Name: Un modèle de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris : traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme (CHILD) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-02-07T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Découvrez le modèle CHILD de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris pour étudier les conséquences neurologiques à long terme. Cette méthode permet d'évaluer les altérations comportementales et neuro-inflammatoires après traumatisme crânien léger.

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Les expériences ont été reproduites sur 2 sites, l’Université de Bordeaux (France) et l’Université de California Riverside (CA, USA).
À Bordeaux, toutes les expériences ont été réalisées sur des souris mâles et femelles P17 C57Bl6J élevées dans l’animalerie de l’Université. Les premiers reproducteurs ont été obtenus d’une source commerciale et élevés dans des conditions standard avec un cycle sombre/lumière de 12/12 h, une température de 21 °C ± 1 °C et un taux d’humidité de 55 % ± 10 %, et de la nourriture et de l’eau fournies à volonté. Les procédures expérimentales sont conformes aux règlements de la Commission de protection des animaux de l’Université de Bordeaux, aux lois françaises régissant l’utilisation des animaux de laboratoire (autorisation #29324-2021012118549817 v3), aux directives du Conseil européen (86/609/CEE) et aux directives ARRIVE. Ce protocole, étant un modèle bénin de lésion cérébrale traumatique, ne produit pas de douleur ou de détresse. En tant que tel, il ne nécessite pas de gestion spécifique de la douleur en dehors de la gestion régulière de la douleur. Le sevrage des petits (TCC, Shams) était efficace à la P25.
À Riverside, des souris femelles C57Bl6J enceintes E13 ont été obtenues commercialement, et toutes les expériences ont été réalisées sur les portées résultantes chez des petits mâles et femelles âgés de P17. Les animaux ont été élevés avec un cycle automatisé d’obscurité/lumière de 12/12 h et une température de 21 °C. Les barrages et les petits avaient un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau. Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le Riverside Institutional Animal Care and Use Committee de l’Université de Californie et étaient conformes à la loi sur le bien-être des animaux et à la politique du service de santé publique. Tous les petits (TBI, Sham) de cet établissement ont été sevrés le P21.
Les détails des animaux, des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.
1. Démarches préalables
<ol>
	<li>Pour éviter l’hypothermie, réchauffez à l’avance la chambre d’induction de l’anesthésie et les cages de récupération à l’aide de coussins chauffants.</li>
	<li>Réglez l’appareil stéréotaxique avec l’impacteur monté à un angle de 90°.</li>
	<li>Vérifiez que toutes les pièces sont correctement serrées et sécurisées et que le piston est fermement vissé à l’impacteur.</li>
	<li>Découpez une feuille d’aluminium qui s’adaptera à l’appareil stéréotaxique (dans ce cas, 18 cm x 30 cm). L’aluminium utilisé ici est de qualité standard en aluminium. Enveloppez le cadre stéréotaxique avec la feuille pour former un coussin sur lequel l’animal sera allongé. Fixez la position et la tension de la feuille avec du ruban adhésif de laboratoire ordinaire afin de supporter le poids de l’animal.</li>
	<li>Allumez le contrôleur de l’impacteur et, en fonction de la gravité de la blessure, réglez la vitesse d’impact sur 2 m.s-1 pour le grade 1 (G1) ou 3 m.s-1 pour le grade 2 (G2) pour un impact plus grave (la modification de ce paramètre aura un impact sur la gravité de la commotion cérébrale).</li>
	<li>Lestez les animaux. À P17, le poids des animaux doit être supérieur à 5,9 g pour les souris C57Bl6. Les animaux qui tombent en dessous de ce poids sont exclus. REMARQUE : Pour certaines études, des souris CD1 ont été utilisées, et pour P17, le seuil a été fixé à plus de 6,5 g (données personnelles).</li>
</ol>
2. Procédure de lésion cérébrale traumatique légère chez les mineurs
<ol>
	<li>Anesthésie la souris avec une exposition de 5 minutes à l’isoflurane. Réglez la composition gazeuse sur un mélange de 2,5 % (dans ce cas, le support est un mélange d’air synthétique avec 21 % d’oxygène) avec un débit de 1,5 L/min. REMARQUE : À partir de cette étape, toutes les actions doivent être effectuées rapidement, car les animaux non impactés se réveilleront dans les 5 minutes.</li>
