Name: Spatule Montevideo Dispositif pour la vitrification d’embryons de mammifères (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-06T15:10:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Découvrez la vitrification d'embryons de mammifères avec le protocole Spatule Montevideo pour souris et moutons. Cette méthode efficace utilise des outils artisanaux et offre des taux de survie élevés après décongélation.

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Les animaux utilisés pour obtenir des embryons de souris ont été hébergés et manipulés conformément à la législation nationale 18.611 et aux directives internationales en matière de soins aux animaux11. Le protocole expérimental (permis n° #007-18) a été opportunément approuvé par la Commission de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut Pasteur de Montevideo (accord écrit). Les protocoles expérimentaux pour les ovocytes/embryons de moutons ont été approuvés par le Comité Institutionnel de Protection des Animaux Fundación IRAUy (protocole #001-2017), conformément aux directives ARRIVE12 et ont été réalisés conformément aux directives internationales de protection des animaux11.
1. Vitrification (Figure 2)
<ol>
	<li>Préparation de la spatule MVD<ol>
		<li>Raccourcissez l’embout du gel-loader (voir tableau des matériaux) en coupant les premiers 10 mm et le cône de l’embout. REMARQUE : Cela crée une pointe plus courte et droite, facilitant le scellement final avec la paille de 0,5 mL (voir le tableau des matériaux).</li>
		<li>Tenez l’extrémité de l’embout du chargeur de gel à l’aide de la pince d’horloger #5 (voir Tableau des matériaux) à environ 1,0 cm de l’embout. Placez doucement la pointe dans la flamme d’un bec Bunsen (voir le tableau des matériaux) et maintenez-la enfoncée pendant 8 à 10 s pour former une plate-forme en forme de pétale d’environ 1 mm2.</li>
		<li>Retirer du feu et maintenir fermement avec la pince pendant 5 s.</li>
		<li>À l’aide d’un stéréomicroscope (voir Tableau des matières), vérifiez que la plate-forme en forme de pétale (~ 1 mm2) est formée et que le bord distal est scellé. REMARQUE : La plate-forme doit être fermée à l’extrémité distale pour éviter l’infiltration de LN2 pendant la vitrification. Assurez-vous que la plate-forme est propre et exempte de fils de plastique. S’il est trop petit ou s’il a des fils, coupez la pointe et répétez la procédure.</li>
		<li>Répétez les étapes 1.1.1 à 1.1.4 pour préparer le nombre nécessaire de spatules (1 spatule = jusqu’à 40 embryons de souris).</li>
		<li>Stérilisez les spatules à l’aide de rayons ultraviolets (UV) ou d’oxyde d’éthylène et rangez-les dans un tube ou une boîte stérile.</li>
		<li>Le jour de la vitrification, récupérez les spatules en les manipulant par l’extrémité opposée de la plate-forme. Insérez une tige d’identification (voir tableau des matériaux) dans chaque spatule et placez-les sur la base du stéréomicroscope. Étiquetez la tige avec un marqueur permanent ou une étiquette autocollante résistante à l’azote liquide. REMARQUE : Évitez toujours de toucher la plate-forme lorsque vous manipulez les spatules. La longueur totale de l’appareil complet (spatule + paille de 0,5 mL + tige d’identification) ne doit pas dépasser plus de 1 cm de la longueur du gobelet.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparation des solutions de vitrification<ol>
		<li>Préparez la solution FS : Dissoudre 1,5 g de milieu à gradient de densité (voir le tableau des matériaux) et 0,85 g de saccharose (voir le tableau des matériaux) dans 5 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS ; voir le tableau des matériaux). Chauffer au bain-marie jusqu’à dissolution complète, puis stériliser à l’aide d’un filtre de 0,22 μm (voir tableau des matériaux). REMARQUE : Cette solution peut être conservée à 4 °C jusqu’à 6 mois.</li>
		<li>Préparez la solution de pré-vitrification (PV) : Le jour de la vitrification, mélangez 10 % d’éthylène glycol (voir le tableau des matériaux), 10 % de diméthylsulfoxyde (voir le tableau des matériaux) et 80 % de milieu M2 (voir le tableau des matériaux). Un volume total de 100 μL est nécessaire pour 5 spatules.</li>
		<li>Préparez la solution de vitrification (V) : Le jour de la vitrification, mélangez 15 % d’éthylène glycol, 15 % de diméthylsulfoxyde, 10 % de milieu M2 et 60 % de solution FS. Un volume total de 100 μL est nécessaire pour 5 spatules.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Processus de déshydratation et de vitrification de l’embryon<ol>
