Name: Caractérisation de l’auto-assemblage réversible dépendant du pH de colloïdes d’or enrobés de bêta-amyloïde 1-40 (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-21T14:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Découvrez l'auto-assemblage réversible de colloïdes d'or enrobés de bêta-amyloïde 1-40 pour étudier les mécanismes d'agrégation protéique liés à la maladie d'Alzheimer. Cette méthode SERS révèle les modes vibrationnels critiques du repliement protéique.

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5 minutes

1. Préparation de nanoparticules d’or enrobées Aβ 1-40
<ol>
	<li>Ajouter un volume de 1 mL d’eau distillée désionisée à 1 mg d’Aβ 1-40 lyophilisé (MW : 4,2 kDa, pureté HPLC de 98 %) à l’aide d’une aiguille de seringue. Mélanger la solution à l’aide d’un mélangeur vortex pendant environ 30 s et s’assurer qu’aucune particule solide n’est observée dans la solution à température ambiante (RT ; ~20 °C).<ol>
		<li>Préparez toutes les solutions mères en utilisant de l’eau désionisée et distillée (~18 MΩ·cm).</li>
		<li>Identifier spectroscopiquement la concentration en utilisant l’absorption de tyrosine à 275 nm32, qui a un coefficient d’extinction moléculaire ε275 de 1390 cm-1· M-1.</li>
		<li>Conserver les solutions-mères de Aβ 1-40 à -80 °C. (Voir le tableau des matériaux pour les produits commerciaux de Aβ 1-40.)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Décongeler la solution mère de peptides environ 5 minutes avant la collecte des données. Mélangez un volume de 8 μL de la solution peptidique avec 800 μL de particules colloïdales d’or dans un tube à centrifuger de 15 mL. Ajouter un volume de 4,2 mL d’eau distillée désionisée, puis agiter l’échantillon pendant 10 s 30,31,33,34.</li>
	<li>Fixez la concentration des peptides Aβ 1-40 à 1,8 nmol et situez le rapport des peptides Aβ 1-40. Le nombre de colloïdes d’or variait entre ~500:1 et ~2000:125.</li>
</ol>
2. Changement itératif du pH et surveillance du décalage de bande SPR correspondant
<ol>
	<li>Réglez la température de la solution à une valeur déterminée (par exemple, 25 °C) à l’aide de l’unité de contrôle de température du spectrophotomètre ultraviolet-visible-proche infrarouge (UV-Vis-NIR).</li>
	<li>Surveillez le pH initial de la solution d’échantillon à l’aide d’un pH-mètre et réglez-le légèrement en dessous du pH 7. Collectez le spectre d’absorption dans la gamme comprise entre 400 nm et 1000 nm.</li>
	<li>Modifiez le pH de l’échantillon à ~ pH 4 (c’est-à-dire pH 4,0 ± 0,3) en ajoutant des volumes de 10 μL de HCl 0,1 M et collectez le spectre d’absorption entre 400 nm et 1000 nm.</li>
	<li>Modifiez le pH de l’échantillon à ~ pH 10 (c’est-à-dire pH 10 ± 0,3) en ajoutant des volumes de 10 μL de NaOH 0,1 M et collectez le spectre d’absorption entre 400 nm et 1000 nm.</li>
	<li>Modifiez le pH entre pH 4 et pH 10 avec HCl et NaOH 10 fois et collectez le spectre d’absorption en continu à 25 ± 0,2 °C29,30. REMARQUE : Pour toutes les solutions d’échantillons, la densité optique du pic de la bande SPR a été maintenue autour de 0,2. On s’attend à un effet tampon dû à la solution tampon résiduelle dans une solution. Ainsi, la valeur finale du pH a été déterminée après la confirmation de l’équilibre. La valeur du pH a été mesurée directement dans une cellule de cuvette d’échantillon à l’aide d’une microélectrode de pH, qui a une précision de ±0,005 pH.</li>
	<li>Obtenez l’ensemble de données ASCII (American Standard Code for Information Interchange) de longueurs d’onde en fonction de l’absorbance. Extrayez la position moyenne des pics de bande à l’aide du programme Peak Fit .<ol>
		<li>Tracez l’ensemble de données pour afficher la densité optique en fonction de la longueur d’onde (nm) à l’aide de la fonction Plot .</li>
		<li>Marquez les longueurs d’onde de crête initiales λ1, λ2 et λ3 en sélectionnant leurs positions approximatives dans les données tracées et ajustez les données à l’aide de la fonction RUN .</li>
		<li>Obtenez le graphique contenant le pic central de chaque (λi), XCi, avec l’aire de chaque bande (Ai).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Exportez les positions et les zones de pic extraites vers un tableur et calculez la position moyenne du pic à un pH donné.<ol>
