Name: Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-17T12:40:00.000+00:00
Duration: 13 min 50 s
Description: Apprenez une méthode d'intubation chez la souris utilisant un otoscope commercial pour visualiser les cordes vocales et délivrer des liquides aux poumons avec moins de variabilité et de traumatisme tissulaire.

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Il est impératif que ces procédures soient examinées et approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC), dont le nom figure sur le protocole, et que le personnel vétérinaire soit consulté avant de procéder. L’IACUC de notre établissement a approuvé le protocole avant de commencer l’expérience et a examiné le contenu de la vidéo avant de la soumettre. Le soutien et la formation ont été reçus par l’intermédiaire du département de médecine comparée de Tulane afin d’assurer le plus haut niveau de soins pour tous nos animaux de laboratoire.
1. Mettre en place
REMARQUE : reportez-vous à la Figure 2 pour la configuration.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig02.jpg"> 
Figure 2 : La station utilisée pour l’intubation guidée est préparée comme indiqué. De gauche à droite : pipettes pour l’administration, tube à bulles pour confirmer le placement approprié de la sonde endotrachéale, pinces, spatule, spéculum nasal pédiatrique (discuté mais non nécessaire pour cette procédure), mains secourables, lumière grossissante, support de souris avec cône nasal, sonde à fibre optique, chambre d’induction d’anesthésie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
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	<li>Nettoyez la cale de sécurité fournie avec le kit d’intubation avec un tampon de préparation à l’isopropanol. Glissez la cale de sécurité propre (verte sur la vidéo) sur la canule flexible de 20 G et jetez l’aiguille fournie en toute sécurité. REMARQUE : Le kit d’intubation des rongeurs (Table des matériaux) utilisé comprend des cales de sécurité pour l’intubation. Il s’agit de petits manchons coniques qui s’adaptent à un cathéter flexible de 20 G x 1 pouce. Ils empêchent le cathéter d’endommager la carène.</li>
	<li>Rassemblez les autres outils nécessaires, y compris un téléphone portable, un otoscope commercial, un support de souris avec un cône nasal, des pinces courbées finement dentelées, le tube endotrachéal préparé (à partir de 1.1) et la lumière à fibre optique si vous l’utilisez. Nettoyez tous ces éléments avec des tampons de préparation à l’isopropanol avant utilisation.</li>
	<li>Prenez environ 20 cm de tube flexible. Pliez-le en forme de U, ajoutez une connexion Luer Lock à une extrémité et fixez-le avec une attache torsadée. Ajoutez 200 à 300 μL d’eau filtrée stérile ou d’encre de Chine dans le tube. Ci-après, cet assemblage est appelé « tube à bulles ».</li>
	<li>Faites une boucle de suture en attachant ~13 cm de suture en soie tressée de taille 0 en cercle. Placez cette boucle en haut du support et assurez-vous que les deux côtés de la suture sont fixés et que le support est propre. Placez le support de souris sur la base de la loupe en métal. Positionnez les mains serviables autour de l’endroit où se trouvera la bouche de la souris. REMARQUE : De nombreux fournisseurs fabriquent des supports interchangeables (voir le tableau des matériaux), et un peut être fabriqué en laboratoire à moindre coût 4,7,14. Une suture en soie tressée de taille 0 a été utilisée pour suspendre l’animal. Cependant, l’utilisation d’autres matériaux dans le même but a été décrite 4,13.</li>
	<li>Placez une souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie. Utiliser un débit constant O2 à 0,8 L/min et 2 % d’isoflurane. Anesthésie suffisamment l’animal (voir note) pour qu’il ne se réveille pas lors de la mise en place du cône nasal. Ne supprimez pas de manière significative la fréquence respiratoire de la souris. Des respirations régulières aident à apprécier les cordes vocales. REMARQUE : La fréquence respiratoire de la souris doit être normale. Ce critère est utilisé pour établir la profondeur appropriée de l’anesthésie. Celle-ci peut varier d’un animal à l’autre et peut dépasser 200 respirations/min. En tant que tel, il n’est pas pratique ou nécessaire de compter les respirations ou d’utiliser un pincement des orteils. ATTENTION : Cette procédure peut être interrompue si nécessaire. Cependant, les animaux ne doivent pas rester dans la chambre d’induction plus longtemps que nécessaire.</li>
	<li>Connectez l’otoscope à un téléphone portable et assurez-vous que le flux vidéo est stable. ATTENTION : Pour minimiser l’exposition des chercheurs à l’isoflurane pendant cette procédure, utilisez un respirateur chimique si vous effectuez plusieurs intubations ou si vous vous entraînez à cette méthode. Vous pouvez également effectuer la procédure dans une hotte.</li>
</ol>
2. Mise en scène d’animaux
<ol>
