Modèle animal d’infections associées à des implants chez la souris

L’établissement d’un modèle animal stable nous fournit des plateformes fiables pour tester les thérapies d’infection associées aux implants tout en étudiant les statistiques pathologiques et la réponse immunitaire dans le microenvironnement de l’infection. Dans la lutte contre le traitement par IGP, les techniques émergentes, telles que l’imagerie par fluorescence, le microscope électronique, la transcriptomique, offrent un choix puissant pour étudier les cycles de vie et l’avenir des bactéries dans les IGP. Cependant, nous devons d’abord établir un modèle animal IGP de haute qualité et reproductible.

Le défi consiste maintenant à construire un modèle stable et reproductible qui imite le microenvironnement complexe in vivo, une réalité clinique pour les infections associées aux implants. Supérieurs aux modèles d’abcès sous-cutanés, les modèles d’infection associés aux implants offrent une pertinence clinique accrue, maintiennent les infections, améliorent la reproductibilité et la biosécurité. Cette méthode de modélisation est très sûre et fiable, elle nous permet d’étudier de manière exhaustive les mécanismes physiopathologiques et de susciter le développement de critères de diagnostic avec des étirements thérapeutiques ciblés.

Pour commencer, procurez-vous des cultures de Staphylococcus aureus. Prélever une noisette de la culture à l’aide d’une boucle d’inoculation, fixer la suspension sur une plaque de gélose au sang et incuber. Sélectionnez une seule colonie indépendante, ronde et lisse, avec une pigmentation jaune doré et une zone d’hémolyse claire.

À l’aide d’une boucle stérile, inoculez-le dans un tube à centrifuger stérile de 15 millilitres contenant cinq millilitres de bouillon de soja tryptique stérile. Placez le tube dans un incubateur à agitation réglé à 37 degrés Celsius et secouez à 200 tours par minute pendant 12 heures. Diluez la suspension bactérienne avec du bouillon de soja tryptique dans un rapport de un à 50 et incubez à nouveau.

Ensuite, utilisez un spectrophotomètre pour mesurer et enregistrer la densité optique à 600 nanomètres afin de confirmer que les bactéries ont atteint la phase de croissance logarithmique. Ensuite, pipetez trois millilitres de suspension bactérienne dans un tube. Mélangez-le avec trois millilitres de PBS stérile à froid.

Centrifuger le mélange à 3000 G pendant 10 minutes à quatre degrés Celsius. À l’aide d’une pipette, jeter le surnageant et remettre doucement la pastille bactérienne en suspension dans du PBS. Remettre en suspension la pastille bactérienne lavée dans du PBS pour une expérimentation plus approfondie.

Divisez au hasard 20 souris de type sauvage C57BL bar 6J en deux groupes : le groupe d’infection associée à l’implant et le groupe d’abcès sous-cutané. Appliquez des étiquettes d’oreille distinctes à chaque souris pour une identification individuelle. Après avoir anesthésié et préparé la peau des animaux, utilisez des lames chirurgicales stériles pour faire une incision d’un centimètre dans la région dorsale de chaque souris.

Ensuite, insérez un implant en titane stérile dans la poche sous-cutanée créée par l’incision. Maintenant, utilisez une seringue stérile d’un millilitre pour injecter 100 microlitres de suspension bactérienne de Staphylococcus aureus directement sur la surface du titane. Pour le groupe d’abcès sous-cutané, créez, désinfectez et suturez l’incision directement sans insertion d’implant.

Injectez 100 microlitres de suspension de Staphylococcus aureus dans le site d’incision à l’aide d’une seringue stérile d’un millilitre. Pour évaluer les infections dans les tissus périphériques, placez l’échantillon de tissu prélevé dans un tube stérile. Ajoutez une masse égale de PBS stérile et trois billes de broyage en acier stériles dans chaque tube.

Homogénéisez les tissus en trois cycles à 70 hertz pendant 60 secondes chacun avec une pause de 20 secondes entre les cycles. Après homogénéisation, agitez les échantillons pendant cinq minutes. Maintenant, préparez des dilutions en série de l’homogénat de tissu avec du PBS.

À l’aide d’une micropipette, déposer 15 microlitres de chaque homogénat dilué sur des sections désignées de plaques de gélose au sang. Ensuite, incubez les plaques de gélose au sang à 37 degrés Celsius sans secouer pendant 24 heures. Le groupe d’infection associée à l’implant a développé une rupture visible de la plaie au troisième jour.

Le 10e jour, les deux groupes de souris ont montré des signes de récupération de la plaie, le groupe d’abcès sous-cutané montrant une récupération plus prononcée que le groupe d’infection associée à l’implant le 14e jour. Les cultures bactériennes de tissus infectés ont montré une croissance bactérienne élevée soutenue dans le groupe d’infection associée à l’implant à tous les points de temps, tandis que le groupe d’abcès sous-cutané a montré une réduction progressive des colonies bactériennes du troisième au 14e jour. La microscopie électronique à balayage a montré une couverture bactérienne de plus en plus dense sur les feuilles de titane dans le groupe d’infection associée à l’implant du troisième au 14e jour.

La coloration de Giemsa a révélé une diminution marquée des bactéries dans le groupe d’abcès sous-cutané au jour 14, tandis que le groupe d’infection associée à l’implant a conservé une présence bactérienne élevée tout au long de la période. La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine a démontré que l’infiltration des cellules inflammatoires dans le groupe de l’abcès sous-cutané diminuait considérablement au 14e jour, tandis que le groupe de l’infection associée à l’implant présentait une infiltration cellulaire dense et persistante. L’examen histologique des tissus cardiaques, hépatiques, de la rate, des poumons et des reins n’a montré aucune lésion ou anomalie visible dans le groupe infectieux associé à l’implant par rapport au groupe témoin.