Name: Un modèle de vessie in vitro d’infection des voies urinaires associée à un cathéter (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-24T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
Description: Découvrez un modèle de vessie in vitro pour étudier les infections urinaires associées aux cathéters. Cette méthode permet d'évaluer l'efficacité des traitements antimicrobiens contre les biofilms bactériens.

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<table><tbody><tr><td>313 Extension de tête de pompe à charge rapide</td><td>Watson-Marlow</td><td>313</td><td>Pompe péristaltique - extension de tête de pompe supplémentaire&nbsp ;</td></tr><tr><td>323S/D Pompe à vitesse variable à commande manuelle</td><td>Watson-Marlow</td><td>323S/D</td><td>Pompe péristaltique</td></tr><tr><td>3L Sacs de lit, stériles avec robinets à levier&nbsp ;</td><td>Great Bear Healthcare&nbsp ;</td><td>GDW173</td><td></td></tr><tr><td>Tube en silicone durci au platine de 3 mm de diamètre intérieur</td><td>Fisher</td><td>10111801</td><td>Petit tube de circuit AUM (connecter le tube de pompe aux modèles)</td></tr><tr><td>Tube en silicone durci au platine de 5 mm de diamètre intérieur</td><td>Fisher</td><td>10539201</td><td>Tube de circuit AUM moyen (connecter le tube de pompe au réservoir AUM)</td></tr><tr><td>Chlorure d’ammonium (NH4Cl)</td><td>Fisher</td><td>11473713</td><td></td></tr><tr><td>sulfate de sodium anhydre (Na2SO4)</td><td>Fisher</td><td>11498717</td><td></td></tr><tr><td>Azlon Connecteur conique&nbsp ;</td><td>Fisher</td><td>10712807</td><td>Utilisé pour connecter différentes longueurs de tubes dans le circuit AUM</td></tr><tr><td>Cintres de sacs de lit&nbsp ;</td><td>Great Bear Healthcare&nbsp ;</td><td>10705P</td><td></td></tr><tr><td>Bochem Pinces à cochon de serrage, diamètre 25 mm</td><td>Fisher</td><td>11805101</td> chlorure de <td></td></tr><tr><td>calcium (CaCl2)</td><td>Fisher</td><td>10021681</td><td></td></tr><tr><td>Acide citrique monohydrate&nbsp ;</td><td>Merck</td><td>C1909-500G</td><td>Utilisé pour éliminer le biofilm cristallin des modèles après l’expérimentation.</td></tr><tr><td>Fisherbrand&nbsp ; Pipettes en verre graduées de classe B de type 1</td><td>Fisher</td><td>11992168</td><td>Utilisées pour fournir des modèles de lames in vitro avec AUM via une bonde alésée</td></tr><tr><td>Gélatine</td><td>VWR</td><td>24360.233</td><td></td></tr><tr><td>Graphpad prism 10</td><td>GraphPad</td><td>V10.0</td><td>Logiciel analytique utilisé pour la représentation graphique des résultats de modèles de vessie in vitro et l’analyse statistique.&nbsp ;</td></tr><tr><td>Hanna HI 2211-02 pH-mètre de paillasse</td><td>Phillip Harris&nbsp ;</td><td>PP00057414</td><td></td></tr><tr><td>modèle de vessie&nbsp ;</td><td>-</td><td>-</td><td>Équipement sur mesure tel que décrit précédemment par Nzakizwanayo et al. (2019).</td></tr><tr><td>Instillagel 6 mL gel lubrifiant</td><td>mydoctorshop.co.uk</td><td>40-006</td><td>Gels lubrifiants utilisés à la section 7.1. ; d’autres fournisseurs sont disponibles.</td></tr><tr><td>Kartell Plastilab Connecteur conique inégal</td><td>Fisher&nbsp ;</td><td>11914289</td><td>Utilisé pour raccorder des tubes de différents diamètres</td></tr><tr><td>Gélose MacConkey sans sel (déshydratée)</td><td>Fisher</td><td>10472643</td><td>Pour le dénombrement de colonies uniques de bactéries grouillantes, c’est-à-dire Proteus mirabilis</td></tr>, <tr><td>chlorure de magnésium hexahydraté (MgCl2.6H2O)</td><td>Fisher</td><td>10386743</td><td></td></tr><tr><td>phosphate monopotassique (KH2PO4)</td><td>Connecteur en</td> forme de Y Fisher <td>10573181</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene</td><td></td> Fisher <td>10186070</td><td>Utilisé pour faire fonctionner plusieurs circuits AUM à partir d’un seul réservoir AUM (1 à 4 modèles par réservoir)&nbsp ;</td></tr><tr><td>chlorure de potassium (KCl)</td><td>Fisher</td><td>10375810</td><td></td></tr><tr><td>Bouteille d’aspirateur en