		<li>Déterminez le facteur de pondération ai de chaque centre de crête λi en comparant l’aire de la bande (Ai) à l’aire totale de l’ensemble des bandes comme suit : <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq01.jpg" style="margin: auto;">.</li>
		<li>Extrayez la position <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;"> moyenne du pic (pH) à l’aide de l’équation (1). 
		<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq03.jpg" style="margin: auto;">(1)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Générez un tracé de réversibilité à l’aide du processus suivant :<ol>
		<li>Tabulé les positions moyennes des pics, <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;">, en fonction de chaque numéro d'"opération », n comme vs. n. Faire en sorte que <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;"> le numéro d’opération, n, soit 1 pour l’échantillon avant l’ajout d’acide à ~pH 7. Augmentez le nombre d’opérations de 1 à chaque fois, en changeant le pH pour qu’il soit ~pH4 avec HCl ou que le pH soit ~pH 10 avec NaOH. Faites en sorte que n soit pair à une condition acide (c’est-à-dire ~pH 4) et impair soit une condition basique (c’est-à-dire pH 10).</li>
		<li>Analysez la position du pic à chaque n, <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;"> (n) = λ(n), en utilisant la formule30 
		<img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq04.jpg" style="margin: auto;">(2) REMARQUE : Représenter une position de crête moyenne initiale à n = 1 par A. Exprimer les paramètres B et C comme le décalage de position de crête dépendant de n. Définissez le paramètre D comme une amplitude du facteur d’amortissement, E, de répétition. Utilisez la fonction sinusoïdale pour montrer l’ondulation de la position du pic en fonction de n.</li>
		<li>Transportez l’ensemble de données de (x, y) vers le logiciel Origin et tracez.</li>
		<li>Former la fonction personnalisée donnée dans l’équation (2) sous Fonction d’ajustement de courbe non linéaire de l’analyse. Entrez les valeurs initiales A, B, C, D et E, puis cliquez sur RUN pour terminer l’ajustement.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Imagerie TEM<ol>
		<li>Réaliser les échantillons TEM des colloïdes d’or 20 nm revêtus d’Aβ 1-40 avec des grilles de cuivre revêtues de Formvar. Examiner les échantillons à l’aide d’un MET fonctionnant à 80 kV.</li>
		<li>Collectez des images à un grossissement nominal de 28 000x ou 71 000x sur un modèle d’appareil photo numérique CCD (AMT) de 4 mégapixels XR-40. Recueillir les images TEM pour l’or 20 nm Aβ 1-40 couché à chaque numéro d’opération n = 1 (~pH 7), n = 2, 4, 6, 8 et 10 (pH 4), et n = 3, 5, 7 et 9 (pH 10).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Imagerie Raman et étude de l’agrégation réversible
<ol>
	<li>Déposer 100 μL de solution sur un disque de mica (diamètre de 1 cm) pour chaque échantillon au numéro d’opération n. Faites sécher les échantillons pendant la nuit avant la mesure.</li>
	<li>Collectez des images en lumière blanche à chaque numéro d’opération n. Préparez l’échantillon séparé sur un disque de mica, car le pH a été continuellement modifié entre ~pH 4 et ~pH 10 pour chaque numéro d’opération n (figure 3).</li>
	<li>Collecter l’image Raman à chaque opération numéro n avec un laser d’une longueur d’onde de λ = 633 nm à une puissance de 0,5 ± 0,05 mW avec une résolution spatiale de ~0,43 μm dans une grille composée de 100 × 100 pixels avec un temps d’intégration de 500 ms/spectre pour la région comprise entre ~200 cm-1 et ~2 800 cm-1 (Figure 4).</li>