	<li>Dès que le premier animal est endormi, retirez-le de la chambre d’induction, décortiquez-le et placez ses dents supérieures sur la longueur de la suture. Appliquez une légère tension sur l’animal pour maintenir le positionnement de la suture tout en reposant la souris sur le support. REMARQUE : En moyenne, les animaux sont anesthésiés pendant un total de 2 minutes, y compris l’induction. Cela réduit considérablement le risque pour l’animal, élimine le besoin de lubrification ophtalmique et empêche l’accumulation de salive. Veillez à garder les animaux sous sédation le moins longtemps possible.</li>
	<li>Ajustez légèrement l’angle du cou vers l’arrière (en plaçant le cou en extension mineure, 5°-15°). Poussez doucement le cône nasal sur les narines. N’enfoncez pas fermement le cône, car il pourrait interférer avec la suture, suspendant la souris.</li>
	<li>Saisissez fermement la langue aussi près que possible de la lèvre inférieure, à l’aide de grandes pinces courbées finement dentelées. Tirez-le vers le bas et éloignez-le des dents supérieures vers un côté des dents inférieures. ATTENTION : Une traction prolongée, une tension excessive ou l’écrasement de la langue peuvent compromettre la santé de l’animal. Veuillez surveiller la langue pour détecter des signes de traumatisme (ecchymoses, saignements, gonflement ou dessiccation) et, si vous observez, interrompre la procédure et alerter le personnel vétérinaire.</li>
	<li>Si vous utilisez des mains secourables, soutenez les pinces dans cette position. Selon l’expérience et l’acuité visuelle du chercheur, une loupe éclairée peut aider à positionner l’animal de manière appropriée.</li>
	<li>Faites passer la lumière à fibre optique (le cas échéant) à travers le cathéter flexible avec la cale de sécurité d’intubation (verte dans la vidéo) en place. REMARQUE : Ne fixez pas trop fermement le câble à fibre optique à la source lumineuse. En poussant trop fort, il est difficile d’enlever la lumière tout en laissant le tube endotrachéal en place.</li>
</ol>
3. Appréciation visuelle des cordes vocales et intubation
<ol>
	<li>Avec l’otoscope dans la main non dominante, appuyez légèrement sur la langue. Ensuite, inclinez la caméra et sa source lumineuse pour visualiser les cordes vocales près de la base de la langue. REMARQUE : De légères variations dans l’anatomie et la couleur des tissus peuvent rendre l’orientation difficile. Utilisez le mouvement associé à la respiration pour confirmer l’identification structurelle.</li>
	<li>Avec la lumière à fibre optique allumée (le cas échéant), faites passer la canule le long du haut de l’otoscope, en établissant un léger contact avec la base de la langue ou la partie labisale de l’otoscope à titre de référence. Avancez-le dans la bouche de la souris entre la palette molle et la lèvre de l’otoscope. REMARQUE : Si la lumière à fibre optique n’est pas utilisée, le « tube à bulles » décrit à l’étape 4 peut être fixé au cathéter à ce stade. Un éclairage vif et ciblé dans la bouche de la souris est nécessaire pour cette modification de la procédure.</li>
	<li>Ajustez l’angle d’approche de manière à ce que le cathéter soit très peu profond. Immédiatement après avoir inséré le cathéter (à moins de 1 mm au-delà des cordes vocales), soulevez l’extrémité du cathéter de manière à ce qu’il soit presque parallèle à la paillasse. Cela empêche l’épiglotte de forcer le cathéter dorsalement dans l’œsophage. Surtout pendant l’entraînement, en cas de difficulté, ou au début de son expérience, l’utilisation du flux vidéo est inestimable pour placer le tube endotrachéal entre les cordes vocales. REMARQUE : La production de salive n’obstrue pas la visualisation des cordes vocales pendant la fin de cette procédure. Cependant, l’utilisation d’un applicateur en coton à pointe de lance pour éliminer la salive obstruante est décrite, dans des publications antérieures, lors de l’intubation de rats19. Cette méthode peut s’avérer utile si la salive devient un problème.<ol>
		<li>Si vous rencontrez une résistance, retirez immédiatement le cathéter et laissez les respirations revenir à la normale. Si des saignements sont observés, consulter le personnel vétérinaire. REMARQUE : Il ne devrait y avoir presque aucune résistance lors de l’avancement du cathéter.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Confirmation de la mise en place de la sonde endotrachéale
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	<li>Confirmez visuellement que la sonde endotrachéale est au bon endroit à l’aide de l’otoscope. De plus, assurez-vous du bon placement de la trompe en considérant que la trachée offre moins de résistance lors de la mise en place que l’œsophage. Observez que dans la position appropriée, la sonde endotrachéale est à ~5 mm au-delà des cordes vocales. Recherchez la lumière de la source de fibre optique qui brille à travers la peau du cou pour valider à nouveau que le placement est correct. REMARQUE : La cale de sécurité d’intubation doit empêcher l’insertion trop loin de la sonde endotrachéale. La cale de sécurité empêche les traumatismes de la carène ; Cependant, il n’est pas nécessaire qu’il empêche l’avancement. Il doit être utilisé comme un dispositif de sécurité et la profondeur optimale est souvent moins profonde que celle autorisée par le coin.</li>