pyrex avec douille latérale en verre rodé, capacité : 5000 mL</td> Réservoir <td>Fisher</td><td>11347884</td><td>AUM</td></tr><tr><td>Bouchons en caoutchouc avec alésage, Diamètre extérieur : 37 mm, Rouge, Diamètre : 37 mm</td><td>Fisher</td><td>11517612</td><td>Utilisé dans le réservoir AUM et pour fournir des modèles in vitro avec AUM</td></tr><tr><td>Taille 14 Cathéter de Foley français 100 % silicone avec seringue d’eau stérile pour le gonflage&nbsp ;</td><td>Great Bear Healthcare&nbsp ;</td><td>4833-0514</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de sodium (NaCl)</td><td>Fisher</td><td>10735921</td> oxalate de <td></td></tr><tr><td>sodium (Na2C2O4)</td><td>Fisher</td><td>10442211</td><td></td></tr><tr><td>Teknon Biocleanse nettoyant biocide concentré 5L&nbsp ;</td><td>Fisher</td><td>12447580</td><td>Utilisé pour stériliser les modèles après l’expérimentation</td></tr><tr><td>citrate trisodique (Na3C6H5O7)</td><td>Fisher</td><td>11434993</td><td></td></tr><tr><td>bouillon de soya tryptone</td><td>Fisher</td><td>10198002</td><td></td></tr><tr><td>urée (CH4N2O)</td><td>Fisher</td><td>10404185</td><td></td></tr><tr><td>Uro-Tainer M NaCl 0,9 %</td><td>B.Braun</td><td>FB99833</td><td>Sachet d’irrigation pour vessie saline utilisé à la section 7.2.</td></tr><tr><td>Tube en silicone durci au platine Watson-Marlow Pumpsil de 1,6 mm de diamètre intérieur</td><td></td> Fisher <td>12406280</td><td>Tube de circuit AUM épais (pour une utilisation dans la pompe perstaltique)</td></tr></tbody></table>

un modèle de vessie in vitro d’infection des voies urinaires associée à un cathéter

An In Vitro Bladder Model of Catheter-Associated Urinary Tract Infection

Le succès du modèle de vessie in vitro dépend de la pratique d’une bonne technique d’asepsie et d’une observation minutieuse de la turbidité du milieu tout au long de l’expérience (Figure 3). Avant l’inoculation, l’AUM stérile était de couleur jaune pâle et transparent dans la chambre centrale du modèle de vessie in vitro (figure 3A). Les actifs sous gestion dans le réservoir du milieu doivent rester clairs tout au long de l’expérience, car tout changement de turbidité peut indiquer une précipitation des sels de la solution ou une contamination du milieu. Si l’AUM dans le réservoir de média ou le tube du circuit de média devient trouble ou présente un changement radical de couleur, les répétitions doivent être jetées et répétées. Après l’inoculation, une augmentation de la turbidité de l’AUM dans la chambre centrale du modèle de vessie in vitro est clairement visible (Figure 3B). Les changements de turbidité sont souvent plus prononcés chez les organismes positifs à l’uréase tels que P. mirabilis, mais devraient encore être visibles après l’inoculation chez les organismes négatifs à l’uréase. Une fois que l’écoulement sous AUM est initié, une réduction de la turbidité AUM est souvent observée lorsque les cellules planctoniques sont lessivées, et n’indique pas un manque de cellules viables dans le modèle. L’observation du niveau de média dans la chambre centrale peut également être utilisée pour déterminer le temps de blocage si l’on utilise des organismes positifs à l’uréase (Figure 3C). Pendant que les modèles fonctionnent, le trou de l’œil et l’extrémité du cathéter doivent être complètement visibles pour indiquer un bon drainage dans les sacs à déchets. En cas d’obstruction, le niveau d’AUM dans la chambre centrale s’élèvera au-dessus des trous et de l’extrémité du cathéter, indiquant que l’expérience est prête pour toutes les lectures et la fin du point final. Au cours de l’expérimentation, les effets de pression dans le circuit de média du modèle de vessie in vitro peuvent faire apparaître les modèles bloqués. Si un blocage est suspecté, vérifiez que le circuit AUM, le cathéter et le tube du sac à déchets sont tendus avant de terminer le test, car toute bulle d’air ou pli potentiel dans le tube peut provoquer des « sas » et empêcher le cathéter de se vider.