	<li>Tracez le spectre représentatif de chaque n aligné en fonction de n et construisez le spectre tridimensionnel du SERS en fonction de n pour Aβ1-40 revêtu d’or 20 nm (Figure 5A). Utilisez la vue de dessus du spectre SERS tridimensionnel comme carte de contour (Figure 5B) afin d’extraire les modes spécifiques associés à une condition de pH particulière (c’est-à-dire ~pH 4 et ~pH 10). Extrayez toutes les caractéristiques spectrales améliorées pour à seulement npairs ou à seulement nimpairs.</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Le peptide bêta-amyloïde 1-40 (A&bêta ; 1&ndash ; 40 peptide)</td><td>r-Peptide (Bogart, GA, USA)</td><td>A-1156-2</td><td></td></tr><tr><td>Appareil photo numérique CCD</td><td>AMT</td><td>XR-40 4 mégapixels CCD&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Eau distillée désionisée du système d’eau Milli-Q- Millipore</td><td>Sigma (Burlington, MA, USA)</td><td>Milli-Q IQ 7000</td><td></td></tr><tr><td>Freezer -86 oC</td><td>Thermo Scientific</td><td>Revco Chilly Willy&nbsp ; Série RLE ID d’unité 187004 Numéro de build 40.04</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (10 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15703-20</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (100 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15711-22</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (15 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15704-20</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (20 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15705-20</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (30 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15706-21</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (40 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15707-21</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (50 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15708-21</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (60 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15709-22</td><td></td></tr><tr><td>Gold Colloid (80 nm)</td><td>Ted Pella, Inc. (Redding, Californie, États-Unis)</td><td>15710-22</td><td></td></tr><tr><td>Disques en mica V1AFM de la plus haute qualité 10 mm</td><td>Ted Pella Inc.</td>Solution étalon d’acide chlorhydrique <td># 1,0</td><td></td></tr><tr><td>N</td><td>Fluka</td><td>Lot# SHBB4705V &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; 318949-2L</td><td></td></tr><tr><td>Macro quartz quvette Trajet Lumineux 10 mm</td><td>Fire Fly Science&nbsp ;</td><td>Type1-MC-Path10mm</td><td></td></tr><tr><td>Micro électrode de pH</td><td>HORIBA</td><td>Modèle 9618S (MFG n° 9Y8E0050)</td><td></td></tr><tr><td>Peak Fit Program</td><td>Origin (Northampton, MA, USA)</td><td>OriginPro2018b (64-bit) b9.5.5.409 (Academic)</td><td></td></tr><tr><td>pH 4.00 Buffer solution&nbsp ;</td><td>VWR</td><td>Cat n° 34170-127</td><td></td></tr><tr><td>pH 7,00 Solution tampon</td><td>Fisher Chemical</td><td>SB107-4 Lot 191041</td><td></td></tr><tr><td>pH-mètre</td><td>HORIBA</td><td>Modèle F-72G (MFG n° B27M0017)</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette &nbsp ; Maxi Tips 1&ndash ; 5 mL</td><td>de Fisher &nbsp ;</td><td>02-707-467</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette 10 mL</td><td>Fisher</td><td>02-717-135</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette 1000 mL</td><td>Fisher</td><td>02-717-156</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette 1&ndash ; 200 mL</td><td>Fisher</td><td>02-717-143</td><td></td></tr><tr><td>Pipette Fisher Brand Elite 0,5&ndash ; 5 mL</td><td></td> Fisher <td></td> QU05317 <td></td></tr><tr><td>pipette Fisher Brand Elite 100&ndash ; 1000 mL</td><td>Fisher</td><td>QU01672</td><td></td></tr><tr><td>Pipeter Fisher Brand Elite 10&ndash ; 100 mL</td><td>Fisher</td><td>MU10985</td><td></td></tr><tr><td>Pipetter Fisher Brand Elite 1&ndash ; 10 mL</td><td>Fisher</td><td>MU08178</td><td></td></tr><tr><td>solution d’hydroxyde de sodium 1,0 m</td><td>Fluka</td><td>Lot#05096BPV&nbsp ; &nbsp ; 319511-2L</td><td></td></tr><tr><td>TEM</td><td>FEI Co</td><td>Morgagni modèle 268&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>TempAssure Tubes PCR, Bouchons plats, Naturel&nbsp ;</td><td></td><td></td><td>Tubes individuels à paroi mince de 0,2 mL avec capuchons plats givrés attachés</td></tr><tr><td>Spectrophotomètre UV-VIS-NIR</td><td>VARIAN</td><td>CARY 5000 UV1106M074</td><td></td></tr><tr><td>WI Tec alpha300R Microscope Raman confocal</td><td>WITec-Oxford Instrument</td><td>XMB3000-3001</td><td></td></tr></tbody></table>