	<li>Ensuite, tout en maintenant le tube endotrachéal en place, retirez la lumière à fibre optique. Assurez-vous que le cathéter est correctement placé en utilisant la « méthode des bulles » (détaillée ci-dessous) plutôt que la buée sur le miroir.</li>
	<li>Récupérez le tube à bulles préparé à l’étape 1.3. Préparez-le avant la procédure et réutilisez-le pour tous les animaux. ATTENTION : Les 200-300 μL d’eau ou d’encre dans le tube à bulles ne doivent jamais être aspirés. Pour éviter cela, assurez-vous que le liquide est éloigné de la serrure Luer.</li>
	<li>Une fois le tube endotrachéal en place, fixez le tube à bulles en place à l’aide du verrou Luer. Le volume courant doit être immédiatement apparent. Sinon, la sonde endotrachéale est mal placée. Retirez-le rapidement et laissez la fréquence respiratoire normale de la souris revenir. ATTENTION : Mal placer le cathéter dans l’œsophage comprimera la trachée, empêchant une respiration suffisante. L’égarement s’accompagne souvent d’une respiration laborieuse (y compris une contribution appréciable des muscles intercostaux) et/ou d’une diminution spectaculaire de la fréquence respiratoire. De plus, la canulation de l’œsophage peut entraîner un spasme musculaire rendant l’intubation ultérieure plus difficile ; Pour cette raison, nous conseillons l’utilisation de plusieurs animaux pendant l’entraînement.</li>
</ol>
5. Administration intratrachéale
ATTENTION : Tout comme la méthode de tirage de la langue pour l’accouchement oropharyngé, l’accouchement par intubation risque de noyer l’animal. Chez les souris adolescentes et adultes, 50 μL est un volume de liquide généralement sûr à délivrer et est suffisant pour se propager dans tous les poumons.
<ol>
	<li>Si vous utilisez une seringue pour l’administration : Détachez le tuyau bulle et le Luer lock du cathéter, fixez une seringue Luer Slip chargée et appuyez sur le piston pour fournir le volume désiré (50 μL maximum).</li>
	<li>Si vous utilisez une pipette pour l’administration : Pipeter le volume souhaité (50 μL maximum) directement dans le cathéter et laisser la souris inhaler la solution. REMARQUE : Si vous vous entraînez, envisagez d’utiliser un indicateur tel que dilué, encre de Chine filtrée ou bleu de méthylène.</li>
	<li>Pour assurer une distribution diffuse dans les poumons, rincez le liquide délivré dans les poumons avec jusqu’à 500 μL d’air20. Cela peut être fait soit à l’aide d’une seringue Luer lock préchargée de 0,5 ml, soit d’une pipette P1000 équipée d’un embout filtrant, qui ont tous deux fait leurs preuves. Si vous le souhaitez, plusieurs dépressions de la pipette peuvent être effectuées sans risquer une aspiration négative du liquide délivré. MISE EN GARDE : Si vous inoculez l’animal à l’aide de cette méthode, envisagez de diminuer la concentration d’inoculum en raison de l’efficacité accrue de l’administration par rapport à l’aspiration oropharyngée ou à l’administration intranasale. REMARQUE : L’utilisation d’une quantité supérieure au volume courant (~200 μL) peut être nécessaire lors du rinçage de l’inoculum à l’air. Cependant, l’utilisation de 500 μL ne risque pas de barotraumatisme car il ne représente qu’environ la moitié de la capacité vitale21. Les souris adultes ont une capacité de réserve inspiratoire d’environ ~800 μL, donc même si la souris a inspiré immédiatement avant le rinçage, le barotraumatisme ne se produit pas21. Demandez-vous si des volumes de rinçage à l’air plus faibles pourraient répondre à vos besoins pour la distribution de l’inoculum (100-200 μL a été suggéré).</li>
</ol>
6. Évaluation de la livraison
REMARQUE : Cela n’est fait que si l’on s’entraîne ou pratique la procédure.
<ol>
	<li>Euthanasier l’animal sans cruauté selon le protocole approuvé par l’IACUC. L’asphyxie au CO2 comme méthode principale d’euthanasie et la luxation cervicale comme méthode de confirmation de l’euthanasie ont été employées ici.</li>
	<li>Ouvrez la paroi thoracique et retirez les poumons. Pour ce faire, ouvrez le péritoine, accédez au diaphragme par le côté caudal et perforez-le avec une petite paire de ciseaux où l’on peut voir le cœur. Cela provoquera la rétraction des poumons et donnera plus d’espace pour ouvrir la cavité thoracique en coupant les côtes. REMARQUE : Si une perfusion pour réduire le sang dans les poumons est nécessaire, effectuez la procédure à travers le ventricule droit du cœur à ce stade.</li>
	<li>Rincer brièvement les poumons avec 1 mL de PBS stérile après l’avoir retiré. Posez-les à plat sur une surface blanche (comme une éponge chirurgicale) pour exposer le maximum de surface tout en maintenant le positionnement relatif des lobes.</li>
	<li>Photographier les poumons ex vivo (nous avons utilisé un téléphone portable), ouvrir les images dans ImageJ, et quantifier les zones colorées et non colorées en traçant le contour de la façade du colorant. Quantifiez la zone colorée à l’aide d’un chercheur indépendant en aveugle pour éviter les biais. REMARQUE : Si vous utilisez la luminescence et l’IVIS, comme illustré à la figure 3, une imagerie en direct in vivo doit être effectuée au lieu de l’étape 6.</li>
</ol>