Au cours d’expériences in vitro sur des modèles de vessie, l’échantillonnage planctonique peut fournir des informations précieuses sur la dynamique de croissance au sein du modèle ainsi que sur la progression de l’IUCA. La croissance cellulaire, le pH et la formation de biofilms peuvent tous être surveillés tout au long de l’expérience sans qu’il soit nécessaire d’arrêter les modèles (Figure 4). Si l’on utilise des organismes positifs à l’uréase, les calculs de temps de blocage peuvent être utilisés comme mesure du taux de formation du biofilm et utilisés pour comparer les propriétés de différentes souches bactériennes (figure 4). La comparaison d’une souche de type sauvage de P. mirabilis et d’un mutant LPS (insertion de mini-tn5 dans waaC) a démontré une prolongation du temps de blocage et donc une réduction de la formation de biofilm chez le mutant (Figure 4). Les organismes négatifs à l’uréase ne bloquent généralement pas les modèles de vessie in vitro , et il est donc recommandé de déterminer un critère d’évaluation défini avant l’expérimentation. Dans certains cas, les organismes négatifs à l’uréase peuvent entraîner le blocage du cathéter. Par exemple, les souches de Klebsiella pneumoniae négatives à l’uréase peuvent produire des biofilms mucoïdes étendus, mais ceux-ci prennent généralement beaucoup plus de temps que les biofilms positifs à l’uréase pour bloquer le drainage, de sorte qu’un critère d’évaluation défini est toujours recommandé.
La mesure du pH tout au long de l’expérimentation sur des modèles de vessie peut également donner un aperçu des différences entre les souches, ainsi que des progrès de l’IUCA. Si des organismes négatifs à l’uréase sont utilisés, le pH dans la chambre centrale du modèle de vessie in vitro devrait rester en grande partie stable tout au long de l’expérience, bien que de petites fluctuations du pH soient attendues à mesure que la dynamique de la population change au cours de l’expérience. L’inoculation de modèles in vitro avec des organismes positifs à l’uréase entraîne une augmentation significative du pH au fil du temps, le pH le plus élevé étant généralement observé au moment du blocage, où des lectures de pH aussi élevées que ~8-9 peuvent être observées (Figure 4B).
Le dénombrement des UFC planctoniques/ml est un élément important de la modélisation in vitro de la vessie, car il permet aux opérateurs d’évaluer si l’inoculation a été réussie et de suivre les progrès de l’expérimentation. La mesure de l’UFC/mL à la fin de l’expérience peut mettre en évidence toute différence de colonisation de la vessie entre différentes souches bactériennes. En comparant la souche mutante mini-Tn5 de P. mirabilis au type sauvage, une réduction significative de l’UFC/mL au moment du blocage a été observée (figure 4C). De plus, le dénombrement des UFC à partir des biofilms à la surface du cathéter et la quantification de la biomasse du biofilm peuvent donner un aperçu de la capacité de différents agents pathogènes à coloniser les voies urinaires par cathétérisme. Des colorants cristallins violets ont été utilisés pour déterminer les différences dans la formation du biofilm entre une souche HI4320 de P. mirabilis de type sauvage et des isolats passés dans la chlorhexidine (figure 5). Les mesures de densité optique à 595 nm ont démontré que les isolats passés dans la chlorhexidine présentaient une réduction de la formation de biofilm par rapport au type sauvage et aux témoins passés en l’absence de chlorhexidine.
