T. J., Byrd, B. A., DeMarco, A. M., Mok, W. W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+technologies+to+study+phenotypic+heterogeneity+and+bacterial+persisters%5BTitle%5D)+AND+%22Microorganisms%22%5BJournal%5D)">Single-cell technologies to study phenotypic heterogeneity and bacterial persisters.</a> Microorganisms. 9 (11), 2277(2021).</li>
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<li>Young, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+single-cell+gene+expression+dynamics+in+bacteria+using+fluorescence+time-lapse+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measuring single-cell gene expression dynamics in bacteria using fluorescence time-lapse microscopy.</a> Nat Protoc. 7 (1), 80-88 (2011).</li>
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<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Peng, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+BaSiC+tool+for+background+and+shading+correction+of+optical+microscopy+images%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">A BaSiC tool for background and shading correction of optical microscopy images.</a> Nat Commun. 8, 14836(2017).</li>
<li>Ducret, A., Quardokus, E., Brun, Y. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicrobeJ%2C+a+tool+for+high+throughput+bacterial+cell+detection+and+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Microbiol%22%5BJournal%5D)">MicrobeJ, a tool for high throughput bacterial cell detection and quantitative analysis.</a> Nat Microbiol. 1 (7), 16077(2016).</li>
<li>Paintdakhi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oufti%3A+an+integrated+software+package+for+high-accuracy%2C+high-throughput+quantitative+microscopy+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Oufti: an integrated software package for high-accuracy, high-throughput quantitative microscopy analysis.</a> Mol Microbiol. 99 (4), 767-777 (2016).</li>
<li>Wang, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+growth+of+Escherichia+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Robust growth of Escherichia coli.</a> Curr Biol. 20 (12), 1099-1103 (2010).</li>
<li>Moffitt, J. R., Lee, J. B., Cluzel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+single-cell+chemostat%3A+an+agarose-based%2C+microfluidic+device+for+high-throughput%2C+single-cell+studies+of+bacteria+and+bacterial+communities%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">The single-cell chemostat: an agarose-based, microfluidic device for high-throughput, single-cell studies of bacteria and bacterial communities.</a> Lab Chip. 12 (8), 1487-1494 (2012).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>BaSiC</td><td>GitHub</td><td>https://github.com/marrlab/BaSiC</td><td></td></tr><tr><td>Biologie moléculaire certifiée Agarose</td><td>Biorad</td><td>1613101</td><td></td></tr><tr><td>Fiji-ImageJ</td><td>NIH</td><td>https://imagej.net/software/fiji/downloads</td><td></td></tr><tr><td>Plat de couverture interchangeable</td><td>Bioptechs</td><td>190310-35</td><td>ICD de 35 mm pour la préparation de tampons d’agarose ; livré avec des lamelles de</td></tr> <tr><td>30 mm (#1.5)Lumencor Spectra 7 Moteur d’éclairage LED</td><td>Lumencor</td><td>https://lumencor.com/products/spectra-light-engine</td><td>Spectra 7 Moteur d’éclairage LED</td></tr><tr><td>MetaMorph</td><td>Molecular Devices</td><td>Premier version 7.10.5</td><td></td></tr><tr><td>pco.edge 4.2 bi caméra sCMOS</td><td>Excelitas</td><td>https://www.excelitas.com/product/pcoedge-42-bi-usb-scmos-camera</td><td>sCMOS</td></tr><tr><td>PeCon chambre d’incubation de cellules vivantes</td><td>peCon</td><td>https://www.pecon.biz/</td><td></td></tr> <tr><td>Thomas Scientific Verre de protection rond, épaisseur #1.5, 25 mm, paquet de 100</td> Fisher <td>Scientific</td><td>NC1272770</td><td>25 mm (#1.5) lamelles de</td></tr><tr><td>protection Zeiss Axiovert 200M microscope</td><td>Zeiss</td><td>https://www.zeiss.com/microscopy/en/products/light-microscopes/widefield-microscopes/axiovert-for-materials.html</td><td>Microscope inversé avec objectif Plan-Apochromat 63x/1.40 Oil Ph3 M27, moteur d’éclairage LED Lumencor Spectra 7 et caméra sCMOS pco.edge 4.2 bi (taille de pixel de 6,5 mm)</td></tr></tbody></table>

imagerie par microscopie à épifluorescence time-lapse de pseudomonas aeruginosa et staphylococcus aureus phénotypes hétérogènes

Time-Lapse Epifluorescence Microscopy Imaging of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus Heterogeneous Phenotypes

L’introduction réussie de plasmides rapporteurs dans P. aeruginosa et S. aureus est indiquée par la croissance des antibiotiques sélectifs appropriés et peut être confirmée par PCR de colonie et/ou séquençage. Les souches modifiées doivent être vérifiées en tant que rapporteurs phénotypiques en les soumettant à des conditions dans lesquelles le gène d’intérêt est connu pour être induit, et la fluorescence résultante peut être mesurée par cytométrie en flux, spectrophotométrie ou microscopie à épifluorescence (figure 1).