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<li>Rayamajhi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> J Vis Exp. (51), e2702(2011).</li>
<li>Hattori, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profiling+of+IL-17A-treated+synovial+fibroblasts+from+the+human+temporomandibular+joint%5BTitle%5D)+AND+%22Mediators+Inflamm%22%5BJournal%5D)">Gene expression profiling of IL-17A-treated synovial fibroblasts from the human temporomandibular joint.</a> Mediators Inflamm. 2015, 436067(2015).</li>
</ol>

À l’échelle mondiale, les maladies respiratoires sont la première cause de mortalité chez les enfants de moins de 5 ans et constituent une cause majeure de morbidité et de mortalité chez les adultes1. En 2021, l’infection par le SRAS-CoV2 était la troisième cause de décès aux États-Unis2. Les modèles murins sont souvent utilisés pour étudier les maladies pulmonaires, notamment l’asthme, la pneumonie, la maladie pulmonaire obstructive chronique et la fibrose pulmonaire. Presque tous ces modèles nécessitent l’administration d’agents liquides dans les poumons. Cela peut se faire par canulation directe de la trachée (généralement sous visualisation directe à l’aide d’une technique chirurgicale de coupe), administration intranasale ou aspiration oropharyngée par la méthode bien établie de tirage de la langue 3,4,5. Cependant, ces techniques ont toutes des inconvénients. La formation de tissu cicatriciel après la technique d’incision chirurgicale la rend inappropriée pour les études nécessitant l’administration répétée d’agents dans les poumons, et les deux dernières techniques peuvent conduire à une distribution pulmonaire variable. De plus, lors de l’utilisation de la méthode d’extraction de la langue, un traumatisme tissulaire de la langue peut être prononcé, et l’efficacité de l’administration dépend du chercheur qui effectue la procédure, voir Figure 1.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig01.jpg"> 
Figure 1 : L’intubation guidée et l’instillation IT entraînent une meilleure administration dans les poumons et une moindre variabilité par rapport à l’extraction de la langue. (A) Trois chercheurs différents ont administré 50 μL d’encre de Chine diluée par traction de la langue, la méthode établie pour l’administration de l’oropharynx (OP). Deux chercheurs ont également administré de l’encre dans les poumons en utilisant l’intubation comme décrit. (B) Les poumons ont été retirés 1 à 4 h après l’accouchement et photographiés sous un grossissement de 2x. Les photographies ont été évaluées à l’aide d’ImageJ. (n = 6 (intubation) ou 9 (administration d’OP), résultats de 2 ou 3 répétitions indépendantes par 2 à 3 chercheurs différents, test T de Welch p&lt;0,0001) (C) La variabilité de l’administration pulmonaire a également été calculée en pourcentage d’écart par rapport à la moyenne. L’administration de l’OP était beaucoup plus variable. (p = 0,0317, T-Test de Welsh, GraphPad Prism 10.2.3 toutes les statistiques et tous les graphiques) (Des souris mâles et femelles C57BL/6J ont été utilisées, elles étaient âgées de ~10 semaines.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
L’anatomie murine rend l’intubation difficile et chronophage. La bouche est petite et le tissu buccal peut obstruer la vue d’un chercheur sur la rima glottidis6. De plus, les cordes vocales sont très petites et il peut être difficile de les voir car elles se trouvent près de la base de la langue. Enfin, il est difficile de confirmer le bon positionnement de la sonde endotrachéale car le faible volume courant ne parvient souvent pas à embuer un miroir7. Ces difficultés ont encouragé une série de techniques innovantes pour intuber les souris. Ces méthodes améliorées comprennent l’utilisation d’un laryngoscope néonatal et d’un fil pour faire avancer un cathéter dans la trachée 8,9, l’utilisation d’une source lumineuse à fibre optique pour guider et rigidifier le cathéter10,11 et l’utilisation d’un flux vidéo en direct6. Plus récemment, l’utilisation d’un otoscope clinique a contribué à l’intubation orotrachéale12. D’autres ont utilisé la transillumination pour visualiser la glotte et intuber les souris 7,13,14. Cependant, ces méthodes présentent de nombreux inconvénients. L’utilisation d’agents dépilatoires sur le cou de la souris et la proximité de l’animal avec une source de lumière chaude font de la transillumination une approche loin d’être idéale. L’utilisation de l’aiguille à l’intérieur du cathéter ou l’insertion d’instruments tranchants dans la bouche signifie que certaines méthodes pour rigidifier le cathéter exposent les animaux à des risques indus. Enfin, faire une incision sur la trachée pour confirmer la mise en place présente des inconvénients importants, notamment la nécessité de la stérilité et l’accumulation de tissu cicatriciel. À ce stade, l’instillation intratrachéale par intubation s’est avérée trop difficile pour être adoptée à grande échelle15 et les progrès du développement méthodologique sont restés cloisonnés et inutilisés par de nombreux laboratoires15. D’autres études se sont concentrées sur le choix de l’anesthésique pendant l’accouchement, constatant que la kétamine peut avoir des avantages par rapport à l’isoflurane5. Cependant, l’isoflurane, n’étant pas une substance contrôlée et s’estompant rapidement à la fin de la procédure, présentait des avantages attrayants, nous avons donc utilisé cette forme d’anesthésie tout en optimisant d’autres aspects de cette méthodologie16,17.
La méthode que nous décrivons surmonte les défis de visualisation que d’autres ont tenté de résoudre, atténue les risques pour les animaux de laboratoire, diminue le temps nécessaire pour instiller de petits volumes par voie intratrachéale via une sonde endotrachéale, augmente le volume de liquide atteignant le poumon et offre une méthode améliorée pour la confirmation de la mise en place de la sonde endotrachéale. L’utilisation d’un support de suspension, de mains aimantées (pinces crocodiles sur des bras flexibles fixés à une base) et d’un éclairage plus lumineux permettent à un chercheur d’effectuer une administration intratrachéale efficace. La visualisation est facilitée par un otoscope « à la maison » avec connectivité WIFI. Cet appareil est plus abordable que les instruments d’intubation commerciaux. De plus, la connectivité WIFI permet un flux vidéo simultané sur un appareil portable (tel qu’un téléphone portable), ce qui le rend adapté à l’entraînement. L’intubation peut utiliser soit une source lumineuse à fibre optique enfilée à travers un cathéter flexible (PTFE) de 20 g x 1" (aiguille retirée), soit le cathéter sans la lumière. La profondeur est contrôlée par deux méthodes : l’ajout d’un coin de sécurité d’intubation (une protection conique sur le cathéter) et l’observation de la profondeur dans le flux vidéo. La mise en place de la sonde endotrachéale est confirmée à l’aide de la « méthode des bulles » pour visualiser le volume courant plus clairement que la méthode traditionnelle du brouillard miroir18. C’est moins stressant pour l’animal que de compter sur l’obstruction trachéale pour modifier l’urgence respiratoire10 afin de confirmer le placement. L’utilisation combinée d’une tubulure d’extension couplée au cathéter pour confirmer la réussite de l’intubation (ci-après dénommée la méthode des bulles), simplifiée par Watanabe et. al7, et un vidéo-otoscope grand public en une seule procédure fait de l’intubation une méthode pratique d’administration thérapeutique dans les poumons et une nette amélioration de la méthode de tirage de la langue (voir Figure 1). Si vous recherchez une méthode fiable, cohérente et abordable pour l’administration de liquide non chirurgical dans les poumons de souris, en particulier sans l’utilisation de substances contrôlées (comme la kétamine) ou d’équipements coûteux, la méthode suivante peut être idéale.

