Visualisation de la dynamique microbienne du cycle du méthane dans les zones humides côtières

Cette étude a comparé visuellement la distribution spatiale et temporelle des principaux gènes microbiens du cycle du méthane dans les zones humides côtières du sud du Texas, elle explore comment les facteurs environnementaux régulent la dynamique du méthane. Nos résultats révèlent que l’abondance des gènes du cycle du méthane dans les zones humides côtières du sud du Texas est sensible aux conditions environnementales, notamment la salinité et la saison. En particulier mmoX, un type de gène de la méthane monooxygénase, étant plus abondant pendant les saisons plus fraîches.

Ce protocole aborde la recherche sur la détection des gènes microbiens du cycle du méthane en offrant de nouveaux outils pour visualiser la dynamique microbienne spatiale et saisonnière influencée par des facteurs environnementaux. En intégrant des méthodes PCR optimisées à la visualisation SIG, ce protocole permet une détection et une cartographie spatiale améliorées des gènes du cycle du méthane tout en capturant des modèles microbiens dynamiques, spatiaux et saisonniers influencés par des facteurs environnementaux.

[Narrateur] Pour commencer, préparez un mélange réactionnel cPCR de 25 microlitres avec l’ADNe et d’autres composants. Placez les tubes dans l’appareil de PCR et exécutez la réaction de cPCR avec les paramètres appropriés. Après la cPCR, préparez le mélange réactionnel de qPCR contenant du cybervert, à l’exclusion de l’ADN matrice. Versez 57 microlitres du mélange réactionnel préparé dans chaque tube PCR. Ajoutez 3 microlitres d’ADN modèle, d’eau standard ou sans nucléase dans chaque tube et tapotez doucement le tube pour mélanger. Aliquote de 20 microlitres du mélange réactionnel préparé de chaque tube dans les puits désignés d’une plaque qPCR de 96 puits. Scellez la plaque PCR avec un film adhésif d’étanchéité PCR à l’aide d’un applicateur. Et centrifugez-le à 1 000 x g pendant une minute pour assurer un bon mélange et éliminer toutes les bulles dans les puits. Placez la plaque PCR dans le thermocycleur. Allumez la machine qPCR et ouvrez le logiciel associé pour configurer le protocole. Configurez le programme qPCR et lancez l’exécution. Ouvrez le logiciel du système d’information géographique, ArcGIS Pro, et enregistrez le fichier de projet sous le nom de Zone d’étude dans le dossier spécifié sur l’ordinateur. Cliquez sur Carte, puis sélectionnez Carte de base et choisissez un terrain avec des étiquettes comme carte de base. Cliquez sur Localiser, puis sur Rechercher. Lorsque la barre de recherche s’ouvre, tapez le nom de la zone d’étude pour la localiser sur la carte. Pour dessiner la zone spécifique à l’aide du géoréférencement, cliquez sur Afficher, puis sur Volet Catalogue à partir de la couche supérieure. Double-cliquez sur le dossier du catalogue et sélectionnez le nom de fichier souhaité. Faites un clic droit sur le fichier .gdb de la géodatabase. Cliquez sur Nouveau, puis sélectionnez Classe d’entités. La fenêtre Créer une classe d’entités s’affiche. Tapez la zone Nom et alias et cliquez sur Terminer en bas. Maintenant, cliquez sur Afficher, puis sur Contenu. Le nom de l’alias s’affiche dans le volet Contenu. Cliquez sur Modifier à partir du calque supérieur, puis sur Créer. La fenêtre Create Features (Créer des entités) s’ouvre. Double-cliquez sur l’alias dans le volet Créer des fonctionnalités et les options Configurer le retour d’information de l’outil s’affichent. Sélectionnez des lignes, puis esquissez des lignes sur la carte pour créer la limite de la zone d’étude. Double-cliquez sur la carte pour terminer. Réduisez le logiciel SIG et ouvrez une feuille de calcul. Tapez le nom de l’échantillon dans la première colonne, latitude dans la deuxième colonne et longitude dans la troisième colonne. Utilisez les quatre colonnes suivantes pour les données qPCR de pmoA1, pmoA2, mmoX et mcrA. Enregistrez le fichier au format CSV dans un dossier spécifique sur l’ordinateur. Ensuite, ouvrez le logiciel SIG et cliquez sur Ajouter des données, puis sur Données de point XY. Sélectionnez le fichier CSV enregistré dans le dossier de la zone Table d’entrée. Renommez le fichier dans la zone Classe d’entités en sortie, puis cliquez sur Exécuter pour afficher les points d’échantillonnage sur la carte. Maintenant, cliquez sur la barre de recherche en haut et recherchez Krigeage. Sélectionnez le fichier de la station d’échantillonnage et choisissez pmoA1. Cliquez ensuite sur l’environnement, sélectionnez la station d’échantillonnage dans calque et masque, puis cliquez sur Exécuter. Pour créer une mise en page de la carte, cliquez sur Insérer, Nouvelle mise en page, puis sélectionnez ANSI-Landscape. Cliquez sur Map Frame, sélectionnez la carte avec le krigeage et placez toutes les cartes dans la mise en page en dessinant des rectangles. Sélectionnez Flèche vers le nord et placez-la dans la mise en page pour indiquer la direction nord. Sélectionnez ensuite Barre d’échelle pour afficher l’échelle de la zone sur la carte. Cliquez sur Légende, puis placez-le dans la mise en page pour afficher les légendes de la carte. Cliquez sur Grille, puis sélectionnez n’importe quelle option de réticule noir pour créer une grille avec latitude et longitude. La grille s’affiche dans le volet Contenu avec l’étiquette Noir Horizontal Étiquette Graticule. Double-cliquez sur Étiquette horizontale noire Graticule, sélectionnez Composants, puis supprimez les coches 1 et Grille en cliquant sur le signe de croix à leur droite. Enfin, cliquez sur Partager dans la couche supérieure, puis sur Exporter la mise en page. Sélectionnez le type de fichier PDF, enregistrez le fichier sur l’ordinateur à l’aide de la zone Nom, définissez la résolution verticale sur 500 DPI, puis cliquez sur Exporter pour créer le fichier PDF de la carte. L’analyse cPCR a révélé une variabilité spatiale dans la détection des gènes liés au cycle du méthane, les gènes mcrA étant détectés dans tous les échantillons LB et RV, mais absents dans les échantillons BC, reliant la salinité à la distribution du méthanogène. La cPCR a montré des bandes plus brillantes pour pmoA1 avec les paires d’amorces A189-mb661, confirmant une abondance faible mais détectable dans les échantillons de RV, alors qu’elle était absente dans LB et BC. L’analyse qPCR a montré une forte variation saisonnière, les gènes mmoX étant les plus abondants pendant la saison fraîche et les gènes pmoA1 les plus abondants pendant la saison chaude.