Évaluation des propriétés antioxydantes et anthelminthiques des extraits de Tithonia diversifolia contre les œufs de nématodes gastro-intestinaux à l’aide d’essais in vitro

Mes recherches portent sur la parasitologie, étudiant actuellement des composants naturels des plantes pour contrôler les parasites internes chez les petits ruminants. Nous voulons intégrer les connaissances traditionnelles et les méthodes alternatives pour contrôler la population mondiale de petits ruminants. De nos jours, nous utilisons de plus en plus des technologies comme la modélisation prédictive, les compteurs automatiques et les outils moléculaires pour détecter des alertes spécifiques.

De plus, plusieurs instituts à travers le monde développent des prototypes de vaccins contre les contorsions d’Haemonchus. C’est un grand pas en avant. D’autres utilisent des moteurs organiques pour réduire la dépendance aux animaux de laboratoire, ce qui est éthiquement et scientifiquement précieux.

Dans l’ensemble, un effort mondial fort et coordonné est en cours pour faire progresser les outils et la recherche diagnostiques, visant à développer des stratégies innovantes et durables pour le contrôle des parasites à l’échelle mondiale, et à prévenir la résistance aux médicaments. Pour commencer, mélangez 30 grammes de chaque échantillon fécal avec 50 millilitres de solution saline saturée avec une densité de 1,2 gramme par millilitre afin de préparer les tests de coprologie. Homogénéisez trois grammes d’échantillon fécal dans 50 millilitres de solution saturée de chlorure de sodium, puis filtrez le mélange à travers une étamine à fromage.

Examinez la lame au microscope à un gros grossissement de 10 fois et comptez les œufs de type strongyle. Calculez les ovules par gramme en utilisant la formule donnée. Filtrez les excréments deux fois avec une gaze stérile.

Ensuite, filtrez la suspension résultante et transférez-la dans un tamis. Lavez le matériau retenu sur le tamis avec de l’eau distillée, puis collectez la suspension lavée dans des tubes de 15 millilitres. Placez les échantillons dans une centrifugeuse de table avec un rotor de seau pivotant, et faites tourner à environ 4 800 G pendant cinq minutes à température ambiante.

Remettez les œufs en suspension et le PBS, puis ajustez la concentration à 100 œufs par millilitre pour la mise en place du test. Préparez le contrôle positif en dissolvant du Fenbendazole dans du PBS pour obtenir une solution de 1 000 microgrammes par millilitre. Après avoir ajouté le mélange un-à-un d’extrait et de suspension d’œufs, ajoutez environ 100 œufs par millilitre dans chaque puits d’une plaque à 48 puits.

Le principal défi de cette technique réside dans la variabilité de la réponse à l’éclosion des œufs. Même en suivant toutes les étapes du protocole, l’éclosion des œufs peut se produire entre 48 et 72 heures, ou dans certains cas, pas du tout. L’effet inhibiteur de l’extrait de Tithonia diversifolia sur l’éclosion des œufs a montré un schéma dépendant de la dose reflété dans la valeur EC50 de 521,6 microgrammes par millilitre.

Ce résultat indique que des concentrations modérées de l’extrait brut sont nécessaires pour atteindre 50 % d’inhibition, suggérant la présence de composés bioactifs à potentiel anthelmintique. À de faibles doses de 150 à 300 microgrammes par millilitre, l’inhibition était minimale et la variabilité restait faible, ce qui correspondait à une exposition insuffisante pour interférer avec l’embryogenèse ou l’émergence larvaire. La variabilité a atteint un pic à la dose intermédiaire de 1 200 microgrammes par millilitre, cohérente avec la zone de transition non linéaire d’une courbe de réponse à la dose, où de petites différences biologiques ou expérimentales peuvent entraîner de grands changements de résultats.

Cela est attendu avec des extraits bruts de plantes contenant plusieurs composés actifs. Dans l’ensemble, les résultats confirment l’activité anti-éclosion de Tithonia diversifolia avec une efficacité croissante à des doses plus élevées. Le raffinage ou le fractionnement de l’extrait peut augmenter sa puissance, et des études phytochimiques et in vivo supplémentaires sont recommandées pour évaluer son utilité dans les programmes de lutte contre les parasites.

Nos résultats montrent une activité in vitro, confirmant le potentiel antiparasitaire. Celles-ci représentent une découverte significative et une application clinique potentielle pour améliorer la santé animale. De plus, l’approche faible et éthique de ce test valide l’utilisation des connaissances traditionnelles pour les études futures.

Le résultat de notre étude apporte des analyses fondées sur des preuves sur les stratégies anti-helmintiques, validant des composants écologiques pour soutenir les stratégies de contrôle visant à réduire la dépendance aux médicaments.