caractérisation de l’auto-assemblage réversible dépendant du ph de colloïdes d’or enrobés de bêta-amyloïde 1-40

Characterization of pH-Dependent Reversible Self-Assembly of Amyloid Beta 1-40-Coated Gold Colloids

Avec la fixation de Aβ 1-40 sur la surface des particules nano-colloïdales d’or, la bande SPR autour du maximum d’absorption de 530 nm s’est significativement décalée vers le rouge à la position de pic de ~650 nm lorsque la solution a été rendue plus acide (pH 4)35. Avec des images TEM, nous avons identifié que les caractéristiques spectroscopiques observées à pH 4 correspondent à la formation des agrégats de colloïdes d’or avec une conformation plausiblement dépliée et un réseau avec les monomères Aβ 1-40 dépliés environnants adsorbés sur la surface d’or30. Nous avons observé que les monomères Aβ 1-40 s’inversent vers la conformation repliée dans des conditions basiques (pH 10), entraînant une déformation des agrégats de manière quasi réversible. Ce processus quasi réversible était évident à partir de l’alternance du pic de bande moyen (<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;">(n)), qui se décalait entre une longueur d’onde plus courte et une longueur d’onde plus longue, et de la morphologie dispersée par rapport à la morphologie agrégée dans les images TEM entre des conditions basiques (pH = 10) et acides (pH = 4). Il a déjà été observé qu’une partie du monomère Aβ 1-40 reste dépliée même après que la solution a été ramenée aux conditions de base36. La vidéo 1 montre le changement de couleur dépendant du pH de Aβ 1-40 et du colloïde d’or nu de 20 nm.
À titre de comparaison, l’étude du pH du houblon sur un colloïde d’or nu de 20 nm a été menée (figures 5C et D). Au fur et à mesure que l’opération de changement de pH se poursuivait, elle a montré la croissance de la grappe des colloïdes d’or dans la bande SPR shoft, les images TEM ainsi que les images en lumière blanche. Il est assez intéressant de noter qu’il y avait plusieurs raies spectrales SERS en fonction de npair et impair. Par exemple, à npair (pH ~4), la ligne à 275 cm-1, qui a été attribuée comme mode associé à Aun (n = 5, 6, 12, 16, 20, 58)37 ou au mode Au-Cligand38 a été observée de manière intensive. D’autre part, pour npair, à 1008 cm-1 C-N str a été observé39 et CH2 wag39, CH2 déformation40 ont été largement observées à 1291 cm-1.
Contrairement à la morphologie d’agrégation claire dépendante du pH et réversible observée par l’imagerie en lumière blanche, il y avait des différences relativement subtiles dans les caractéristiques spectrales du spectre SERS entre npair et impair. En première approximation, la densité spectrale des raies dans la région comprise entre 250 cm-1 et 1750 cm-1 était plus élevée pour nimpair que npair. Les raies spectrales dans la région de l’empreinte, 1250 cm-1 et 1750 cm-1 (bandes Amide I, II et III) pour nimpaires, ont montré des caractéristiques spectrales moins résolues, impliquant soit un élargissement, soit une augmentation des densités spectrales. Dans la figure 6, une carte de contour donnée à la figure 5B (figure 6B) a été organisée avec les signaux SERS à 761 cm-1 (rouge) et 1395 cm-1 (bleu), représentant les accents à npair et impair, respectivement (figure 6C). En tant que spectre SERS représentatif de npair et impair, le spectre SERS à n = 7 (rouge) et n = 4 (bleu) est représenté en haut (figure 6A). Afin de montrer la correspondance avec le décalage de bande SPR pour l’or 20 nm revêtu d’Aβ1-40, le graphique de décalage de bande de la figure 3 est montré sur le côté (figure 6D).
