Un modèle de vessie in vitro d’infection des voies urinaires associée à un cathéter

- Nos recherches portent sur les infections des voies urinaires associées aux cathéters. Nous utilisons des modèles in vitro comme le modèle de la vessie pour mieux comprendre les agents pathogènes qui causent les infections urinaires.

Le modèle de vessie in vitro fournit un environnement contrôlé pour tester les applications pratiques des outils de diagnostic et des interventions thérapeutiques pour le traitement des infections urinaires.

Les voies urinaires par cathétérisme sont une niche environnementale complexe avec des paramètres importants tels que la surface du cathéter et l’environnement nutritionnel de l’urine, qui rendent difficile la reproduction in vitro.

L’un des principaux objectifs de notre recherche est de trouver des moyens de contrôler la formation de biofilms sur les dispositifs médicaux tels que les cathéters urinaires afin d’améliorer les résultats pour les patients. Nous utilisons également nos modèles pour étudier le développement de la résistance aux antimicrobiens dans les communautés bactériennes afin de répondre à des questions sur la façon dont cela se produit et sur ce que nous pouvons faire pour le prévenir.

[Narrateur] Pour commencer, insérez un cathéter de Foley dans la chambre centrale en verre du modèle de vessie in vitro et fixez le cathéter en place après avoir gonflé le ballonnet à l’aide de la seringue d’eau stérile fournie. Ensuite, fixez le sac à déchets à l’orifice du cathéter avant de connecter le dispositif de vessie in vitro au réservoir AUM. Maintenant, fixez les modèles de vessie in vitro à des supports de serrage. Connectez la tubulure du circuit de fluide à la pompe péristaltique et fixez les sacs à déchets dans les supports positionnés sous les modèles. Connectez la chambre extérieure du modèle de vessie à un bain-marie à l’aide d’un tube en silicone. Réglez le bain-marie pour qu’il chauffe à 37 degrés Celsius et allumez les circulateurs du réservoir. Stérilisez le modèle de vessie in vitro avec de l’éthanol à 70 %. Retirez le bouchon à l’entrée du média pour rendre la chambre intérieure accessible. À l’aide d’une pipette sérologique, prélever 10 millilitres d’AUM du volume du modèle de vessie. Inoculer les modèles de vessie in vitro à travers la chambre centrale à l’aide de la suspension normalisée de 10 millilitres et bien mélanger. À l’aide de la pipette, prélever 10 millilitres de l’échantillon inoculé de la chambre centrale et les aliquoter dans un tube universel de 15 millilitres pour des tests ultérieurs. Après avoir décontaminé les surfaces externes, remplacez le bouchon et reprenez brièvement le flux de fluide pour vous assurer que le niveau AUM dans la chambre centrale atteint le trou de l’œil, puis arrêtez le flux. Après une incubation d’une heure, allumez le débit de fluide à l’aide de la pompe péristaltique pour commencer à faire fonctionner les modèles à vessie in vitro. Après avoir décontaminé le bouchon du modèle de vessie, retirez-le pour accéder à la chambre centrale. À l’aide d’une pipette sérologique, mélangez délicatement le contenu de la chambre centrale, en évitant l’extrémité du cathéter et le ballonnet. Ensuite, prélevez un millilitre de l’échantillon à l’aide d’une pipette et aliquotez-le dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre pour les dilutions en série. Mesurez le pH de l’échantillon restant à l’aide d’un pH-mètre. Débranchez le sac à déchets du cathéter et évacuez toute urine résiduelle du modèle en dégonflant le ballonnet. Retirez le cathéter du bas du modèle à l’aide d’une pince stérile. Maintenant, placez le cathéter retiré sur une planche stérile et, à l’aide d’un scalpel stérile, coupez le cathéter aux points requis pour la section. À l’aide d’une pince stérile, trempez la section du cathéter trois fois dans du PBS stérile pour éliminer les cellules non adhérentes et incubez la section du cathéter préparée dans de la trypsine à 0,25 % à 37 degrés Celsius pendant 30 minutes. Après l’incubation, sonicez la solution contenant le cathéter pendant 10 minutes. En utilisant la technique aseptique, insérez l’extrémité de la seringue contenant l’agent lubrifiant dans le col du modèle à vessie et injectez cinq millilitres de gel. Faites pivoter le modèle pour vous assurer que la base est uniformément recouverte de gel. Pour insérer un cathéter de Foley dans le modèle, poussez l’extrémité du cathéter à travers le gel et fixez-le après avoir rempli le ballonnet comme d’habitude. Connectez le modèle au reste de la configuration. Ensuite, remplissez la lumière du modèle avec de l’urine jusqu’à ce qu’elle commence à s’écouler par le trou de l’œil du cathéter. Dès que l’urine commence à s’écouler, arrêtez la pompe pour éviter la perte de gel avant l’inoculation. Au moment de la mise en marche de la pompe après les inoculations, il faut éliminer les dilutions pour le nombre d’unités formant des colonies. Si vous utilisez une poche d’irrigation individuelle, débranchez le sac à déchets du cathéter et utilisez le capuchon fourni avec la poche pour sceller le sac à déchets. Fixez immédiatement le sachet de solution d’irrigation au cathéter et, en exerçant une légère pression, pressez le produit dans la lumière centrale en suivant les instructions du fabricant pendant 15 minutes. Une fois le temps de traitement recommandé écoulé, laissez la solution résiduelle s’écouler de la chambre intérieure via le trou de l’œil du cathéter dans la poche d’irrigation, puis débranchez la poche. Stérilisez l’orifice de drainage du cathéter et l’orifice de raccordement du sac à déchets avec de l’éthanol à 70 % avant de les reconnecter. Pour mettre fin à l’expérience, coupez le débit du bain-marie et débranchez le circuit de média et la tubulure du circuit du bain-marie des modèles de vessie in vitro. Après avoir retiré les bouchons, récupérez tout le volume d’urine résiduelle, videz les sacs à déchets et jetez tout milieu résiduel. Ensuite, débranchez les sacs de déchets du cathéter de l’orifice du cathéter et jetez-les. Enfin, à l’aide d’une seringue, dégonflez lentement les ballonnets du cathéter avant de retirer les cathéters des modèles. Après l’inoculation du modèle de vessie, le temps de blocage a été considérablement prolongé chez la souche mutante mini-Tn5 de Proteus mirabilis par rapport à la souche de type sauvage, ce qui indique une formation réduite de biofilm. Les unités de formation de colonies planctoniques par millilitre au moment du blocage ont été significativement réduites dans la souche mutante mini-Tn5 par rapport au type sauvage. La coloration au violet cristallin a démontré que les isolats de Proteus mirabilis passés dans la chlorhexidine présentaient une réduction significative de la biomasse du biofilm par rapport à ceux qui passaient sans chlorhexidine. Le traitement de modèles de vessie in vitro avec une irrigation à la chlorhexidine à 0,02 % a considérablement prolongé le temps de blocage et réduit le nombre d’unités de formation de colonies planctoniques par millilitre par rapport aux témoins non traités et traités avec une solution saline.