<table><tbody><tr><td>Fibre optique LightiKit d’éclairage à fibre optique, souris</td><td>Kent Scientific&nbsp ;</td><td>ETI-12ETI-MSE-02</td><td>Un composant de l’ensemble de fibre optique, compatible avec d’autres lumières et le câble de fibre optique de remplacement ci-dessous</td></tr><tr><td>Ensemble de fibre optique alternatif</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RW-A37 47</td><td>une alternative, non discutée (mais nous ne voyons aucune raison pour laquelle cela ne fonctionnerait pas)</td></tr><tr><td>Ensemble de fibre optique alternatif</td><td>Appareil Harvard</td><td>72-9075</td><td>une alternative, non discutée (mais nous ne voyons aucune raison pour laquelle cela ne fonctionnerait pas)</td></tr><tr><td>Assemblage alternatif de fibre optique</td><td>Fabriqué à la main par le laboratoire</td><td>N/A</td><td>Instructions trouvées ici à l’aide d’un bouchon en caoutchouc : DOI 10.3791/50318</td></tr><tr><td>Assemblage alternatif de la fibre optique</td><td>Fabriqué à la main par le laboratoire</td><td>N/A (matériaux énumérés ci-dessous)</td><td>Fabriqué à partir d’un couvercle conique de 50 ml, de ruban adhésif et d’un support d’intubation de fibre optique de 0,75 mm</td></tr><tr><td>, souris</td><td>Kent Scientific&nbsp ;</td><td>ETI-MSE-01</td><td>Support réglable pour l’intubation, de nombreuses versions faites maison disponibles, des supports d’embouts et des plates-formes en bois utilisés, certaines alternatives énumérées de nombreuses alternatives appropriées disponibles.</td></tr><tr><td>Supports d’intubation alternatifs</td><td>Braintree Scientifuc</td><td>RIS 100</td><td>une alternative, non discutée (mais nous ne voyons aucune raison pour laquelle cela ne fonctionnerait pas)</td></tr><tr><td>Supports d’intubation alternatifs</td><td>Natsume Seisakusho</td><td>KN-1014</td><td>une alternative, non discutée (mais nous ne voyons aucune raison pour laquelle cela ne fonctionnerait pas)</td></tr><tr><td>Supports d’intubation alternatifs</td><td>Vetland</td><td>000A3467</td><td>une alternative, non discutée (mais nous ne voyons aucune raison pour laquelle cela ne fonctionnerait pas)</td></tr><tr><td>Supports d’intubation alternatifs</td><td>Fabriqués à la main par le laboratoire</td><td>N/A</td><td>Fabriqué à partir d’un relieur à 3 anneaux ici : DOI 10.3791/60844 (plusieurs méthodes alternatives publiées)</td></tr><tr><td>Suture en soie tressée non résorbable, taille 0</td><td>Outils de science fine&nbsp ;</td><td>18020-00</td><td>toute longueur supérieure à 1 pouce endommagera la carène</td></tr><tr><td>Cathéter Safelet IV 20G x 1"</td><td>Nipro</td><td>NPRCI+2025</td><td>Ou similaire</td></tr><tr><td>RS-5358 Micro Pince à dissection</td><td>Fisher</td><td>RS-5358</td><td>Ou similaire, comprend des mains d’aide&nbsp ;</td></tr><tr><td>Loupe avec lumière et support, main d’aide magnétique flexible EOOKU, 5X& 10X 12V 108pcs LED perles lampe loupe, 3 modes réglables pivotants col de cygne bras & Plaque de base robuste</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Magnifying- EOOKU-Col-de-cygne-flexible-ajustable /dp/B0C5MC6QNW/ref=sr_1_5 ?crid=F4 PZY6UOCEE9& dib=eyJ2IjoiMSJ9. gj5cKLw4v3CDSkrQKcs73kXqVtnJl JpBKEp_FcTCIEQSO3EirxEYoH ySohcPg0ZDhmnFwGeLit22nM SJxpz1MPP0 q6-PwbPzzMT0RWB_pXkmSBiAo5xB J4QSf8_BoLZ4u8S8lfIo5WI9-VuXj75X eo0LQ fygaSMgW58XO2bbasOfaw cwxZXs5cTqCUmKh5bRn7A19_ cY2a0-x_ly-27RXXPinVbBNW00Ww8jY55x fnWFCaK5lnPb4VxSV6iTCOhMnkm TopFiA3rCLNXcBDGCwfLdw22w 