Bien que nous disposions de données préliminaires sur l’attribution complète du spectre SERS observé, nous notons ici plusieurs caractéristiques notables de décalage Raman. Les raies spectrales et (assignations plausibles) améliorées en nimpaires se trouvent principalement dans la région inférieure à 1000 cm-1 : 394 cm-1 (Trp)41,42,43, 761 cm-1 (His, Ala)39,44,45,46,47, 875 cm-1 (déplacement NH indole, étirement C-C de Met)39, 974 cm-1 (Glu, C-COO- étirement de l’Asp, mode associé au citrate)39,48,49. Le décalage Raman amélioré à na même montré des caractéristiques spectroscopiques significatives dans la région de l’empreinte digitale (Amide I, II et III) : 1166 cm-1 (déformation N-H+ de Tyr)39,41, 1227 cm-1 (Ala-Pro-Gly, Amide III)39,50,51, 1395 cm-1 (COO - étirement symétrique ou CH2- CH3- ciseaux de Glu)39,48, 1585 cm-1 (étirement CC de l’anneau de Phe, étirement asymétrique du carboxylate -Au, étirement du COO- du citrate, déformation du cycle benzénique)39,41,45,46,47,49,52, 1592 cm-1 (Phe, Tyr, C=C étirement de Tyr, étirement CC de l’anneau en Phe, étirement du cycle benzénique et COO- étirement en Phe et Tyr, et étirement asymétrique de OH)39,41,48,50,51, et 1628 cm-1 (sous-pic d’Amide I distinctif pour les structures intermoléculaires en feuillet β53, C=O et les modes vibrationnels couplés CN/NH du squelette protéique provenant de structures parallèles de type β, accumulation de Aβ54 agrégé, bobines aléatoires, β-tours, β-épinglesà cheveux 48. Les séquences apparaissant pour npair ou impair sont illustrées à la figure 7. Dans l’ensemble, pour ncorrespondant même à l’agrégation réversible ou à la conformation dépliée de Aβ 1-40, Phe/Tyr contenant le cycle benzénique, l’étirement symétrique du mode de ciseaux COO-, CH2- CH3- de Glu et la déformation -NH+ de Tyr ont été significativement impliqués dans le changement conformationnel du peptide. Lors du désassemblage de l’agrégation observée lorsque les peptides adoptaient la conformation plissée correspondant aux modes proéminents à nimpairs, Glu, Asp, Met, His et Ala semblaient être impliqués.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig01.jpg"> 
Figure 1 : L’absorbance et la morphologie dépendantes du pH. Le spectre d’absorption à pH 4 (A) et pH 10 (B) pour les nanoparticules d’or enrobées Aβ 1-40 (20 nm), ainsi que les images TEM correspondantes, les croquis de particules agrégées/dispersées et les images de solutions dans des flacons sont présentés. A est la conformation dépliée des monomères Aβ 1-40 dans des conditions acides, et B est la conformation repliée dans des conditions basiques. Des diagrammes des monomères Aβ 1-40 dans chaque conformation et morphologies d’agrégation/dispersion sont présentés à côté des images TEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig02.jpg"> 
Figure 2 : Réversibilité de l’auto-assemblage dépendant de la taille nanométrique. Décalage de la position maximale moyenne de la bande SPR, <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;">, en fonction du numéro d’opération, n, pour toutes les tailles testées de particules colloïdales d’or. Les valeurs approximatives du pH et l’étape correspondante des agrégats illustrés à la figure 1 sont également indiquées. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig03v2.jpg"> 