		<li>Préparez le LN2 : Versez le LN2 dans un récipient approprié (par exemple, un récipient isolé en polystyrène de 10 cm x 30 cm x 20 cm) et placez autant de pailles de 0,5 ml que de spatules à utiliser. REMARQUE : Pour faciliter la visualisation de la plate-forme de la spatule lors de la manipulation sous LN2, il est suggéré d’utiliser un récipient en polystyrène coloré isolé par le fond pour créer un effet de contraste. ATTENTION : Portez des lunettes et des gants appropriés (voir le tableau des matériaux) lors de la manipulation du LN2.</li>
		<li>Préparez les solutions : Sur une boîte de Pétri en plastique de 100 mm (voir le tableau des matériaux), placez les gouttes suivantes : 100 μL de M2, 20 μL de solution PV et 20 μL de solution V pour chaque spatule.</li>
		<li>Vitrifier les embryons : Placer les embryons à vitrifier dans la goutte M2. Manipulez 30 à 40 embryons à la fois, en les incubant dans la goutte de solution PV pendant 30 secondes, puis dans la solution en V pendant 30 secondes supplémentaires à température ambiante (RT).</li>
		<li>Utilisez un capillaire en verre tiré (voir le tableau des matériaux) avec un ensemble de tube d’aspirateur (voir le tableau des matériaux). Préchargez le capillaire avec au moins 1 μL de la solution correspondante avant de placer les embryons. REMARQUE : Les embryons seront à différentes hauteurs dans les gouttes, alors ajustez le micromètre du stéréomicroscope pour les localiser. Récupérez les embryons de chaque goutte lorsqu’il reste 10 s. Toutes les manipulations d’embryons doivent être effectuées au stéréomicroscope.</li>
		<li>Chargez les embryons : Aspirez les embryons à l’aide d’une solution minimale en V (par exemple, ~ 0,1 μL) et placez-les rapidement sur la plate-forme de la spatule.</li>
		<li>Immersion dans LN2 : Après le chargement des embryons, immergez immédiatement la plate-forme de la spatule dans LN2 pendant 5 s (en tenant la spatule à la main, par sa tige). Ensuite, tout en maintenant la spatule dans des vapeurs LN2 , scellez-la avec une paille de 0,5 mL à l’aide d’une longue pince à épiler en inox (voir tableau des matériaux). REMARQUE : Retirez LN2 de la paille avant de sceller pour éviter la dilatation pendant le réchauffement. Assurez-vous que la spatule et la paille sont correctement alignées pour éviter tout contact entre la goutte d’embryon et la paroi de la paille. Pour plus de commodité, les spatules scellées peuvent rester dans le récipient LN2 jusqu’à ce que toutes les spatules soient chargées d’embryons, en les remplissant de LN2 si nécessaire.</li>
		<li>Répéter la procédure : Répéter les étapes 1.3.3 à 1.3.7 pour chaque groupe d’embryons, en utilisant une nouvelle paire de gouttes PV et V.</li>
		<li>Stockage : Transférez les spatules dans des gobelets (voir Tableau des matériaux) puis dans un dewar de stockage LN2 (voir Tableau des matériaux).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68176/68176fig02.jpg"> 
Figure 2 : Schéma du processus de vitrification à l’aide de Spatula MVD. Voir le texte pour plus de détails. Créé dans BioRender. Meikle, M. (2025) https://BioRender.com/x96y902. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68176/68176fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Réchauffement (figure 3)
<ol>
	<li>Préparation de la solution<ol>
		<li>Préparez une solution de saccharose à 1 M en dissolvant 0,85 g de saccharose dans 2,5 ml de milieu M2. Stérilisez la solution avec un filtre de 0,22 μm. REMARQUE : Cette solution peut être préparée et conservée à 4 °C jusqu’à 1 semaine.</li>
		<li>Préparez des solutions de saccharose 0,5 M et 0,25 M en diluant la solution de saccharose 1 M avec le volume approprié de milieu M2.</li>
		<li>Maintenir les solutions de saccharose à 37 °C sur une plaque chauffante (voir Tableaux des matières) jusqu’à ce que le réchauffement commence.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparation de la plaque chauffante<ol>
		<li>Sur une boîte de Pétri en plastique de 100 mm, placez les gouttes de solution suivantes : une goutte de 500 μL de saccharose 0,5 M, une goutte de 50 μL de saccharose 0,5 M et une goutte de 50 μL de saccharose 0,25 M pour chaque spatule à réchauffer. Placez trois gouttes de milieu M2 (100 μL chacune) pour le lavage.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Processus de réchauffement REMARQUE : Le processus de réchauffement a lieu à RT, par exemple 20-22 °C sur la base d’un stéréomicroscope.<ol>
		<li>Récupérez les spatules scellées du dewar. Placez-les dans un récipient approprié avec LN2. Voir la figure 3.</li>
		<li>Placez la plaque chauffante sur le stéréomicroscope. Un à la fois, tenez la base de la spatule à l’aide d’une pince à épiler en acier inoxydable et, d’une main gantée, retirez la tige d’identification, puis la paille. Trempez rapidement la plate-forme contenant les embryons dans la goutte de saccharose de 0,5 M de 500 μL.</li>