	<li>Placez la tête de la souris sous l’impacteur. Le chiot doit être étalé sur toutes les longueurs. La pointe a un diamètre de 3 mm et est recouverte de caoutchouc pour minimiser l’effet du métal sur le crâne.</li>
	<li>Abaissez l’impacteur en basculant le bouton sur la position Étendre .</li>
	<li>Abaissez grossièrement l’impacteur et positionnez la souris de manière à ce qu’il se trouve juste entre les oreilles. Ensuite, faites glisser la souris de manière à ce que l’extrémité du piston soit déplacée vers l’avant jusqu’à l’équivalent d’une pointe de piston et d’une pointe de piston à gauche de l’animal (voir Figure 1). REMARQUE : Les animaux factices, sont positionnés légèrement à l’écart du piston (aucune partie de l’animal ne doit être touchée).</li>
	<li>Abaissez l’élément de frappe de manière à ce qu’il entre en contact avec la tête de l’animal (figure 1E2).</li>
	<li>Réglez l’élément de frappe sur Rétractable (Figure 1E3).</li>
	<li>Afin de déterminer la gravité de la blessure, déplacez le piston de 1 mm vers le bas pour le grade 1 (G1). Pour les chocs de grade 2 (G2) plus sévères, abaissez le piston de 3 mm (Figure 1E4).</li>
	<li>Réglez le temps d’arrêt à 0,1 s quelle que soit la gravité (la modification de ce paramètre n’aura pas d’impact sur la gravité de la commotion cérébrale).</li>
	<li>Appuyez sur Impact sur le bouton droit (Figure 1E5).</li>
	<li>Réglez rapidement le bouton gauche en position d’arrêt afin que le système ne surchauffe pas. Pour plus d’informations, reportez-vous à l’organigramme (Figure 2).</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67667/67667fig01.jpg"> 
Figure 1 : Positionnement de l’embout de l’élément de frappe. (A) L’embout de l’élément de frappe est d’abord positionné sur la ligne médiane entre les oreilles. (B) La pointe est ensuite déplacée de 3 mm vers l’avant (l’équivalent du diamètre d’une pointe). (C) Enfin, l’extrémité du piston est déplacée de 3 mm sur le côté gauche de la souris. (D, E) Positions possibles de l’embout de l’impacteur par rapport au canon magnétique. (D) L’élément de frappe a 3 positions par rapport au corps du piston (neutre, rétracté ou étendu/impact) avec une portée de 5 mm entre elles. E) Positions de l’extrémité de l’élément de frappe par rapport à la surface du crâne aux différentes étapes de la procédure. (1) Position de l’élément de frappe en position neutre ; (2) le piston est déplacé pour toucher doucement le crâne de l’animal (étape 2.5) ; (3) l’élément de frappe est alors réglé pour se rétracter (étape 3.6) ; (4) L’ensemble du corps de l’élément de frappe est déplacé de x mm vers le bas (étape 2.7). Pour le grade G1, une vitesse d’impact (y) de 2 m.s-1 avec une profondeur de 1 mm (x) pour G1 ou une vitesse d’impact (y) de 3 m.s-1 avec une profondeur de 3 mm (x) pour G2. (5) Une fois l’impact du levier enfoncé, l’extrémité de l’impacteur se déplace de x mm sous la surface du crâne à une vitesse y pendant le temps d’arrêt lors du retour à la position neutre. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67667/67667fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67667/67667fig02.jpg"> 
Figure 2 : Organigramme CHILD. Organigramme détaillant les étapes à suivre pour induire l’ENFANT chez les souris PND17, codé par couleur pour indiquer les différentes phases de l’induction de la commotion cérébrale. Les photographies de l’installation comprennent (A) l’ensemble de l’installation d’induction CHILD (l’appareil d’anesthésie n’est pas visible), y compris le contrôleur d’impact, l’appareil stéréotaxique avec l’impacteur et l’embout positionnés au-dessus d’une feuille d’aluminium tendue et la boîte de récupération située sur le dessus d’un coussin chauffant. (B) Pointe d’impact en caoutchouc (3 mm) avec échelle. (C) Le dispositif stéréotaxique avec une feuille d’étain tendue sur le cadre stéréotaxique et le solénoïde de l’impacteur avec l’extrémité de l’impact positionnée au-dessus de la feuille. (D) Chambre de récupération posée sur le coussin chauffant. (E) Le contrôleur d’impact avec deux interrupteurs de commande, mis en évidence comme dans l’organigramme (case rouge = étendre/rétracter/éteindre ; boîte violette = bascule d’impact). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67667/67667fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
3. Suivi post-traumatique