Comme l’objectif du modèle de vessie in vitro est de reproduire avec précision le créneau des infections urinaires, les modèles peuvent également être utilisés pour étudier les effets des traitements antimicrobiens visant à traiter les infections urinaires aiguës dans un environnement cliniquement pertinent. Pour les organismes positifs à l’uréase, la comparaison des temps de blocage des modèles traités avec des modèles non traités peut fournir des informations utiles sur l’efficacité du traitement. Le traitement de modèles de vessie in vitro inoculés avec P. mirabilis avec une solution d’irrigation de la vessie à la chlorhexidine à 0,02 % a considérablement prolongé le délai d’obstruction par rapport aux modèles non traités ou traités avec une solution saline à 0,9 % (figure 6A). De plus, le modèle de vessie in vitro peut être utilisé pour étudier l’activité bactéricide des traitements antimicrobiens. La surveillance des variations des UFC/mL des cellules planctoniques et associées au biofilm après un traitement antimicrobien peut indiquer si les traitements sont efficaces. Le traitement de modèles de vessie in vitro inoculés avec P. mirabilis a montré une réduction de &gt;7 log de l’UFC planctonique/mL immédiatement après le traitement, comparativement aux modèles non traités et aux modèles irrigués à 0,9 % de solution saline lorsqu’ils étaient appliqués conformément aux instructions du fabricant (figure 6B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig01.jpg"> 
Figure 1 : Schéma des principaux composants du modèle de vessie in vitro. (A) Le modèle à vessie (système de drainage fermé) : (1) chambre en verre à double paroi simulant la vessie (2) entrée de média, l’UA est fournie par une pompe péristaltique à la chambre intérieure du modèle à vessie (3) entrée d’eau alimentée par un bain d’eau circulant à la chambre extérieure (4) sortie d’eau (5) cathéter de Foley, inséré dans la chambre intérieure (6) point de connexion de la lumière de drainage ; Point de raccordement pour sac à déchets/poches d’irrigation (7) Sac de drainage collectant l’écoulement de l’urine. (B) Schéma illustrant la configuration du modèle de vessie in vitro et la direction de l’écoulement du milieu et de l’eau à travers le modèle. L’urine artificielle est stockée dans un réservoir de milieu (1) à température ambiante et fournie au modèle par une pompe péristaltique (2) à un débit constant de ~ 0,75 mL min-1 pendant la durée de l’expérience. Le fluide s’écoule dans la chambre centrale du récipient en verre à double paroi représentant la vessie (3) et s’écoule par le trou de l’œil d’un cathéter de Foley (4) dans un sac de drainage (5), complétant ainsi le système de drainage stérile et fermé. Le modèle à vessie in vitro est maintenu à une température constante de 37 °C par un bain-marie à circulation (6), qui s’écoule à travers la chambre extérieure du récipient en verre à double paroi. Les lignes pointillées représentent les tubes en silicone et les flèches représentent la direction de l’écoulement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig02.jpg"> 
Figure 2 : Section de cathéters urinaires pour traiter les cellules associées au biofilm. Exemples de points sur une sonde urinaire pour la dissection pour la quantification du biofilm en aval. (A) Les cathéters sont d’abord sectionnés latitudinalement dans la région de 8 cm à proximité de l’extrémité ou des trous pour les yeux (où la formation de la plupart des biofilms est observée). Des sections de 1 cm sont prélevées à l’aide d’un scalpel, évitant généralement la région contenant le ballonnet du cathéter dégonflé en raison des difficultés de reproductibilité du traitement (1-3). (B) Une fois que les cathéters sont initialement sectionnés en morceaux de 1 cm, une autre coupe longitudinale est pratiquée dans la lumière centrale pour exposer tout biofilm présent pour une quantification ultérieure du biofilm, c’est-à-dire le dénombrement UFC/mL de la coloration violette cristalline. Les lignes pointillées représentent les points de dissection. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig03.jpg"> 
