Name: Préparation de plaquettes humaines lavées pour des études quantitatives de flux métaboliques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-10T14:55:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Apprenez à isoler des plaquettes humaines lavées pour des analyses métaboliques quantitatives. Cette méthode permet d'étudier l'impact des œstrogènes sur le métabolisme et les risques thrombotiques.

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L’étude a reçu l’approbation de l’Institutional Review Board du campus médical Anschutz de l’Université du Colorado. Le consentement écrit de tous les participants à l’étude a été obtenu. Les participants ont déclaré qu’ils n’avaient pas consommé d’alcool au cours des 48 heures précédentes ni d’anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) au cours des dix jours précédents. Ce projet est soutenu par le National Heart, Lung, and Blood Institute des National Institutes of Health sous le numéro de bourse R61HL141794.
1. Prélèvement sanguin
<ol>
	<li>Préparez-vous pour la prise de sang. Il est recommandé que le prélèvement sanguin soit effectué par un phlébotomiste qualifié.</li>
	<li>Effectuez une ponction veineuse sur l’intérieur du bras à l’aide d’une aiguille de 19 G.</li>
	<li>Recueillir les premiers ~2 mL dans un vacutainer sans additif et l’éliminer. Il s’agit d’éliminer les molécules de signalisation chimiques des cellules endothéliales endommagées qui peuvent activer les plaquettes. Une fois les 2 mL initiaux prélevés, retirer le garrot pour réduire la contrainte de cisaillement sur les plaquettes.</li>
	<li>Prélever le reste du sang dans des vacutainers antiocoagulants de citrate de dextrose (ACD-A) dans un rapport de 14:3 (sang :ACD-A). Retournez doucement chaque vacutainer après le prélèvement sanguin pour mélanger le sang et l’anticoagulant.</li>
</ol>
2. Lavage des plaquettes
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67639/67639fig01.jpg"> 
Figure 1 : Étapes successives de centrifugation et de remise en suspension impliquées dans le lavage des plaquettes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67639/67639fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
REMARQUE : Évitez la génération de bulles d’air. Utilisez des pipettes de transfert pour éliminer les bulles lorsqu’elles se forment, en particulier avant la centrifugation. Chaque fois que les tubes de sang/plaquettes sont ouverts/fermés, il est recommandé de respirer dans le tube avant de fermer le capuchon pour augmenter le niveau de CO2 .
<ol>
	<li>Préchauffez la centrifugeuse à 37 °C pour réduire les effets de la température. Entre chaque étape de centrifugation du protocole, maintenez la centrifugeuse à 37 °C.</li>
	<li>Préchauffer le bain-marie à 37 °C. Placez le tampon Tyrode modifié avec du glucose dans le bain-marie. REMARQUE : la recette modifiée du tampon de Tyrode se trouve dans le fichier supplémentaire 1.</li>
	<li>Combinez le sang total recueilli de tous les vacutainers dans des tubes coniques en polypropylène de 50 ml. À l’aide d’une pointe de pipette coupée en biseau à un angle de 45°, prélevez le volume d’échantillon approprié pour effectuer un comptage cellulaire (voir Comptage cellulaire).</li>
	<li>Éliminez toutes les bulles générées par l’aspiration soigneuse à l’aide d’une pipette de transfert à alésage étroit.</li>
	<li>Laissez le sang reposer dans un bain-marie pendant 25 minutes à 37 °C Cela permet aux plaquettes dans un état d’activation réversible (après avoir été retirées du corps, transférées d’un tube à l’autre, etc.) de revenir à un état de repos.</li>
	<li>Pour éviter l’activation pendant la centrifugation, ajoutez 500 nM de prostaglandine I2 (PGI2) et 0,02 U/mL d’apyrase au sang total et mélangez doucement en inversant une fois.  Retirez toutes les bulles générées à l’aide d’une pipette de transfert à alésage étroit. REMARQUE : Les instructions pour une bonne recette d’IGP2 et d’apyrase se trouvent dans le dossier supplémentaire 1.</li>
	<li>Centrifuger le sang total pour obtenir du plasma riche en plaquettes (PRP) (15 minutes à 250 x g pour 42 mL de sang total) sans frein (37 °C).</li>
	<li>Prélever délicatement le PRP (couche supérieure jaune au-dessus de la couche leucocytaire et de la couche de sang rouge) dans un nouveau tube conique de 50 ml à l’aide d’une pipette de transfert à large diamètre.</li>