REMARQUE : Les étapes suivantes peuvent être enregistrées sur vidéo pour une analyse hors ligne, ce qui permet à l’expérimentateur d’effectuer CHILD sur plusieurs animaux à la suite. Néanmoins, des évaluations régulières et répétées du bien-être des animaux doivent être effectuées.
<ol>
	<li>Notez la durée de l’apnée, le cas échéant (immédiatement après l’impact), et s’il y a eu une rotation de la tête pendant l’impact.</li>
	<li>Positionnez la souris sur son flanc droit dans une cage de récupération.</li>
	<li>Notez le temps de redressement de la souris (cabré sur 4 pattes) et le temps de reprise d’un comportement exploratoire. En règle générale, les souris simulées se réveillent dans les 3 à 4 minutes et reprennent un comportement exploratoire 3 à 4 minutes plus tard (Figure 3). Les souris ENFANT se réveillent dans les 7 à 12 minutes suivant l’impact (Figure 3A) et reprennent l’exploration dans les 12 à 18 minutes suivant l’impact (Figure 3B), selon le sexe et la gravité de l’impact (Figure 3A,B). REMARQUE : Si l’animal touché ne reprend pas son comportement exploratoire dans les 30 minutes, l’animal est exclu.</li>
	<li>Une fois complètement rétablis, retournez les animaux dans leur cage d’origine. À ce stade, le comportement des souris fictives et des souris CHILD (gravité G1 ou G2) devrait être exactement similaire, et les groupes d’animaux ne devraient pas être distinguables au sein de la portée. REMARQUE : Les animaux peuvent être maintenus jusqu’à 18 mois après la blessure14 dans les conditions indiquées au début des méthodes. Les évaluations des résultats comportementaux peuvent être effectuées à l’aide d’une batterie de tests en association avec des mesures IRM, l’imagerie miniscope, l’histologie et l’immunohistochimie12. L’immunohistochimie pour GFAP et NeuN peut être utilisée à des moments précoces pour valider le modèle et la présence de modifications tissulaires.</li>
</ol>
4. Immunohistochimie
REMARQUE : Un jour après la blessure, les animaux des groupes G2 et placebo (n = 4 souris pour G2 et n = 4 pour le placebo) ont été anesthésiés et perfusés par voie transcardiale avec du paraformaldéhyde (PFA) à 4 % préparé dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à 0,1 M, pH 7,4 à 4 °C. Les cerveaux ont été extraits10 du crâne et immergés dans la même solution de PFA pendant la nuit, puis transférés dans du PBS avec de l’azoture de sodium (0,1 %) avant d’être coupés. Des coupes coronales ont ensuite été préparées à 50 μm d’épaisseur à l’aide d’un vibratome. Pour un stockage prolongé, les sections ont été placées dans un milieu cryoprotecteur (30 % d’éthylène glycol et 20 % de glycérol dans du PBS) à -20 °C jusqu’à l’utilisation. Pour caractériser l’impact de la commotion cérébrale sur la gliose cérébrale et la perte neuronale, une immunohistochimie ciblant la GFAP et la NeuN a été réalisée comme décrit ci-dessous.
<ol>
	<li>Lavez les sections de cerveau 4 fois pendant 10 min dans PBS.</li>
	<li>Transvaser les sections dans une solution bloquante (1 % BSA, 0,3 % Triton X-100 dans PBS) pendant 10 min à température ambiante (RT).</li>
	<li>Incuber des sections pendant la nuit à 4 °C avec les anticorps primaires suivants dilués dans une solution bloquante : anti-GFAP de poulet (1:3000) et anti-NeuN de lapin (1:500).</li>
	<li>Lavez les tranches 4 fois pendant 10 min dans du PBS sous agitation.</li>
	<li>Ensuite, transférez les sections dans une solution bloquante contenant les anticorps fluorescents secondaires dilués 1:1000 pendant 1 h à RT, Alexa-Fluor-488-nm chèvre anti-lapin, et Alexa-Fluor-568-nm chèvre anti-poulet.</li>
	<li>Lavez ensuite les sections 4 fois pendant 10 min dans du PBS sous agitation.</li>
	<li>Montez les sections sur les glissières à l’aide d’un support de montage et ajoutez une lamelle. Maintenez les lames à 4 °C jusqu’à l’acquisition de l’image.</li>
	<li>Acquérir l’immunofluorescence à l’aide d’un microscope à épifluorescence et d’un logiciel de gestion de microfréquences. Utilisez un plugin d’assemblage avec un objectif 10x pour obtenir des images en mosaïque des hémisphères ipsilatéraux et controlatéraux. REMARQUE : La coloration du témoin négatif où l’anticorps primaire ou l’anticorps secondaire a été omis n’a montré aucun marquage détectable. Pour une analyse d’image plus détaillée, le logiciel Fiji15 peut être utilisé pour quantifier les paramètres d’immunocoloration dans diverses régions d’intérêt16.</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>Modèle CHILD — Récapitulation des commotions cérébrales juvéniles et des résultats à long terme chez la souris