Figure 3 : Étapes d’une expérience sur un modèle de vessie in vitro. Images du modèle de vessie in vitro chambre centrale, à travers les différentes étapes de l’expérimentation. (A) AUM dans la chambre centrale du modèle de vessie in vitro avant l’inoculation. Le support dans la chambre centrale est complètement transparent, ce qui indique que la stérilisation a réussi, et l’extrémité du cathéter et les trous pour les yeux sont visibles au-dessus de la ligne de support, ce qui indique que le cathéter se draine avec succès. (B) Milieu dans la chambre centrale du modèle de vessie in vitro après l’inoculation de P. mirabilis (4 h après l’inoculation). Le succès de l’inoculation est indiqué par l’augmentation de la turbidité du milieu. La visibilité de l’extrémité du cathéter et des trous oculaires indique que l’AUM s’écoule correctement à travers le cathéter et qu’il n’y a pas eu de blocage. (C) Un exemple de modèle de vessie bloquée in vitro. L’inoculation avec P. mirabilis et la formation et la minéralisation du biofilm qui en ont résulté ont entraîné le blocage des trous oculaires du cathéter, empêchant le drainage et provoquant une élévation du niveau de média dans la chambre centrale au-dessus de l’extrémité du cathéter. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig04.jpg"> 
Figure 4 : Mesures du point final pour un modèle de vessie in vitro jusqu’à l’obstruction. Exemples de mesures du paramètre au moment de l’obstruction à partir d’un modèle de vessie in vitro inoculé avec une souche clinique de P. mirabilis, RS47 (WT), et une souche mutante avec formation de biofilm atténuée, RS47-2 (mutant). (A) Temps de blocage (h) des souches WT et mutantes de P. mirabilis. (B) pH des modèles de vessie in vitro au moment de l’obstruction. (C) UFC/mL de cellules planctoniques dans une chambre modèle de vessie in vitro au moment de l’obstruction. Toutes les données représentent la moyenne de cinq répétitions biologiques. Les barres d’erreur indiquent l’erreur type de la moyenne (SEM). *p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,01. Cette figure a été modifiée à partir de Clarke et al.46. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig05.jpg"> 
Figure 5 : Mesures cellulaires associées au biofilm à partir du modèle de vessie in vitro. Quantification de la formation du biofilm de P. mirabilis, comparaison de la souche de type sauvage HI4320 à des populations adaptées passées avec ou sans chlorhexidine (CHD) par coloration cristalline violette et mesure de la densité optique (DO) à 595 nm. WT : P. mirabilis HI4320 ; 1, 3, 5 : contrôles de passage sans exposition à la coronaropathie ; 2, 4, 6 : HI4320 passé dans 4 μg/mL CHD. Toutes les données représentent la moyenne de cinq répétitions biologiques. Les barres d’erreur affichent SEM. *p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,01. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67966/67966fig06.jpg"> 
Figure 6 : Mesures à partir de modèles de vessie in vitro après un traitement antimicrobien. Des échantillons planctoniques ont été prélevés sur un modèle de vessie in vitro inoculé avec P. mirabilis, après irrigation avec une solution antimicrobienne de chlorhexidine à 0,02 % (100 ml) ou un témoin salin à 0,9 %. (A) Temps de blocage des modèles de vessie in vitro après l’irrigation. (B) UFC/mL planctonique immédiatement après le traitement d’irrigation. Toutes les données représentent la moyenne de cinq répétitions biologiques. Les barres d’erreur affichent SEM. *p ≤ 0,05 ; **p ≤ 0,01 ; *p ≤ 0,0001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67966/67966fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

Un modèle de vessie in vitro d’infection des voies urinaires associée à un cathéter

Catheter-associated urinary tract infections (CAUTIs) are among the most common healthcare-associated infections. Biofilm formation on urinary catheters ...

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