		<li>Assurez-vous que tous les embryons sont tombés dans la goutte ; Si nécessaire, déplacez doucement la spatule pour faciliter leur libération. Chargez les embryons dans un capillaire en verre tiré, placez-les dans la goutte de 50 μL de solution de saccharose 0,5 M et incubez pendant 2 min.</li>
		<li>Placez les embryons dans la goutte de 50 μL de solution de saccharose 0,25 M et incubez pendant encore 2 min. REMARQUE : Avant de placer les embryons dans chaque solution, préchargez le capillaire avec la solution à utiliser.</li>
		<li>Enfin, lavez les embryons trois fois dans différentes gouttes de milieu M2 pour éliminer le saccharose.</li>
		<li>Incuber les embryons dans des conditions appropriées à chaque espèce pendant au moins 1 h avant utilisation.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68176/68176fig03.jpg"> 
Figure 3 : Schéma du processus de réchauffement de la spatule MVD. Voir le texte pour plus de détails. Créé dans BioRender. Meikle, M. (2025) https://BioRender.com/k91k191. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68176/68176fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<ol><li>Crispo, M., Meikle, M. N., Rülicke, T. Cryopreservation of Valuable Mouse and Rat Lines. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCrispo%2C+M+%22Rodent+Quality+Control%3A+Genes+and+Bugs.+Laboratory+Animal+Science+and+Medicine%22">Rodent Quality Control: Genes and Bugs. Laboratory Animal Science and Medicine</a>. , Springer. Cham. (2024).</li>
<li>Lloyd, K., Franklin, C., Lutz, C., Magnuson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducibility%3A+use+mouse+biobanks+or+lose+them%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Reproducibility: use mouse biobanks or lose them.</a> Nature. 522 (7555), 151-153 (2015).</li>
<li>Hart-Johnson, S., Mankelow, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Archiving+genetically+altered+animals%3A+a+review+of+cryopreservation+and+recovery+methods+for+genome-edited+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Archiving genetically altered animals: a review of cryopreservation and recovery methods for genome-edited animals.</a> Lab Anim. 56 (1), 26-34 (2022).</li>
<li>Shaw, J. M., Jones, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Terminology+associated+with+vitrification+and+other+cryopreservation+procedures+for+oocytes+and+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Reprod+Update%22%5BJournal%5D)">Terminology associated with vitrification and other cryopreservation procedures for oocytes and embryos.</a> Hum Reprod Update. 9 (6), 583-605 (2003).</li>
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<li>Renard, J. P., Babinet, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+survival+of+mouse+embryos+after+rapid+freezing+and+thawing+inside+plastic+straws+with+1-2+propanediol+as+cryoprotectant%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Zool%22%5BJournal%5D)">High survival of mouse embryos after rapid freezing and thawing inside plastic straws with 1-2 propanediol as cryoprotectant.</a> J Exp Zool. 230 (3), 443-448 (1984).</li>
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<li>Momozawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+vitrification+of+mouse+embryos+using+the+Kitasato+Vitrification+System+as+a+novel+vitrification+device%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Biol+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Efficient vitrification of mouse embryos using the Kitasato Vitrification System as a novel vitrification device.</a> Reprod Biol Endocrinol. 15 (1), 29(2017).</li>
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<li>Dos Santos-Neto, P. C., Cuadro, F., Barrera, N., Crispo, M., Menchaca, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryo+survival+and+birth+rate+after+minimum+volume+vitrification+or+slow+freezing+of+in+vivo+and+in+vitro+produced+ovine+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Embryo survival and birth rate after minimum volume vitrification or slow freezing of in vivo and in vitro produced ovine embryos.</a> Cryobiology. 78, 8-14 (2017).</li>
<li>Schlapp, G., Meikle, M. N., Pórfido, J. L., Menchaca, A., Crispo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zygote+cryobanking+applied+to+CRISPR%2FCas9+microinjection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Zygote cryobanking applied to CRISPR/Cas9 microinjection in mice.</a> PLoS One. 19 (7), e0306617(2024).</li>
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<li>Tsang, W. H., Chow, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation+of+mammalian+embryos%3A+Advancement+of+putting+life+on+hold%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Res+C+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation of mammalian embryos: Advancement of putting life on hold.</a> Birth Defects Res C Embryo Today. 90 (3), 163-175 (2010).</li>
</ol>