	<li>Lors du transfert, inclinez un tube conique propre et faites glisser doucement le PRP sur le côté du tube. Évitez les bulles d’air.</li>
	<li>Laissez environ 3 mm de PRP derrière vous pour éviter de perturber la couche leucocytaire (la couche de globules blancs entre le PRP et le sang rouge). S’il est dérangé, cela ressemblera à un tourbillon soudain de blanc dans la pipette de transfert.</li>
	<li>Prenez le comptage des cellules (voir Comptage des plaquettes) pour déterminer le volume de remise en suspension pour l’étape de lavage suivante.</li>
	<li>Laisser reposer 10 minutes à 37 °C.</li>
	<li>À l’aide d’une pointe de pipette coupée en biseau, prélevez l’échantillon pour la cytométrie en flux (voir Cytométrie en flux).</li>
	<li>Ajouter 500 nM d’IGP2 et 0,02 U/mL d’apyrase au PRP et mélanger en inversant doucement une fois.</li>
	<li>Centrifuger pendant 10 minutes à 1000 x g à 37 °C (accélération : 0, frein : 0). Ne pas utiliser le frein. La pastille n’est pas compacte et un freinage soudain peut provoquer un remixage.</li>
	<li>Pendant la centrifugation, déterminez le volume de remise en suspension. Supposons une récupération de 75 %. Rendre la densité cellulaire d’environ 3x105 cellules/μL.</li>
	<li>Aspirer le surnageant à l’aide d’une pipette de transfert en plastique à large diamètre pour le volume en vrac et d’une pipette de 1 mL (pointe non coupée) pour le reste du liquide près de la pastille. Évitez de toucher les granulés au fond du tube.</li>
	<li>Ajouter 500 nM d’IGP2 et 0,02 U/mL d’apyrase au tampon de Tyrode modifié. Ajoutez lentement la quantité calculée de tampon à partir de l’étape 16 en coulant sur le côté du tube conique.</li>
	<li>À l’aide d’une pointe coupée en biseau et d’une pointe de pipette de 1 ml, remettre doucement la pastille en suspension en la pipetant doucement de haut en bas à plusieurs reprises.<ol>
		<li>Réglez le volume sur 300 μL, enfoncez complètement le piston au-dessus de la ligne de liquide, puis placez la pipette sous le liquide et remontez jusqu’à la première butée. Cela permettra au scientifique de remettre la pastille en suspension sans créer accidentellement de bulles d’air qui pourraient activer les plaquettes.</li>
		<li>Parfois, il y a un anneau de globules rouges visibles au fond de la cuillette. Évitez de le suspendre à nouveau.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Une fois la pastille remise en suspension, utilisez une pipette de transfert à large diamètre pour transférer la pastille remise en suspension dans un nouveau tube conique, en laissant derrière elle les globules rouges ou les cellules visiblement agglomérées.</li>
	<li>Répétez les étapes 11 à 20. Assurez-vous d’ajouter 500 nM d’IGP2 et 0,02 U/mL d’une aliquote fraîche au tampon de Tyrode modifié (ne réutilisez pas le tampon de Tyrode modifié de l’étape 18, l’IGP2 est trop instable).</li>
	<li>Prélever un échantillon pour numération cellulaire. Ajustez la concentration plaquettaire au besoin avec le tampon de Tyrode modifié.</li>
	<li>Utilisez une pointe de pipette à coupe en biseau pour prélever un échantillon pour la cytométrie en flux.</li>
	<li>Laissez les plaquettes reposer pendant 1 h à 37 °C pour laisser le temps aux inhibiteurs de s’estomper et permettre à toute plaquette activée de manière réversible de revenir à un état de repos.</li>
	<li>Mélangez délicatement à l’aide d’une pipette à gros calibre. Prélever des échantillons pour la cytométrie en flux.</li>
	<li>Les plaquettes lavées et au repos sont maintenant prêtes à être utilisées pour l’analyse métabolique.</li>
</ol>
3. Comptage des plaquettes
<ol>
	<li>Les plaquettes peuvent être comptées à l’aide d’un compteur de cellules sanguines automatisé (suivre les instructions du fabricant) ou d’un hémocytomètre33.</li>
</ol>
4. Cytométrie en flux
<ol>
	<li>Préparation<ol>
		<li>Des protocoles détaillés et des revues des meilleures pratiques pour la mise en place de mélanges d’anticorps et la préparation du cytomètre en flux pour mesurer l’activation plaquettaire peuvent être trouvés ailleurs34,35.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Échantillonnage<ol>
		<li>Lors du prélèvement d’un échantillon pour la cytométrie en flux, prélever la suspension plaquettaire à l’aide d’une pointe de pipette à coupe en biseau. Ajoutez-le lentement dans le tube de microcentrifugation avec des anticorps, puis effleurez doucement pour mélanger. Laisser incuber pendant 30 s.</li>