<ol><li>Dewan, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+global+incidence+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Estimating the global incidence of traumatic brain injury.</a> J Neurosurg. 130 (4), 1080-1097 (2018).</li>
<li>Rivara, F. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistence+of+disability+24+to+36+months+after+pediatric+traumatic+brain+injury%3A+a+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Persistence of disability 24 to 36 months after pediatric traumatic brain injury: a cohort study.</a> J Neurotrauma. 29 (15), 2499-2504 (2012).</li>
<li>Fesharaki-Zadeh, A., Datta, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+preclinical+models+of+traumatic+brain+injury+%28TBI%29%3A+Relevance+to+pathophysiological+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cell+Neurosci%22%5BJournal%5D)">An overview of preclinical models of traumatic brain injury (TBI): Relevance to pathophysiological mechanisms.</a> Front Cell Neurosci. 18, (2024).</li>
<li>Panchenko, P. E., Hippauf, L., Konsman, J. P., Badaut, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Do+astrocytes+act+as+immune+cells+after+pediatric+TBI%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Do astrocytes act as immune cells after pediatric TBI.</a> Neurobiol Dis. 185, 106231(2023).</li>
<li>Kochanek, P. M., Wallisch, J. S., Bayır, H., Clark, R. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-clinical+models+in+pediatric+traumatic+brain+injury-challenges+and+lessons+learned%5BTitle%5D)+AND+%22Childs+Nerv+Syst%22%5BJournal%5D)">Pre-clinical models in pediatric traumatic brain injury-challenges and lessons learned.</a> Childs Nerv Syst. 33 (10), 1693-1701 (2017).</li>
<li>Smith, A. M., Grayson, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+strike+to+the+head%3A+Parallels+between+the+pediatric+and+adult+human+and+the+rodent+in+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">A strike to the head: Parallels between the pediatric and adult human and the rodent in traumatic brain injury.</a> J Neurosci Res. 102 (7), e25364(2024).</li>
<li>McNamara, E. H., Grillakis, A. A., Tucker, L. B., McCabe, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+closed-head+impact+model+of+engineered+rotational+acceleration+%28CHIMERA%29+as+an+application+for+traumatic+brain+injury+pre-clinical+research%3A+A+status+report%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">The closed-head impact model of engineered rotational acceleration (CHIMERA) as an application for traumatic brain injury pre-clinical research: A status report.</a> Exp Neurol. 333, 113409(2020).</li>
<li>Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+review+of+closed-head+injury+models+of+mild+traumatic+brain+injury+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A systematic review of closed-head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats.</a> J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).</li>
<li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+in+rodents+and+humans%3A+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).</li>
<li>Rodriguez-Grande, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gliovascular+changes+precede+white+matter+damage+and+long-term+disorders+in+juvenile+mild+closed+head+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury.</a> Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).</li>
<li>Ichkova, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+cerebrovascular+and+long-term+neurological+modifications+ensue+following+juvenile+mild+traumatic+brain+injury+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">Early cerebrovascular and long-term neurological modifications ensue following juvenile mild traumatic brain injury in male mice.</a> Neurobiol Dis. 141, 104952(2020).</li>
<li>Badaut, J., et al. Endocannabinoid-mediated rescue of somatosensory cortex activity, plasticity and related behaviors following an early in life concussion. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBadaut%2C+J+%22bioRxiv%22">bioRxiv</a>. , (2024).</li>
<li>Leyba, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurovascular+hypoxia+after+mild+traumatic+brain+injury+in+juvenile+mice+correlates+with+heart-brain+dysfunctions+in+adulthood%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Physiol%22%5BJournal%5D)">Neurovascular hypoxia after mild traumatic brain injury in juvenile mice correlates with heart-brain dysfunctions in adulthood.</a> Acta Physiol. 238 (2), e13933(2023).</li>
<li>Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aObenaus%2C+A+%22bioRxiv%22">bioRxiv</a>. , (2023).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+An+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: An open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Clément, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+mild+traumatic+brain+injury+elicits+distinct+spatiotemporal+astrocyte+responses%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses.</a> Glia. 68 (3), 528-542 (2020).</li>
<li>Drieu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+neuroinflammation+and+behavioural+deficits+after+single+mild+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Persistent neuroinflammation and behavioural deficits after single mild traumatic brain injury.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 42 (12), 2216-2229 (2022).</li>