L’efficacité de la génération d’animaux génétiquement modifiés (GM) a considérablement augmenté en raison du développement de méthodes basées sur l’endonucléase, en particulier CRISPR/Cas9. De nombreux laboratoires dans le monde produisent diverses lignées de souris et de rats génétiquement modifiés qui doivent être cryopréservées pour empêcher la dérive génétique et maintenir l’intégrité du phénotype1 d’origine. De plus, l’archivage élimine la nécessité d’un élevage constant, ce qui entraîne souvent un nombre excessif d’animaux. Certains laboratoires envoient des lignées de souris génétiquement modifiées sous forme d’embryons ou de spermatozoïdes cryoconservés à des dépôts internationaux, facilitant ainsi l’échange de ces modèles tout en évitant le transport d’animaux vivants. Cela garantit l’accessibilité aux lignes sans la génération répétitive de modèles d’animaux génétiquement modifiésidentiques 2. Pour ces raisons, la cryoconservation des embryons et des spermatozoïdes est primordiale dans toute animalerie génétiquement modifiée. En général, la cryoconservation d’embryons est préférée pour le stockage des lignées GM, car les embryons contiennent le génome diploïde complet avec des modifications et peuvent être facilement récupérés par transfert d’embryons.
La vitrification est un processus de non-équilibre caractérisé par un déséquilibre entre l’eau qui pénètre dans la cellule et l’eau qui forme des cristaux extracellulaires autour d’elle. Cette méthode empêche la formation de cristaux de glace intracellulaires, ce qui la distingue de la méthode de congélation lente (SLF)3 (voir Figure 1). La forte concentration de cryoprotecteurs et le contact direct avec l’azote liquide (LN2) permettent un refroidissement ultra-rapide (~40 °C/s), permettant d’obtenir un état vitreux des échantillons en quelques secondes. De plus, la vitrification est plus rapide, plus facile et moins coûteuse que la congélation lente4. Il nécessite un minimum de LN2 et utilise généralement un équipement simple qui peut être acheté dans le commerce ou fait maison5 (voir Figure 1).
De plus, le processus de réchauffement est généralement rapide et reproductible. Elle doit être réalisée rapidement pour éviter la toxicité cryoprotectrice et maintenir l’état vitré3. Lors de la congélation d’embryons, de nombreux laboratoires tiennent compte de la commodité du dispositif porteur, de sa fiabilité, de sa robustesse, de sa capacité de conservation et de ses coûts.
Nous privilégions la méthode de vitrification à la spatule à volume minimum pour la cryoconservation de routine d’embryons de moutons et de souris, à l’aide du dispositif Spatula Montevideo (MVD)6. Initialement, nous avons utilisé la méthode de congélation lente7 , mais nous sommes rapidement passés à la vitrification. Pour créer un dispositif plus simple et plus peu encombrant pour le dewar LN2 , nous avons modifié la spatule faite maison de Tsang et Chow (2009)8, qui est branchée sur un cryotube, pour développer la spatule MVD qui est scellée avec une paille de 0,5 mL (voir le tableau des matériaux). La spatule est dotée d’une pointe de chargement de gel (voir tableau des matériaux), où une plate-forme d’environ 1 mm² est formée en faisant fondre doucement la pointe avec une pince fine, créant ainsi une plaque en forme de pétale pour le chargement des embryons. Cette plate-forme peut accueillir jusqu’à 40 embryons de souris dans une petite goutte de vitrification. Une tige de bouchon d’identification (voir tableau des matériaux) est insérée dans l’extrémité ouverte de l’embout du chargeur de gel.