		<li>À l’aide de la pointe de pipette à coupe biseautée, transférez le mélange de suspension plaquettaire et d’anticorps dans le puits approprié sur la plaque à 96 puits.</li>
		<li>Ajouter immédiatement le fixateur au puits pour fixer les cellules.</li>
		<li>Fonctionner sur cytomètre en flux dans les 8 heures suivant la fixation.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Tests de sensibilité des agonistes<ol>
		<li>Après le lavage, réservez 2 tubes coniques de 15 ml, un pour le contrôle au repos et un comme contrôle activé par la thrombine.</li>
		<li>Pipetez doucement 100 μL de suspension plaquettaire dans chaque tube conique à l’aide d’une pointe de pipette coupée en biseau. Laisser reposer à 37 °C pendant 1 h.</li>
		<li>Après l’heure de repos, ajoutez 0,1 U/mL de thrombine dans un tube (les instructions pour la préparation de la thrombine se trouvent dans le fichier supplémentaire 1) et le véhicule dans l’autre. Incuber à 37 °C pendant 15 min.</li>
		<li>Prélever un échantillon de cytométrie en flux de chaque tube pour déterminer la sensibilité des plaquettes à l’agoniste.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Échantillonnage pour l’analyse quantitative des flux métaboliques
<ol>
	<li>Trempe REMARQUE : L’extinction du métabolisme est une étape nécessaire pour mesurer des flux métaboliques précis. Le refroidissement rapide des cellules et le maintien de leur température à 4 °C ou moins ralentissent suffisamment le métabolisme pour que l’on puisse supposer qu’il est essentiellement arrêté, de sorte que les cellules échantillonnées reflètent avec précision le métabolisme des cellules de la masse. Il existe une variété de méthodes qui peuvent être utilisées, mais pour équilibrer la nécessité d’un refroidissement rapide et la minimisation des fuites, utilisez une solution saline normale36 froide (-4 °C). Si le sel interfère avec l’analyse ultérieure, un autre fluide peut être utilisé (méthanol/eau, éthanol, etc.)37.<ol>
		<li>Préparez et congelez des aliquotes de solution saline normale. Réaliser chaque aliquote saline à 6 fois le volume de l’échantillon souhaité. REMARQUE : la recette normale de solution saline se trouve dans le fichier supplémentaire 1.</li>
		<li>Pré-refroidissez la microcentrifugeuse à 0 °C.</li>
		<li>Prélever la suspension plaquettaire dans une solution saline normale partiellement congelée (&lt; -4 °C) dans un rapport de 1:6 (p. ex., prélever 150 μL de suspension plaquettaire dans 750 μL de solution saline dans des tubes de microcentrifugation). REMARQUE :Ne laissez pas la solution plaquettaire/saline sur de la glace pendant plus de 15 min.</li>
		<li>Centrifugeuse à 16 000 x g, 0 °C pendant 10 min.</li>
		<li>Conservez le surnageant pour l’analyse externe des métabolites et la pastille pour l’extraction et la mesure des métabolites intracellulaires. Stockez les deux à -20 °C jusqu’à ce qu’ils soient prêts pour l’analyse.</li>
		<li>Répétez ce processus sur l’intervalle de temps et le nombre de points de temps d’échantillonnage souhaités.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Extraction intracellulaire des métabolites<ol>
		<li>Ajoutez 0,5 ml d’eau au méthanol 7:3 pré-refroidie à -20 °C à la pastille trempée. Agiter vigoureusement pendant 1 min.</li>
		<li>Congelez dans de l’azote liquide, décongelez à 0 °C, puis répétez l’opération pour 2 cycles supplémentaires.</li>
		<li>Centrifuger les suspensions à 16 000 x g pendant 10 minutes à -4 °C.</li>
		<li>Recueillir le surnageant dans un nouveau tube de microcentrifugation.</li>
		<li>Utilisez la pastille de l’étape 3 et répétez le protocole d’extraction (étapes 1-3) avec 50:50 méthanol :eau. Ajoutez le deuxième extrait collecté au premier. Sécher pendant la nuit.</li>
		<li>Remettre l’extrait séché en suspension dans 150 μL d’eau de qualité LC-MS (ou un autre dissolvant approprié pour l’analyse prévue). Mélanger pendant 15 minutes à 4 °C. Agiter brièvement le tourbillon et transférer dans des tubes de microcentrifugation de 0,22 μm pour éliminer les débris cellulaires. Centrifuger pendant 5 minutes à 16 000 x g et 4 °C.</li>
		<li>Retirer de la centrifugeuse, pipeter 50 μL d’eau optima supplémentaire sur le filtre et centrifuger à nouveau (5 min, 16 000 x g et 4 °C) pour rincer le filtre. Collecter pour analyse.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Isolement des plaquettes quiescentes pour la recherche métabolique