17T0c_rRhh-Mrew . TtsVr89Bo5YLvaXvarcbKxJ07GK zMMVSg5op4U5eyvA& dib_tag= se& mots-clés=loupe+verre+avec +lumière+EOOKU+3+in+1& qid=1709661 709& sprefix=loupe+verre+avec+ lumière+eooku+3+in+1%2Caps %2C98& sr=8-5</td><td>Ou similaire, toute pince finement dentelée pliée fera l’affaire&nbsp ;</td></tr><tr><td>Élimination du cérumen - Outil de dissolvant de cérumen avec 8 Pcs Ensemble d’oreilles - Nettoyeur d’oreilles avec caméra - Kit d’élimination du cérumen avec lumière - Caméra d’oreille avec 6 cuillères d’oreille - Nettoyeur d’oreilles pour iOS & Android (noir)</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/Ear-Wax- Suppresseur-Éliminateur-Android %EF % BC %88Black %EF %BC %89/dp/B0 9KZ8TS7L/ref=_lpo_sccl_1/147 -1203879-4147304 ?_rd_w=Lt8 Ta& content-id=amzn1.sym.1ad20 66f-97d2-4731-9356-36b3edf1ae 04& pf_rd_p=1ad2066f-97d2-4731 -9356-36b3edf1ae04& pf_rd_r= MDQ3AHH4AC8T2KFX1RBE& _rd_wg=ja4H2& _rd_r=52D9 372C-B34B-4F6A-93F6-974754D96 3D9& _rd_i=B09KZ8TS7L& PSC=1</td><td>ou similaire, plusieurs marques disponibles&nbsp ;</td></tr><tr><td>AZIMOM PMMA Plastic End Glow Câble à Fibre Optique 0.75mm (0.02in) 100m (328ft)/Roll pour Star Sky Ceiling All Kind Led Light Engine Driver Source</td><td>Amazon</td><td>https://www.amazon.com/AZIMOM -Plastic-Cuttable-Ceiling-1pcs0-00 98in328ft/dp/B07WC9JV5N/ref=sr _1_9 ?dib=eyJ2IjoiMSJ9.K7NmvB hJOux4zdNBKSPo-ac4HYPDPU<Sbr/> F85Qlra7o7G2FQl9MQLj1D7QtPJ cxnAeDiYm_yNWPhwj44nhSfwqM vs1AtulruHGEsfjLEAjRGSFpNLgN H-Ewc190MluERArk91lR9Od6ceB Hkz2AJad11hVUkWEOb0-emUWW b2U4fNN0upQKgyD1vE eU0DtClQ73tDe22z4CXrSLP7vC D9jF2APfz1liHou_zdiAyCSFb1Df bC8Ymce6zXV0qOD3gQFkm6j NV5bN1DG8SH_BaV4vofzj98T JVRnNElEzUzjx0rY.AMHl3h-jIz GTeGjvej0Nq8FTPLEPmfiQ UDPz_U6ctI0& dib_tag=se& keywords=fibre %2Boptic %2Blight %2Bstrands& qid=1722619884& sr =8-9& th=1</td><td>Ou similaire, la fibre est utilisée pour construire un dispositif dans la ligne 7</td></tr><tr><td>tube conique de 50 ml</td><td>Cell Treat</td><td>229421</td><td>tout couvercle conique en plastique opaque de 50 ml devrait fonctionner. N’entre pas en contact ou à proximité immédiate de l’animal, donc pas besoin de stérilité.</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>VetOne</td><td>Consult Veternary Staff</td><td></td></tr><tr><td>Innoculum&nbsp ;</td><td>N/A</td><td>Spécifique à votre Expérience</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette (filtre)</td><td>N/A</td><td>Filtres stériles p100 et p1000 pointes utilisées</td><td>Marque/Fournisseur non pertinent&nbsp ;</td></tr><tr><td>Chambre d’induction</td><td>N/A</td><td>Tel que disponible dans votre établissement</td><td>Marque/Fournisseur non pertinent&nbsp ;</td></tr><tr><td>Isopropanol Prep Pads</td><td>N/A</td><td>Pour le nettoyage des instruments</td><td>Marque/Fournisseur non pertinent&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tubes</td><td>N/A</td><td>Un tube flexible de petit diamètre fera l’affaire&nbsp ;</td><td>Pour la construction de « tube à bulles » (le nôtre a un diamètre de ~3 mm et a été prélevé sur une ligne IV)</td></tr><tr><td>Luer lock</td><td>N/A</td><td>pour s’adapter à votre tubulure au-dessus</td><td>Pour la construction de « tube à bulles"</td></tr><tr><td>3M demi-masque respiratoire</td><td>3M</td><td>17-986-9B</td><td>pour limiter l’exposition aux gaz</td></tr><tr><td>Twist Tie</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>pour maintenir la forme en U du tube à bulles</td></tr></tbody></table>

méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public

Improved Methodology for Liquid Delivery to the Mouse Lung: Intubation using a Consumer Otoscope

Comme le montrent les figures 1 et 3, l’inoculation intrapulmonaire à l’aide de la méthode traditionnelle de traction de la langue (administration oropharyngée) a entraîné une distribution inégale de l’encre et une plus grande variabilité entre les chercheurs. En revanche, l’instillation d’IT après l’intubation a conduit à une administration plus cohérente dans les poumons droit et gauche et était moins variable (figures 1C et figure 3D). Dans les poumons des animaux ayant reçu de l’encre par aspiration oropharyngée à l’aide de la langue, l’encre est subtile et n’est présente qu’à proximité des grandes voies respiratoires des animaux (Figure 1A). En revanche, lorsque l’intubation guidée a été utilisée pour administrer l’encre, elle s’est propagée beaucoup plus loin dans les tissus, marquant une zone beaucoup plus grande des poumons. Lorsque la surface pulmonaire tachée par l’encre a été comparée entre les méthodes, la méthode d’intubation s’est avérée largement supérieure à l’extraction de la langue (Figure 1B). La variabilité de la quantité d’encre distribuée était également considérablement plus faible dans les conditions d’intubation (figure 1C). L’augmentation de la surface pulmonaire colorée et la moindre variabilité de la quantité de liquide atteignant les poumons suggèrent fortement que l’administration de l’IT est supérieure à l’extraction de la langue.
Comme on le voit dans la vidéo 1, les endoscopes traditionnels (tels que publiés précédemment) ont une distance focale trop longue pour apprécier les cordes vocales et guider le placement du tube endotrachéal 6,19. En revanche, les images vidéo prises à l’aide d’un otoscope grand public (figure S1 et horodatages : 6:34 et 7:05 dans la vidéo) avaient une bien meilleure résolution, ce qui a permis d’améliorer la visualisation de la glotte.
Cette méthode d’intubation comprend de multiples vérifications de l’emplacement de la sonde dans la trachée. Le volume courant de la souris était facilement apparent lors de l’utilisation de la méthode des bulles (figure S2 et horodatage : 8:25) et agit comme une assurance finale que tout liquide délivré entrera dans les poumons.
Pour évaluer davantage la variance des deux méthodes d’administration, nous avons évalué l’expression du transgène dans le tissu pulmonaire après que des souris aient été inoculées avec 1 x 1011 vg d’AAV6.2-Luciférase en utilisant les deux méthodes différentes (instillation oropharyngée par la méthode de traction de la langue ou administration intratrachéale après intubation guidée). Sept jours après l’administration du vecteur, des mesures de luminescence ont été prises à l’aide d’un système d’imagerie in vivo (IVIS) (Figure 3A). Ensuite, nous avons calculé la radiance moyenne dans les deux poumons. 10 min avant l’imagerie (30 s d’exposition), on leur a injecté (par voie sous-cutanée) 200 μL de luciférine (15 mg/mL). Comme le montre la figure 3B, les animaux ayant reçu le vecteur par instillation oropharyngée avaient un signal luminescent largement distribué dans la région thoracique et nasale. En revanche, les animaux ayant reçu le vecteur par administration intratrachéale à l’aide de l’intubation guidée ont montré une luminescence concentrée dans les poumons. La radiance moyenne chez les animaux intubés était considérablement plus élevée que celle de l’administration oropharyngée, ce qui indique une amélioration de l’efficacité de l’administration du vecteur dans les poumons et une diminution de la variabilité de l’administration, calculée à l’aide de la différence par rapport à la moyenne (figures 3C et 3D).
Les résultats positifs de la méthode d’intubation étaient une instillation reproductible allant jusqu’à 50 μL dans les poumons de souris (réalisée sur les figures 1 et 3), avec une distribution diffuse dans tout le poumon (comme en évidence sur la figure 1) et non dans d’autres zones (comme les voies respiratoires supérieures/le nez comme on le voit sur la figure 3).
Tout dommage causé à l’animal, un stress excessif, une réduction du volume de liquide atteignant les poumons, une mauvaise distribution de l’inoculum dans les poumons ou des besoins prolongés en matière de formation auraient constitué un résultat négatif, mais ne se sont pas produits.
Vidéo 1 : Une vue endoscopique traditionnelle de l’oropharynx et des cordes vocales de la souris est floue et difficile à utiliser efficacement. La distance focale de 3 cm de cet endoscope signifie que les cordes vocales et l’orientation sont difficiles à apprécier. Langue en bas à gauche. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/Video1%20T.%20Parks%20Remcho%20(1).mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67676/67676fig03.jpg"> 
Figure 3 : L’intubation permet une plus grande distribution dans les poumons avec moins de variabilité par rapport à l’aspiration en O.P. (A) Des souris femelles BALB/c âgées de 6 à 10 semaines ont reçu une dose de 1x1011 vg d’AAV6.2-Luciférase (Penn Vector Core), puis évaluées par imagerie bioluminescente in vivo (IVIS) 7 jours plus tard. 10 min avant l’imagerie (30 s d’exposition), on leur a injecté (par voie sous-cutanée) 200 μL de luciférine (GoldBio, 15 mg/mL). (Créé avec biorender.com) (B) Images IVIS représentatives de souris recevant l’AAV6.2-luciférase par aspiration OP (traction de la langue, à gauche) ou administration IT (intubation, droite). Les régions d’intérêt sont de la même taille et la luminance moyenne à l’intérieur de la région est indiquée dans l’image. (C) Quantification du signal de la luciférase chez les souris par aspiration OP (n = 7) par rapport à l’intubation (n = 5). p&lt;0,0001 par le test t de Welsh non apparié avec la transformation après logarithme des données brutes de luciférase. (D) Écart par rapport à la moyenne en pourcentage de la luminance moyenne moyenne. (p=0,0381, test T de Welsh) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/67676fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Figure S1 : Des exemples d’images de l’otoscope grand public utilisé dans le protocole décrit pour l’intubation guidée (à gauche) et d’un endoscope de coût et de disponibilité similaires (à droite) sont présentés. Notez les différences nettes de mise au point entre les images. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS1.jpeg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure S2 : Un exemple d’image montrant le tube à bulles en cours d’utilisation. Le volume courant déplace rapidement la gouttelette dans le tube à bulles de plusieurs centimètres. La gouttelette se déplace très peu si le tube se trouve dans l’œsophage. La fréquence respiratoire et le volume courant ont pu être estimés par cette méthode. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS2.jpeg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Figure S3 : Un ensemble d’éclairage de base qui élimine la nécessité d’acheter un kit d’éclairage à fibre optique coûteux. Une aiguille de 20 G a été insérée dans un câble à fibre optique conique de 50 ml de 0,75 mm acheté à bas prix (et en vrac) et coupé à la longueur (~1 m) avec une lame de rasoir et scotché en place. Il n’était pas nécessaire de fixer le cathéter en place en raison de l’ajustement serré du câble à fibre optique. La fixation du couvercle conique sur la lampe de poche d’un téléphone portable permet une transduction de lumière suffisante pour effectuer l’intubation dans une pièce sombre. Cet assemblage permet de réduire encore les coûts supportés par un laboratoire intégrant cette technique. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67676/FigureS3.jpeg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public