L’objectif de cette méthode est de vitrifier les embryons de manière simple, rapide et peu coûteuse qui, en outre, permet de gagner de la place dans le dewar de l’azote. Ce système est utilisé avec succès depuis de nombreuses années, offrant d’excellents taux de survie embryonnaire (~97 %) et de résultats reproductifs, en particulier chez les embryons de souris. Étant donné que la spatule MVD est préparée en laboratoire, il s’agit d’une méthode peu coûteuse par rapport aux dispositifs commerciaux9. De plus, il permet de gagner de la place dans le dewar d’azote par rapport à l’utilisation de cryotubes 8,10.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68176/68176fig01.jpg"> 
Figure 1 : Comparaison des deux principales techniques utilisées pour la cryoconservation d’embryons. Cette figure a été modifiée avec la permission de Crispo et al.1. Créé en BioRender.com. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68176/68176fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>0,22 et micro ; Filtre M&nbsp ;</td><td>Sartorius</td><td>16534</td><td>Minisart filtre seringue 0.2 & micro ; L</td></tr><tr><td>0,5 mL de paille</td><td>Minitube</td><td>13408/0044</td><td>Paillette moyenne de type français</td></tr><tr><td>Ensemble de tube d’aspirateur&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>A5177</td><td></td></tr><tr><td>Bec Bunsen&nbsp ;</td><td>Indulab</td><td>7000134</td><td></td></tr><tr><td>Diméthylsulfoxyde</td><td>Sigma</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Éthylène glycol&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>102466</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll PM70°</td><td>Sigma</td><td>F2878</td><td>Gradient de densité moyen</td></tr><tr><td>Pointe du chargeur de gel</td><td>Eppendorf&nbsp ;</td><td>10411193</td><td></td></tr><tr><td>Capillaire en verre&nbsp ;</td><td>Marienfeld</td><td>2900000</td><td>Tube capillaire microhématocrite</td></tr><tr><td>Gants pour la manutention LN2</td><td>Bouclier temporaire</td><td>Référence CE0338</td><td>Cryogants</td></tr><tr><td>Gobelets</td><td>Minitube</td><td>16913/1133</td><td></td></tr><tr><td>Lunettes pour la manipulation LN2&nbsp ; &nbsp ;</td><td>3M</td><td>&nbsp ; 40661-00000-10</td><td>Revêtement anti-buée, anti-rayures</td></tr><tr><td>Plaque chauffante</td><td>Labec</td><td>LA-SH-II-5B</td><td>Maquette numérique</td></tr><tr><td>Tige d’identification&nbsp ;</td><td>Les technologies IMV</td><td>6326</td><td>Non stéroïde LG48 mm</td></tr><tr><td>Contenant isotherme en polystyrène</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>LN2 stockage Dewar</td><td>Taylor-Wharton</td><td>XT21-AI</td><td>Cryoscience</td></tr><tr><td>Pinces longues en acier inoxydable</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11000-25</td><td></td></tr><tr><td>M2&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>Référence M7167</td><td></td></tr><tr><td>PBS&nbsp ;</td><td>Fait maison</td><td></td><td>Saline tamponnée au phosphate. Habituellement, 1 L de tampon concentré 5x est préparé, puis dilué à 1x. Recette : 40 g de chlorure de sodium, 1 g de chlorure de potassium, 7,2 g de phosphate disodique anhydre, 1,2 g de phosphate monopotassique. Ajouter de l’eau distillée et stériliser à l’autoclave.</td></tr><tr><td>Boîte de Pétri en plastique&nbsp ;</td><td>Faucon</td><td>&nbsp ; &nbsp ; 351029</td><td>Boîte de Pétri bactériologique non traitée TC</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Olympe</td><td>SZ2-LGB</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>S1888</td><td></td></tr><tr><td>horloger' s #5 forceps&nbsp ;</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11254-20</td><td></td></tr></tbody></table>