<li>Obenaus, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+mild+juvenile+TBI+in+male+mice+leads+to+regional+brain+tissue+abnormalities+at+12+months+of+age+that+correlate+with+cognitive+impairment+at+the+middle+age%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathol+Commun%22%5BJournal%5D)">A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age.</a> Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).</li>
<li>Ryan, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury+in+children%3A+Glial+fibrillary+acidic+protein+and+clinical+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Emerg+Care%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury in children: Glial fibrillary acidic protein and clinical outcomes.</a> Pediatr Emerg Care. 38 (3), e1139-e1142 (2022).</li>
<li>Czeiter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+biomarkers+on+admission+in+acute+traumatic+brain+injury%3A+Relations+to+severity%2C+CT+findings+and+care+path+in+the+CENTER-TBI+study%5BTitle%5D)+AND+%22EBioMedicine%22%5BJournal%5D)">Blood biomarkers on admission in acute traumatic brain injury: Relations to severity, CT findings and care path in the CENTER-TBI study.</a> EBioMedicine. 56, 102785(2020).</li>
<li>Edwards, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serum+GFAP%2C+NfL%2C+and+tau+concentrations+are+associated+with+worse+neurobehavioral+functioning+following+mild%2C+moderate%2C+and+severe+TBI%3A+A+cross-sectional+multiple-cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurol%22%5BJournal%5D)">Serum GFAP, NfL, and tau concentrations are associated with worse neurobehavioral functioning following mild, moderate, and severe TBI: A cross-sectional multiple-cohort study.</a> Front Neurol. 14, 1223960(2023).</li>
<li>Smith, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-fat+diet+consumption+negatively+influences+closed-head+traumatic+brain+injury+in+a+pediatric+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">High-fat diet consumption negatively influences closed-head traumatic brain injury in a pediatric rodent model.</a> Exp Neurol. 379, 114888(2024).</li>
<li>Hunniford, V. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+assessment+of+preclinical+multilaboratory+studies+and+a+comparison+to+single+laboratory+studies%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A systematic assessment of preclinical multilaboratory studies and a comparison to single laboratory studies.</a> eLife. 12, e76300(2023).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl6J mices&nbsp ;</td><td>Charles River Laboratory France CRLF 9 All. Moulin Berger, 69130 &Eacute ; cully, France</td><td></td><td>Bordeaux</td></tr><tr><td>Impacteur électromagnétique</td><td>Leica Biosystems, Richmond, IL USA Impact</td><td>One impacteur</td><td></td>stéréotaxique</tr><tr><td>Microscope à épifluorescence</td><td>Olympus, BX41, Center Valley, PA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethylen glycol</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>102466</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps primaire GFAP</td><td>Millipore, Billerica, MA</td><td>AB5541</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps secondaire GFAP</td><td>de poulet Sondes moléculaires, Invitrogen</td><td>A11034</td><td>Chèvre anti-lapin AlexaFluor&nbsp ; 488</td></tr><tr><td>Glycérol</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>Feuille d’aluminium haute résistance</td><td>Kirkland</td><td>RK611</td><td>obtenue chez Cosco</td></tr><tr><td>Micromanager software&nbsp ;</td><td>(NIH, États-Unis</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorps primaire NeuN</td><td>AbCam, Discovery Drive, Cambridge Biomedical Campus, Cambridge, CB2 0AX, Royaume-Uni</td><td>AB128886</td><td>anticorps secondaire contre le lapin</td></tr><tr><td>NeuN</td><td>Sondes moléculaires, Invitrogen</td><td>A11041</td><td>chèvre anti-poulet AlexaFluor 568</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>P5493</td><td></td></tr><tr><td>PFA</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>1.04003</td><td></td></tr><tr><td>Azoture de</td> <td>sodiumSigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>26628-22-8</td><td></td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique - base</td><td>KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute ; tats-Unis</td><td>900-C</td><td></td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique - manipulateur d’électrodes</td><td>KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute ; tats-Unis</td><td>960</td><td></td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique - cadre en U</td><td>KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, &Eacute ; tats-Unis</td><td>900-U</td><td></td></tr><tr><td>Triton x-100</td><td>Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L’lsle-d’Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield</td><td>Vector laboratories</td><td>H-1000-10</td><td>Support de montage</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica Biosystems, Richmond, IL USA</td><td>VTS1000</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Laboratoire Jackson Le laboratoire Jackson 600 Main Street Bar Harbor, ME États-Unis 04609</td><td></td><td>UCR</td></tr></tbody></table>