Figure 3 : <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq05.jpg" style="margin: auto;"> et images TEM/lumière blanche à chaque numéro d’opération. En <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/67856/67856eq02.jpg" style="margin: auto;"> fonction du numéro d’opération, n, a été tracé ensemble pour Aβ 1-40 recouvert d’or 20 nm (cercles fermés) et 20 nm d’or (cercles ouverts) et est montré avec des images représentatives TEM (A et C)/lumière blanche (B et D) aux numéros d’opération sélectionnés (n = 1, 2, 3, 7 et 8 marqués par des flèches décodées) pour Aβ 1-40 recouvert d’or 20 nm (A et B) et 20 nm d’or (C et D). La police noire indique un pH de 7, la police bleue indique un pH de 4 et la police rouge indique un pH de 10. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig04.jpg"> 
Figure 4 : Lumière blanche représentative et image Raman. L’image en lumière blanche, l’image Raman et le spectre SERS pour (A) n = 2 et (B) n = 3 ; i) image en lumière blanche dans un large champ de vision, ii) image en lumière blanche dans la zone où l’image Raman a été collectée (étiquetée par un carré rouge en i)), iii) l’image Raman de deux composants combinés, iv) l’image Raman du composant 1 et son v) le spectre SERS de iv), vi) l’image Raman du composant 2, et vii) spectre SERS de vi). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig05.jpg"> 
Figure 5 : Carte des contours du spectre SERS pour nimpair, npair et ntous. (A) La carte tridimensionnelle du spectre SERS dans la région de 250 cm-1 et 1750 cm-1 en fonction de n pour Aβ1-40 recouvert d’or 20 nm avec une carte de contour illustrée en (B) en haut. (C) La carte tridimensionnelle du spectre SERS dans la région de 250 cm-1 et 1750 cm-1 en fonction de n pour 20 nm d’or, avec une carte de contour illustrée en (D) en haut. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig06v2.jpg"> 
Figure 6 : Carte des courbes de niveau du spectre SERS. La carte des contours du spectre SERS en fonction de n (1-10). (A) Absorbance à 1395 cm-1 (bleu) et 761 cm-1 (rouge). (B-D) Le panneau inférieur montre le spectre SERS et le panneau de droite montre l’amplitude de la variation d’intensité du signal des signaux SERS à chaque n. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig06largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67856/67856fig07v3.jpg"> 
Figure 7 : Séquences notables de Aβ1-40. Les séquences assignées pour avoir une implication significative à nimpair (correspondant à la formation de la conformation pliée) sont indiquées par des flèches rouges vers le bas, et celles assignées pour avoir une implication significative à npair (correspondant à la formation de la conformation dépliée) sont indiquées par des flèches bleues. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/67856fig07largev3.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Vidéo 1 : Changement de couleur dépendant du pH de Aβ1-40 et du colloïde d’or nu de 20 nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67856/Movie%20Abeta-Gold%20Color%20Change.wmv" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.</a>