spatule montevideo dispositif pour la vitrification d’embryons de mammifères

Spatula Montevideo Device for the Vitrification of Mammalian Embryos

Spatule Montevideo Dispositif pour la vitrification d’embryons de mammifères

This study describes an efficient and cost-effective vitrification method for mouse and sheep embryo cryopreservation known as the Spatula Montevideo ...

Générer des modèles de souris génétiquement modifiées, puis cryoconserver les lignées en sauvegarde. Pour cela, nous avons besoin d’une méthode simple, peu coûteuse, efficace et reproductible pour vitrifier les embryons. La micro-injection ou l’électroporation de CRISPR-Cas9 pourrait être effectuée dans des zygotes vitrifiés, des souris et des animaux d’élevage, ce qui permettrait d’assouplir le calendrier et de réduire le nombre d’animaux utilisés.La vitrification des embryons utilise un refroidissement ultra-rapide pour empêcher la formation de cristaux de glace, préservant ainsi l’intégrité cellulaire. Cette technique fait progresser la recherche en cryobiologie, permettant d’étudier la viabilité des embryons, la stabilité génétique et les résultats du stockage à long terme. La spatule MVD et les solutions sont faites maison. La spatule est scellée avec une paille de 0,5 millilitre, prenant un minimum de place dans l’azote liquide Dewar.[Instructeur] Pour commencer, coupez les 10 premiers millimètres et le cône de pointe d’une pointe de chargeur de gel. À l’aide de la pince numéro cinq de l’horloger, tenez l’extrémité de la pointe du chargeur de gel à environ un centimètre de la

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La membrane chorio-allantoïde de poulet (CAM) est un environnement unique et naturellement immunodéficients culture favorable pour étudier l'angiogenèse et de la tumorigenèse. Cet article vidéo montre les différentes étapes de...

Poussin<em&gt; Ovo ex</em&gt; Culture et<em&gt; Ovo ex</em&gt; CAM Test: Comment il fonctionne vraiment

Cette vidéo décrit l’injection pronucléaire de vecteurs lentiviraux dans l’espace périvitellin d’un embryon de souris fécondé. Le lentivirus contient le transgène, qui est incorporé dans le génome de l’embryon fécondé, donnant finalement naissance à des souris transgéniques.