Pour faciliter la sélection d’une ou plusieurs doses d’antibiotiques qui seront utilisées pour des expériences ultérieures, effectuer des dosages d’antibiotiques persistants dépendants de la concentration pour les souches d’intérêt de P. aeruginosa ou de S. aureus . Les essais dépendant de la concentration entraînent généralement une courbe biphasique avec une pente initiale abrupte à des concentrations d’antibiotiques plus faibles et un plateau ou une pente moins abrupte à des concentrations plus élevées. Cependant, pour certaines paires d’espèces d’antibiotiques, il peut ne pas en résulter une courbe biphasique distincte. Par exemple, la courbe de S. aureus delafloxacine est clairement biphasique (Figure 3A), mais la courbe de P . aeruginosa levofloxacine ne l’est pas (Figure 3B)15. Dans ce scénario, nous choisirions une concentration qui est au moins 10 fois la CMI (p. ex. 5 μg/mL, soit environ 15 fois la CMI de P. aeruginosa)15. Cependant, étant donné que la CMI de lévofloxacine 15x ne donne que ~0,001 % de survivants à P. aeruginosa , nous utilisons un traitement à la lévofloxacine de 1 μg/mL si nous voulons voir des cellules persistantes lors de l’imagerie des cellules lorsqu’elles se rétablissent sur des coussinets d’agarose sans antibiotiques (vidéo supplémentaire 6) ; Sinon, le nombre de champs de vision nécessaires pour imager plusieurs persisteurs devient prohibitif.
Au début de l’imagerie, la préparation idéale de l’échantillon et du tampon d’agarose doit apparaître plane dans tout le champ de vision, exempte de gros débris, de rides ou de bulles d’air, et avec des cellules uniques uniformément réparties. L’obtention de cellules uniques bien distribuées peut nécessiter une optimisation de la dilution ou de la remise en suspension de l’échantillon. Dans le cas de S. aureus, les cellules ont tendance à former de petits amas et doivent être soigneusement tourbillonnées avant d’être ensemencées dans le tampon d’agarose (figures 4 et 5). Pour P. aeruginosa, les cellules peuvent former des agrégats enfermés dans une matrice extracellulaire collante en suspension ; Il est nécessaire de pipeter soigneusement ces échantillons et de perturber les agrégats pour l’imagerie des cellules individuelles. 
Après la conclusion d’une expérience d’imagerie, un time-lapse réussi d’images apparaîtra nette, éclairé de manière stable et avec une dérive minimale dans le plan x-y tout au long de l’expérience. La vidéo supplémentaire 7 représente une acquisition d’image optimale : t est le canal de phase de la vidéo supplémentaire 4 avant la correction de l’ombre ou de la dérive. Une perte de mise au point peut se produire si la condensation (due à une surhumidification ou à un réchauffement insuffisant de l’échantillon) provoque la formation de gouttelettes d’eau sur la lamelle supérieure de 25 mm, déformant la lumière et poussant le plan focal en dehors de la plage de recherche maximale de l’algorithme de mise au point automatique (Vidéo supplémentaire 8). La variation de l’éclairage indique généralement une huile d’immersion insuffisante au moment de l’imagerie. Si la platine se déplace trop rapidement, l’huile sur l’objectif peut traîner derrière et rattraper son retard lorsque les images sont acquises. Cela peut être atténué en ajustant les commandes d’acquisition pour ralentir la vitesse du mouvement ou en ajoutant une pause entre le mouvement vers la position suivante et l’acquisition de l’image. La dérive majeure de l’échantillon se présentera comme si de nombreuses cellules traversaient le champ de vision tandis que certaines restaient en place (vidéo supplémentaire 9). Cela se produit généralement plus tard dans les expériences, car le tampon d’agarose s’est déshydraté en raison d’un contrôle insuffisant de l’humidité. La préparation du tampon d’agarose présentée dans cet article a été conçue pour faciliter la stabilité de l’échantillon, mais il est nécessaire de réchauffer/humidifier correctement l’échantillon et son environnement pour une acquisition d’image optimale.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig1.jpg"> 
Figure 1 : Les souches rapporteures fluorescentes éclairent l’expression d’un gène d’intérêt. (A) S. aureus a été transduit avec un rapporteur transcriptionnel GFP pour un gène d’intérêt selon le protocole 1. La souche rapporteure a été traitée pendant 24 heures avec un antibiotique, lavée avec du PBS, puis ensemencée sur un tampon d’agarose fabriqué à partir de CA-MHB plus de l’iodure de propidium (1,6 μM) et du chloramphénicol (10 μg/mL pour l’entretien du plasmide rapporteur) pour l’imagerie pendant la récupération (vidéo supplémentaire 1). (B) P. aeruginosa a été transformé avec un plasmide portant un rapporteur translationnel lié à mScarlet pour une protéine d’intérêt26. La souche rapporteure a été traitée pendant 5 h avec un antibiotique, lavée avec du PBS, puis ensemencée sur un tampon d’agarose fabriqué à partir de BSM plus Tet (75 μg/mL ; pour l’entretien du plasmide rapporteur) à des fins d’imagerie pendant la récupération (vidéo supplémentaire 2). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig2.jpg"> 