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</ol>

<table><tbody><tr><td>0,22 et micro ; Filtre M Tubes Spin-X</td><td>Millapore-Sigma</td><td>CLS8160</td><td>Préparation</td></tr> des <tr><td>réactifs 19 G x 3/4" Aiguille</td><td>McKesson Corporation</td><td>448406</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>21 G Aiguille de 1,5 pouce avec luer lock</td><td>Amazon</td><td>B0C39PJD23</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>Plaque à 96 puits, demi-zone</td><td>Greiner Bio-One</td><td>675101</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>ACD-A vaccutainers&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>364606</td><td>Adaptateur de phlébotomie</td></tr><tr><td></td><td>McKesson Corporation</td><td>609</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>Écouvillon d’alcool</td><td>VWR</td><td>15648-916</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>Apyrase de pommes de terre</td><td>Sigma</td><td>A6410-100UN Préparation de</td><td>réactif</td></tr><tr><td>CD42a Anticorps monoclonal</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>48-0428-42</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>Réfrigérée microcentrifugeuse&nbsp ;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>75002441</td><td>Quenching</td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma</td><td>G7021</td><td>Préparation de réactifs</td></tr><tr><td>FITC Anticorps anti-fibrinogène</td><td>Abcam</td><td>4217</td><td>Cytométrie</td>en</tr><tr><td>flux Cytométrie en flux</td><td>Beckman Coulter</td><td>82922828</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>Gauze</td><td>VWR</td><td>76049-110</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>Glycérol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G5516</td><td>Préparation de réactif</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034</td><td>Préparation de réactif</td></tr><tr><td>Alpha-thrombine humaine</td><td>Prolytix</td><td>HCT-0020</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td>Préparation de réactif</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5655</td><td>Préparation de réactif</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>M8266</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>Tubes à microcentrifugeuse</td><td>VWR</td><td>87003-292</td><td></td></tr><tr><td>General Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S3264</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich S7653</td><td></td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>Pipette de transfert à alésage étroit</td><td>VWR</td><td>16001-176</td><td>Lavage des plaquettes</td></tr> Solution <tr><td>de paraformaldéhyde, 4 % dans PBS</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-281692</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>PECy5 Souris anti-humaine CD62P</td><td>BD Pharmingen</td><td>551142</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>Couvercle de plaque</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AB0626</td><td>Cytométrie en flux</td></tr><tr><td>Polypropylène 15 mL Tubes coniques</td><td>VWR</td><td>89039-658</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>Polypropylène 50 mL Tubes coniques</td><td>VWR</td><td>352070</td><td>Lavage des plaquettes</td></tr><tr><td>Prostaglandine I2 (sel de sodium)</td><td>Cayman Chemical</td><td>18220</td><td>Préparation des réactifs</td></tr><tr><td>SKC Inc. C-Chip Hémocytomètres jetables</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-600-100</td><td>Seringue de comptage cellulaire</td></tr><tr><td></td><td>BD Pharmingen</td><td>14-823-41</td><td>Préparation</td></tr> <tr><td>des réactifsGarrot</td><td>VWR</td><td>76235-371</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>Vacutainer porte-aiguille</td><td>BD</td><td>364815</td><td>Phlébotomie</td></tr><tr><td>Vortexer</td><td>VWR</td><td>102091-234</td><td>Préparation de réactif</td></tr><tr><td>Bain d’eau</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>TSGP02</td><td>Lavage des plaquettes</td></tr><tr><td>Pipette de transfert à large diamètre</td><td>VWR</td><td>76285-362</td><td>Lavage des plaquettes</td></tr></tbody></table>