Consistent delivery of liquids, including potential therapies, to the lungs is critical for modeling pulmonary disease and pre-clinical therapeutic ...

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Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

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Des mesures répétées de la physiologie respiratoire rongeurs et prélèvement de cellules inflammatoires des voies respiratoires sont souhaitables, mais généralement pas possible. Nous décrivons ici une méthode reproductible pour intubation par voie orale souris qui permet des mesures répétées de l'hyperréactivité des voies aériennes et prélèvement de cellules inflammatoires des voies aériennes.

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Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

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L'utilisation d'un modèle qui reproduit l'état de maladies pulmonaires chez les humains est essentielle pour l'étude de la pathophysiologie et / ou de l'étiologie d'une maladie particulière et pour développer une intervention thérapeutique. Voici une méthode d'intubation trachéale non invasive qui peut directement livrer les matériaux exogènes aux poumons de souris est présentée.

Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

L'intubation trachéale à médiation (IMIT) instillation de réactifs est une excellente méthode non invasive pour l'étude de la maladie respiratoire, ainsi qu'un procédé pour inculquer réactifs thérapeutiques directement dans le poumon. Il est une méthode rapide et hautement reproductible qui est approprié pour des essais précliniques.

Intubation médiation intratrachéale (GI-TI) instillation: un système de distribution non invasive, Lung-spécifique

Cet article présente une méthode rapide et simple pour l'administration de la bléomycine directement dans la trachée de souris par intubation. Les principaux avantages de cette méthode est qu'il est hautement reproductible, facile à maîtriser, et ne nécessite pas d'équipement spécialisé ou de longs temps de récupération.

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L'administration intratrachéale (IT) des agents expérimentaux chez les souris a souvent comme conséquence la livraison asymétrique aux poumons distal.  Dans ce rapport, nous décrivons une approche intrabronchique directe (IB) pour cannuler chaque poumon dans les souris vivantes non-opératoirement.  Cette approche peut être utilisée pour administrer sélectivement des agents à un poumon ou peut être adaptée pour améliorer l'administration d'agents symétriques aux deux poumons.

Administration intrabronchique directe pour améliorer le dépôt sélectif d'agent dans le poumon de souris

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

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Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

Ce protocole décrit une méthode simple, peu coûteuse et assistée par vidéo, pour l’intubation orotrachéale, permettant une intubation rapide et guidée visuellement chez les rats adultes sous anesthésie isoflurane.

Intubation orotrachéale assistée par vidéo chez les rats à l’aide d’un otoscope connecté à un smartphone à faible coût

Apprenez une méthode d'intubation chez la souris utilisant un otoscope commercial pour visualiser les cordes vocales et délivrer des liquides aux poumons avec moins de variabilité et de traumatisme tissulaire.

Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public (Vidéo) | JoVE Journal

Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public

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