Injection de périvitelline à base de vecteur lentiviral : une méthode pour transduire le gène d’intérêt dans des ovocytes de souris monocellulaires fécondés

Le transfert d'embryons utéro-tubaire utilise la jonction utéro-tubaire comme une barrière pour empêcher l'écoulement de l'embryon qui peut se produire lors de l'exécution de transfert de l'utérus. Les hommes ayant subi une vasectomie sont nécessaires pour obtenir bénéficiaires pseudo-pour le transfert d'embryon. Ces deux techniques sont discutées.

Utéro-tubaire transfert d&#39;embryons et la vasectomie dans le modèle de souris

Progénitrices neurales mitose est un paramètre critique de la neurogenèse. Une grande partie de notre compréhension des neurones progéniteurs mitose est basé sur l'analyse des tissus fixés. Imagerie en temps réel dans des tranches de cerveau embryonnaire est une technique souple pour évaluer la mitose avec une résolution temporelle et spatiale dans un environnement contrôlé.

Imagerie en direct de la mitose dans les développement Cortex souris embryonnaires

MicroSecure Vitrification a été développé en tant que système de dispositif de vitrification fermé aseptique non commercial, conforme aux bonnes pratiques de fabrication et de manipulation des tissus de la FDA. En raison du retrait des pailles d’embryons bouchés hydrophobes de l’industrie, la procédure de vitrification a été modifiée pour inclure un joint intérieur avant le bouchon intérieur en coton standard.

Modifié MicroSecure Vitrification: Une très procédure Cryoconservation sûre et efficace, simple et blastocystes humains

Les techniques de procréation assistée (ARTs) sont en évaluation continue pour améliorer les résultats et réduire les risques associés. Ce manuscrit décrit une procédure de transfert d’embryons mini-invasive avec un protocole de cryoconservation efficace qui permet l’utilisation de lapins comme modèle animal idéal de reproduction humaine.

Transfert d’embryon et vitrification d’embryons au stade optimal de l’embryon dans le modèle Rabbit

Nous présentons ici un protocole de time-lapse morphométriques pour suivre l’intensité du rétrécissement du blastocyste et re-expansion durant les interventions de previtrification et récupération après réchauffement. L’application du protocole est possible dans les laboratoires in vitro fertilization équipés de microscopes time-lapse et est recommandée dans le développement d’une méthode de vitrification de blastocyste optimale.

Morphométrique protocole pour l’évaluation Objective du comportement de blastocyste pendant la Vitrification et étapes de réchauffement de la planète

La biopsie et la vitrification de Blastocyst sont nécessaires pour mener efficacement le test génétique préimplantatoire. Une approche impliquant l'ouverture séquentielle de la pellucida de zona et la récupération de 7-8 cellules de trophectoderm dans le jour 5-7 post-insémination limite le nombre de manipulations exigées et l'exposition de l'embryon aux conditions environnementales sous-optimales.

Biopsie et vitrification humaines de Blastocyst

Ici, nous décrivons une méthode pour réchauffer les blastocystes humains vitrifiés, les cultiver à travers la période d’implantation in vitro, les digérer en cellules individuelles et recueillir les cellules trophoblastiques précoces pour une étude plus approfondie.

Collection à cellule unique de cellules trophoblastiques dans les embryons humains de stade de péri-implantation

Ici, nous présentons une méthode optimisée pour éliminer rapidement une partie des complexes cumulus-ovocytes après le prélèvement des ovules afin d’accélérer le processus d’observation de la FIV, de réduire le temps nécessaire à l’élimination des cellules de la granulosa, de minimiser l’exposition des ovocytes aux éléments externes et de ne pas entraver le développement de l’embryon, améliorant ainsi l’efficacité des procédures de laboratoire de FIV.

L’élimination partielle immédiate des complexes cumulus-ovocytes : une approche affinée pour l’observation rapide de la fécondation in vitro

Découvrez la vitrification d'embryons de mammifères avec le protocole Spatule Montevideo pour souris et moutons. Cette méthode efficace utilise des outils artisanaux et offre des taux de survie élevés après décongélation.

Spatule Montevideo Dispositif pour la vitrification d’embryons de mammifères

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