un modèle de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris : traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme (child) 

A Pediatric Concussion Model in Mice: Closed Head Injury with Long-Term Disorders (CHILD)

Le modèle CHILD est un modèle relativement rapide et reproductible de TCL chez les souris pédiatriques, permettant également des variations de gravité et de localisation. Comme prévu, les souris CHILD ont montré des temps de récupération significativement plus longs après un traumatisme crânien fermé (Figure 3). Lorsque les cohortes (n = 36 simulacres féminins, n = 140 simulacres masculins, n = 30 simulacres féminins, n = 55 hommes G1, n = 32 femmes G2, n = 141 hommes G2) ont été agrégées, u...

Un modèle de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris : traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme (CHILD) 

Concussions and mild traumatic brain injuries (mTBI) during childhood represent a significant health endangerment, with many patients later in life ...

a-pediatric-concussion-model-mice-closed-head-injury-with-long-term

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Source : Yang, Z., et.al. Un modèle de traumatisme crânien répétitif chez la souris. J. Vis. Exp. (2016). Cette vidéo montre l’induction de commotions cérébrales répétitives chez une souris à l’aide d’un dispositif d’impact électromagnétique. La procédure consiste à positionner l’embout d’impact entre les sutures interfrontales et lambdoïdes sur le crâne d’une souris anesthésiée et à utiliser l’embout d’une sonde pour régler avec précision la profondeur de l’impact. L’impact est émis à une...