préparation de plaquettes humaines lavées pour des études quantitatives de flux métaboliques

Preparation of Washed Human Platelets for Quantitative Metabolic Flux Studies

Les résultats représentatifs de la figure 2 représentent 6 donneurs de sang différents, dont 3 hommes et 3 femmes. Le rendement plaquettaire par rapport au sang total est illustré à la figure 2A. La récupération plaquettaire finale était en moyenne de 52 % ± 3 % (écart-type, n = 6). La numération plaquettaire finale par rapport à la contamination par les globules blancs a été mesurée à l’aide d’un analyseur d’hématologie automatisé. Le nombre de globules blancs ...

Préparation de plaquettes humaines lavées pour des études quantitatives de flux métaboliques

Platelets are blood cells that play an integral role in hemostasis and the innate immune response. Platelet hyper- and hypoactivity have been implicated ...

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JoVE Journal

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Biologie

Cette vidéo démontre une technique de différenciation des mégacaryocytes et de formation des plaquettes. Les cellules souches progénitrices hématopoïétiques – isolées du sang de cordon ombilical humain – se différencient en mégacaryocytes matures en présence de thrombopoïétine. Les mégacaryocytes matures produisent des extensions cytoplasmiques appelées proplaquettes, qui donnent naissance à des plaquettes individuelles.

Méthode in vitro pour la différenciation des mégacaryocytes et la formation plaquettaire

Cette vidéo présente une analyse turbidimétrique permettant d’évaluer l’agrégation plaquettaire induite par le collagène dans des plaquettes humaines prétraitées et lavées. Les puits de contrôle montrent une agrégation induite par le collagène, tandis qu’une forte concentration d’inhibiteurs bloque les canaux de la pannexine-1, inhibant ainsi l’agrégation plaquettaire induite par le collagène, évidente par une turbidité inchangée.

Une analyse turbidimétrique pour surveiller l’agrégation induite par le collagène des plaquettes humaines prétraitées

leucocytes du sang et de plaquettes peuvent être utilisé comme un marqueur de la santé bioénergétique globale d'un individu et ainsi avoir la possibilité de surveiller les processus pathologiques et l'impact des traitements. Nous décrivons ici un procédé pour isoler et mesurer la fonction mitochondriale et de la poussée oxydative dans ces cellules.