Figure 2 : Multiplication et récolte du bactériophage. (A) Les six planches montrent six quantités différentes de stock de phages dilués sur les pelouses de S. aureus RN4220. Les contours rouges indiquent les trois plaques qui seraient récoltées, de la plaque la plus claire (contour rouge gras ; 1 x 109 UFP/mL) aux deux dilutions suivantes (1 x 108 et 1 x 107 UFP/mL). Les flèches noires pointent vers des plaques individuelles. (B) Pour récolter le phage des plaques, grattez la couche de gélose molle (à gauche), transférez la boue sur la plaque de dilution suivante (au centre) et, après avoir regroupé la gélose molle des trois plaques ensemble, combinez-la en un tube conique pour la centrifugation (à droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig3.jpg"> 
Figure 3 : Dosages représentatifs de persistance dépendant de la concentration. La persistance des fluoroquinolones dépendante de la concentration a été évaluée chez les bactéries stationnaires (A) S. aureus (contre la délafloxacine) et (B) P. aeruginosa (contre la lévofloxacine). Des expériences subséquentes utilisent 5 μg/mL de délafloxacine (cercle rouge) parce que la destruction de S. aureus avait atteint un plateau à cette concentration. Une dose d’au moins 1 μg/mL de lévofloxacine (cercle rouge) serait utilisée pour les expériences subséquentes avec P. aeruginosa. Il convient de noter que la destruction bactérienne ne plafonne pas chez P. aeruginosa, mais qu’il existe tout de même une « deuxième phase » moins abrupte de la courbe biphasique qui indique une sous-population persistante. Le panneau 3B a été adapté avec la permission de Hare et al.15. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig4.jpg"> 
Figure 4 : Imagerie des phénotypes bactériens pendant le traitement antibiotique. Des cellules de S. aureus et de P. aeruginosa en phase stationnaire (A) et (B) ont été ensemencées sur des tampons d’agarose contenant des antibiotiques fluoroquinolones et surveillées pendant le traitement : 5 μg/mL de délafloxacine pour S. aureus (Vidéo supplémentaire 3) et 5 μg/mL de lévofloxacine pour P. aeruginosa (Vidéo supplémentaire 4)15. De l’iodure de propidium (PI ; 16 μM pour P. aeruginosa, 1,6 μM pour S. aureus) a été ajouté aux coussinets pour marquer les cellules mortes ou mourantes. Les cellules de S. aureus restent en grande partie intactes et vivantes en présence du FQ, tandis que la plupart des cellules de P. aeruginosa subissent des changements morphologiques drastiques, y compris la formation de sphéroplastes ronds, avant de se lyser et de mourir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig5.jpg"> 
Figure 5 : Suivi des populations persistantes pendant le rétablissement. (A) Les populations de S. aureus et (B) de P. aeruginosa ont été ensemencées sur des tampons d’agarose contenant des milieux frais après avoir été traitées avec des fluoroquinolones (5 μg/mL de délafloxacine pour S. aureus et 1 μg/mL de lévofloxacine pour P. aeruginosa) et surveillées pendant leur rétablissement après le traitement (Vidéo supplémentaire 5 et Vidéo supplémentaire 6). Les périssœurs observées sont indiquées par des flèches vertes dans les deux premiers cadres de chaque panneau, et elles sont restées intactes et viables pendant le traitement antibiotique. Après une période de latence initiale, les persistants ont commencé à se diviser et ont donné naissance à une nouvelle progéniture (indiquée par des cercles verts). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67617/67617fig6.jpg"> 
Figure 6 : Préparation d’un échantillon au microscope. (A) Schéma du flux de préparation des échantillons à l’aide d’une boîte de lamelle interchangeable (« chambre »). (B) Photo de la chambre démontée et de ses composants individuels. (C) Photo de la chambre entièrement assemblée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/67617fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Vidéo supplémentaire 1 : S. aureus persister. Fichier vidéo contenant les images de la figure 1A. En bref, S. aureus portant un rapporteur transcriptionnel GFP pour un gène d’intérêt a été traité pendant 24 heures avec un antibiotique, lavé avec du PBS, puis ensemencé sur un tampon d’agarose fabriqué avec du CA-MHB plus de l’iodure de propidium (1,6 μM) et du chloramphénicol (10 μg/mL) pour l’imagerie pendant la récupération. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS1_S-aureus_persister_video.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 2 : P. aeruginosa persistant. Fichier vidéo contenant les images de la figure 1B. En bref, P. aeruginosa portant un rapporteur translationnel lié à mScarlet pour une protéine d’intérêt a été traité pendant 5 h avec un antibiotique, lavé avec du PBS, puis ensemencé sur un tampon d’agarose fabriqué avec BSM plus Tet (75 μg/mL) pour l’imagerie pendant la récupération26. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS2_Paeru-fluorescent-persister.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 3 : S. aureus pendant le traitement antibiotique. Une culture stationnaire de S. aureus cultivée dans un milieu riche chimiquement défini a été ensemencée dans des coussinets d’agarose fabriqués à partir du milieu conditionné sans cellules de la culture avec de l’iodure de propidium (1,6 μM) et de la délafloxacine (5 μg/mL). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS3_S-aureus_treatment.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 4 : P. aeruginosa pendant le traitement antibiotique. Une culture en phase stationnaire de P. aeruginosa cultivée dans des MSB a été ensemencée sur des coussinets d’agarose fabriqués à partir de milieux conditionnés sans cellules à partir d’une culture de P. aeruginosa cultivée dans des MSB en parallèle ; le tampon d’agarose contenait également de l’iodure de propidium (16 μM) et de la lévofloxacine (5 μg/mL). Cette vidéo a été adaptée avec la permission de Hare et al.15. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS4_P-aeruginosa_treatment.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 5 : S. aureus pendant la récupération post-antibiotique. S. aureus a été cultivé jusqu’à la phase stationnaire dans des milieux riches chimiquement définis. Les cultures en phase stationnaire ont été traitées avec 5 μg/mL de délafloxacine dans des tubes à essai pendant 24 h, lavées avec du PBS, puis ensemencées dans des tampons d’agarose CA-MHB sans antibiotiques contenant de l’iodure de propidium (1,6 μM) pour l’imagerie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS5_S-aureus_recovery.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 6 : P. aeruginosa pendant la récupération post-antibiotique. Une culture stationnaire de P. aeruginosa cultivée dans des MSB a été traitée avec 1 μg/mL de lévofloxacine dans des tubes à essai pendant 7 h, lavée avec du PBS, puis ensemencée dans des tampons d’agarose BSM sans antibiotiques contenant de l’iodure de propidium (16 μM) pour l’imagerie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS6_P-aeruginosa_recovery.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 7 : Exemple d’acquisition d’image optimale. Cette vidéo est le canal de phase de la vidéo supplémentaire 4 avant le traitement de l’image, comme exemple d’une acquisition time-lapse optimale. Notez la dérive minimale, l’éclairage stable et le maintien de la mise au point tout au long de l’expérience. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS7_uncorrected-Paeru.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 8 : Exemple d’acquisition d’image sous-optimale en raison de la condensation. Cette vidéo montre une partie d’une expérience où l’acquisition de l’image a été affectée par une mauvaise mise au point, probablement due à la condensation sur la chambre due à un chauffage inadéquat de l’échantillon et/ou à une surhumidification de l’environnement d’imagerie. L’échantillon imagé était un P. aeruginosa traité à la lévofloxacine pendant la récupération post-antibiotique sur un tampon d’agarose BSM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS8_Suboptimal_Imaging_Condensation.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Vidéo supplémentaire 9 : Exemple d’acquisition d’image sous-optimale en raison de la dérive. Cette vidéo montre une partie d’une expérience où l’acquisition de l’image a été affectée par la dérive de l’échantillon, probablement en raison de la déshydratation et du rétrécissement/soulèvement du tampon d’agarose de la lamelle. L’échantillon imagé était celui de P. aeruginosa sur un tampon d’agarose contenant de la lévofloxacine et de l’iodure de propidium. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/VideoS9_Suboptimal_Drift.avi" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
Fichier supplémentaire 1 : 25mm-3D-divider-for-35mmBioptechs.stl <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67617/25mm-3D-divider-for-35mmBioptechs.stl" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

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