Modélisation de traumatismes crâniens répétitifs dans un modèle de souris

La commotion cérébrale est le type de traumatisme crânien le plus courant. Par conséquent, un modèle animal de commotion cérébrale répétitive, qui reproduit les caractéristiques importantes d’une blessure chez les patients, peut fournir un moyen d’étudier les commotions cérébrales de manière rigoureuse, contrôlée et efficace.

Une blessure à la tête modèle Répétitive commotionnant chez la souris

Les athlètes absorbent plusieurs centaines de blessures cérébrales traumatiques légères (mTBI) / commotions cérébrales chaque année; Cependant, la conséquence de ces derniers sur le cerveau est mal comprise. Par conséquent, un modèle animal de mTBI unique et répétitif qui réplique constamment des symptômes cliniquement pertinents fournit les moyens de faire avancer l'étude de mTBI et de commotion cérébrale.

Un modèle de souris de blessures cérébrales traumatiques légères et répétitives légères

Le protocole décrit une lésion cérébrale traumatique légère dans un modèle murin. En particulier, un protocole étape par étape pour induire un léger traumatisme crânien fermé de la ligne médiane et la caractérisation du modèle animal est entièrement expliqué.

Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétique de lésion cérébrale traumatique légère chez la souris

Ici, nous présentons un modèle de traumatisme crânien léger (TCC) à tête fermée et sa validation présentant une similitude remarquable avec le TCL humain en ce qui concerne les manifestations comportementales au cours des stades aigus et subaigus.

Modèle de rat de blessure traumatique légère à tête fermée et sa validation

Ce protocole présente un modèle murin modifié de lésions cérébrales traumatiques légères répétitives (TCLr) induites par une méthode de traumatisme crânien fermé (CHI). L’approche comprend une fenêtre crânienne amincie et une percussion fluide pour réduire l’inflammation généralement causée par l’exposition aux méninges, ainsi qu’une reproductibilité et une précision améliorées dans la modélisation des TCL chez les rongeurs.

Modèle murin modifié de lésion cérébrale traumatique légère répétitive incorporant une fenêtre de crâne amincie et une percussion fluide

Nous décrivons ici une lecture moléculaire adaptation à long terme...

Un indicateur moléculaire de l&#39;adaptation à long terme olfactive dans<em&gt; C. elegans</em

Cellules olfactives engainantes (OECO) sont des cellules de la crête neurale qui permettent la croissance des neurones olfactifs primaires. Cette propriété spécifique peut être utilisé pour la transplantation cellulaire. Nous présentons ici un modèle de transplantation cellulaire basé sur l'utilisation de la COE dans un modèle de lésion du nerf laryngé.

La transplantation de cellules olfactives engainantes à évaluer la récupération fonctionnelle après des nerfs périphériques blessures

Imagerie en temps réel de la cochlée des mammifères embryonnaire est difficile parce que les processus de développement de la main fonctionnent sur un gradient temporel de plus de dix jours. Nous présentons ici une méthode pour la culture et l'imagerie des tissus embryonnaires des explants cochléaire pris d'une souris rapporteur fluorescent sur cinq jours.

À long terme Accéléré imagerie de souris cochléaires explants

Nous décrivons ici une méthode pour infliger tête fermée cérébrale traumatique blessures (TBI) chez la drosophile. Cette méthode fournit une passerelle pour enquêter sur les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent pathologies TBI en utilisant la vaste gamme d'outils expérimentaux et techniques disponibles pour les mouches.

Une méthode d&#39;infliger Fermé chef Traumatic Brain Injury dans<em&gt; Drosophila</em

Découvrez le modèle CHILD de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris pour étudier les conséquences neurologiques à long terme. Cette méthode permet d'évaluer les altérations comportementales et neuro-inflammatoires après traumatisme crânien léger.

Un modèle de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris : traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme (CHILD)

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