Caractérisation de l’auto-assemblage réversible dépendant du pH de colloïdes d’or enrobés de bêta-amyloïde 1-40

The characterization of A&#946;1-40 coated over the nano-gold colloidal particle surfaces was conducted using surface plasmon resonance (SPR) spectroscopy ...

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Biochimie

Photo-induit de réticulation des protéines non modifiées (PICUP) permet de caractériser la distribution de taille oligomère de mélanges de protéines métastable. Nous démontrons l'application de PICUP à trois peptides représentatifs amyloïdogéniques les 40 - et 42-résidus formes d'amyloïde β-protéine, et la calcitonine, et un peptide contrôle l'hormone de croissance facteur de libération.

Photo-induite réticulation des protéines non modifiées (PICUP) appliqué à des peptides amyloïdogéniques

Les aptamères sont sélectionnés par ribo-/deoxyribo-oligonucleotides...

Sélection d&#39;aptamères pour amyloïde β-protéine, l&#39;agent causal de la maladie d&#39;Alzheimer

Une méthode pour purification à grande échelle du domaine intracellulaire APP (AICD) est décrite. Nous décrivons également une méthodologie pour...

La purification et l&#39;agrégation de la protéine précurseur amyloïde domaine intracellulaire

Les protéines peuvent soit adopter une structure native, soit se replier en amyloïde insoluble. Les conditions qui favorisent la voie de mauvais repliement conduisent à la formation de différents types de fibrilles amyloïdes. Les méthodes décrites ici permettent une conversion rapide des protéines natives en amyloïde in vitro.

Génération rapide d’amyloïde à partir de protéines natives in vitro

Nous rapportons ici un protocole de purification par HPLC sur mesure qui produit de haute pureté bêta-amyloïde 42 (Aß42) et de bêta-amyloïde 40 (Aß40) peptides, capable de former des oligomères. Bêta-amyloïde est un peptide hydrophobe fortement l'agrégation prédisposé impliquée dans la maladie d'Alzheimer. La nature amyloïdogène du peptide rend sa purification un défi.

Un protocole Purification Tailored HPLC que les rendements de haute pureté amyloïde bêta 42 et bêta-amyloïde 40 Peptides, capable de former Oligomère

Ce protocole décrit comment préparer des oligomères bêta-amyloïdes d’un peptide synthétique in vitro et d’évaluer les quantités relatives des oligomères bêta-amyloïdes par une dot blot analyse.

A11-positif β-amyloïde oligomère préparation et évaluation à l’aide de Dot Blot Analysis

Un protocole pour la synthèse d’un 1, 2-dithiolane modifiée peptide et la caractérisation des structures supramoléculaires résultant de la peptide auto-assemblage.

Synthèse et caractérisation de 1, 2-Dithiolane modifiée Peptides auto-assemblage

Présentées ici sont deux méthodes qui peuvent être utilisés individuellement ou en combinaison pour analyser l’effet de la protéine bêta-amyloïde sur structure de caillot de fibrine. Inclus est un protocole créant un caillot de fibrine in vitro , suivie de turbidité de caillot et la microscopie électronique à balayage méthodes.

Analyse des anomalies induite par la β-amyloïde sur Structure de caillot de fibrine par spectroscopie et microscopie électronique à balayage

Cette méthode de purification biochimique avec analyse protéomique basée sur la spectrométrie de masse facilite la caractérisation robuste des noyaux de fibrilles amyloïdes, ce qui peut accélérer l’identification de cibles pour la prévention de la maladie d’Alzheimer.

Purification biochimique et caractérisation protéomique des noyaux de fibrilles amyloïdes du cerveau

Les fibrilles amyloïdes sont formées par de nombreuses protéines, et les fibrilles résultantes partagent une structure en « feuilles crois β ées ». Nous décrivons ici comment des échantillons de fibrille amyloïde peuvent être préparés pour la diffraction des fibres aux rayons X et comment les motifs peuvent être analysés.

Amyloïde et l’architecture cross-bêta

Découvrez l'auto-assemblage réversible de colloïdes d'or enrobés de bêta-amyloïde 1-40 pour étudier les mécanismes d'agrégation protéique liés à la maladie d'Alzheimer. Cette méthode SERS révèle les modes vibrationnels critiques du repliement protéique.

Caractérisation de l’auto-assemblage réversible dépendant du pH de colloïdes d’or enrobés de bêta-amyloïde 1-40

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