Bioénergétique et les oxydatif: Protocoles pour l&#39;isolement et l&#39;évaluation des leucocytes humains et plaquettes

Ici , nous montrons les plaquettes humaines isolées peuvent être utilisées comme accessibles modèle ex vivo pour étudier les adaptations métaboliques en réponse au complexe I inhibiteur de la roténone. Cette approche utilise le traçage isotopique et la quantification relative par spectrométrie de masse Chromatographie en phase liquide, et peut être appliquée à une variété de modèles d'étude.

LC-MS Analyse des plaquettes humaines en tant que plate-forme pour l&#39;étude du métabolisme mitochondrial

Nous décrivons un procédé simple pour l'isolement des plaquettes lavées à partir de sang humain suivie par des mesures de l'agrégation plaquettaire induite par l'agoniste par turbidimétrie. À titre d'exemple, nous appliquons cette méthode pour étudier la réponse d'agrégation des plaquettes sanguines humaines au collagène après une pré-incubation avec l'inhibiteur du canal Pannexin1 bleu brillant FCF.

Turbidimétrie sur Human Washed: L&#39;effet Plaquettes du Pannexin1 inhibiteur bleu brillant FCF sur l&#39;agrégation induite par le collagène

Ce travail décrit une méthode à base de microscopie à fluorescence pour l'étude de l'adhérence plaquettaire, de la propagation et de la sécrétion sous l'écoulement. Cette plate-forme polyvalente permet l'étude de la fonction plaquettaire pour la recherche mécanistique sur la thrombose et l'hémostase.

Imagerie en cellules vivantes de la dégranulation et de la sécrétion de plaquettes sous le flux

Dans cet article, nous décrivons une méthode pour évaluer endothéliales von Willebrand libération du facteur et les plaquettes suivantes de saisie sous la contrainte de cisaillement fluide en réponse à des stimuli inflammatoires à l’aide d’un système de chambre in vitro flux.

Enquêter sur von Willebrand facteur physiopathologie en utilisant un modèle de chambre d’écoulement de von Willebrand Factor-plaquettes String Formation

Leucocytes avidement interagissent avec les cellules vasculaires et plaquettes après blessure de mur de navire ou lors d’une inflammation. Nous décrivons ici un simple test à flux laminaire pour caractériser les mécanismes moléculaires qui sous-tendent les interactions entre les leucocytes et leurs partenaires cellulaires.

Analyses d’enquêter sur le recrutement des leucocytes sur les cellules vasculaires et plaquettes adhérentes à flux laminaire

Ici, le sang de la souris a été recueilli en présence d’un anti-coagulant. Les plaquettes ont été purifiées par le milieu gradient Iohexol en utilisant une centrifugation à faible vitesse. Les plaquettes ont été activées avec la thrombine pour enquêter si elles étaient viables. La qualité des plaquettes purifiées a été analysée par cytométrie en flux et microscopie.

Purification des plaquettes du sang de souris

La formation de plaquettes procoagulantes a été corrélée à un risque accru de thrombose. Voici un protocole précis d’isolement des plaquettes lavées du sang humain, destiné à quantifier l’exposition à la phosphatidylsérine et la libération de microvésicules, qui sont des caractéristiques distinctives des plaquettes procoagulantes.

Caractérisation des plaquettes procoagulantes par mesure de l’exposition à la phosphatidylsérine et de la libération de microvésicules à partir de plaquettes humaines purifiées

Ici, nous décrivons en détail les méthodes d’extraction des macrophages de la moelle osseuse, de la rate et du cœur infarctus, puis d’évaluation du flux métabolique dans les cellules vivantes.

Analyse du flux métabolique ex vivo dans les macrophages spléniques et cardiaques et les monocytes de la moelle osseuse

Apprenez à isoler des plaquettes humaines lavées pour des analyses métaboliques quantitatives. Cette méthode permet d'étudier l'impact des œstrogènes sur le métabolisme et les risques thrombotiques.

Préparation de plaquettes humaines lavées pour des études quantitatives de flux métaboliques

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