Name: Utilisation de la méthode de transfert de gouttelettes pour préparer de manière fiable des vésicules unilamellaires géantes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-19T12:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Apprenez la préparation de vésicules unilamellaires géantes par transfert de gouttelettes pour la biologie synthétique et la microrobotique. Cette méthode offre un rendement d'encapsulation élevé et une exécution simple.

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En mettant en œuvre une technique précédemment décrite pour produire des liposomes1, Pautot et al. ont établi un protocole pour produire des vésicules lipidiques d’un diamètre variant de 0,1 à 1 μm de diamètre2. La méthode de transfert de gouttelettes s’est rapidement avérée efficace dans la production de vésicules encore plus grandes (diamètres supérieurs à 1 μm)3, gagnant de plus en plus en popularité pour sa simplicité d’exécution et sa grande efficacité d’encapsulation. En effet, par rapport aux méthodes de gonflement (comme le gonflement sur gel ou l’électroformation), ce protocole permet de réduire le volume de solution cargo nécessaire pour former un nombre comparable de vésicules et les déchets associés4. Les GUV peuvent être assemblés à partir d’interfaces fluides par des méthodes alternatives avec une efficacité d’encapsulation comparable. Cependant, comparé à ceux basés sur des puces microfluidiques 5,6 ou l’encapsulation continue par croisement d’interface de gouttelettes (cDICE)7, le transfert de gouttelettes offre la configuration la plus simple abordable dans tout laboratoire doté d’un équipement de base. De plus, les méthodes microfluidiques peuvent conduire à des GUV avec des inclusions d’huile indésirables dans la membrane. Pour ces raisons, le transfert de gouttelettes a été la méthode de choix pour charger des GUV avec des cargaisons précieuses dans les domaines des cellules artificielles 3,8,9,10 et, récemment, de la microrobotique 11,12.
La méthode est basée sur la formation des folioles des membranes par la stabilisation des interfaces eau/huile médiée par les phospholipides. Tout d’abord, les phospholipides sont dissous dans une huile (solution lipidique, LS), puis une émulsion eau dans huile est préparée avec la solution aqueuse contenant la cargaison GUV souhaitée (solution interne, IS) dans la LS huileuse. L’émulsion est ensuite transférée dans un tube où une autre solution aqueuse (appelée solution externe, OS) a été préalablement équilibrée avec LS pour former une interface eau-huile. Les GUV se forment lorsque les gouttelettes d’eau sont forcées de traverser cette interface OS/LS par centrifugation : le feuillet interne des GUV se forme à la surface des gouttelettes IS, tandis que le feuillet externe est formé entre le OS et le LS (Figure 1).
De nombreuses variantes de protocole ont été décrites avec des paramètres ajustés en fonction des besoins expérimentaux contingents. Une première tentative extensive d’optimisation du processus a été décrite par Moga et al.13, tandis que Zhang et al. ont rassemblé la plupart des exemples pertinents dans une revue récente14. Malgré les nombreux paramètres décrits influençant le protocole, il n’y a aucune indication sur la manière dont un processus d’optimisation pourrait être mené pour une nouvelle formulation de GUV, ni sur les meilleures pratiques pour la récupération et la manipulation des GUV après la production. Sur la base de la littérature scientifique disponible et de notre expérience directe, nous fournissons ici un protocole général pour produire des GUV tout en discutant des principes de base. Ce faisant, nous fournissons des indications utiles pour l’optimisation de nouvelles formulations de GUV et deux précautions toujours applicables au protocole : la préparation de LS dans un environnement contrôlé et une méthode permettant d’éliminer facilement la phase supérieure de l’huile pour la récupération d’un échantillon de GUV propre. Nous avons choisi deux exemples : l’un avec 240 mM de saccharose en IS et 0,2 mM de DOPC dans de l’huile de silicone AR20 en LS (condition E [vide], voir tableau 1) et l’autre composé de 0,2 % de microparticules de polystyrène de 1,1 μm dans du saccharose de 240 mM en IS et de 3,18 mM de DOPC dans de l’huile minérale en LS (condition P [avec particules], voir tableau 1). Les deux échantillons ont été produits avec 240 mM de glucose comme OS. Nous avons choisi cette osmolarité pour obtenir des GUV qui, dans des conditions physiologiques, ont une membrane lipidique détendue (faible tension membranaire).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig1v5.jpg"> 
Figure 1 : Représentation schématique de la méthode de transfert de gouttelettes. (A) Trois solutions sont préparées dans des flacons séparés : des phospholipides dans de l’huile (phase jaune) pour former une solution lipidique, une solution contenant du saccharose (en cyan) comme solution interne et une solution de glucose équiosmolaire (blanc) comme solution externe. (B) LS est ensuite mélangé avec l’IS pour former une émulsion stable, puis (C) une interface entre OS et LS est autorisée à s’équilibrer avant que (D) l’émulsion ne soit versée par-dessus. (E) Les gouttelettes d’eau sont forcées de traverser l’interface LS/OS par la force centrifuge pour (F) permettre la formation de GUV. La figure n’est pas à l’échelle et ne vise qu’à fournir un schéma de la méthode. Abréviations : LS = solution lipidique ; IS = solution interne ; OS = solution externe ; GUV = vésicule unilamellaire géante. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>0,22 et micro ; Membrane mixte d’esters de cellulose&nbsp ; filtres pour seringues</td><td>Merck</td><td>SLGSVR255F</td><td></td></tr><tr><td>Tubes de 1,5 mL</td><td>Bioclasse</td><td>06.0279.00</td><td></td></tr><tr><td>100 &mu ; Seringue en verre L</td><td>Merck</td><td>20737</td><td></td></tr><tr><td>Bécher de 150 mL</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>213-1123</td><td>Au moins 3</td></tr><tr><td>Flacons en verre foncé de 20 mL ND24</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>Référence 548-9001A</td><td></td></tr><tr><td>Tubes de 2 mL</td><td>Bioclasse</td><td>07.3534.99</td><td></td></tr><tr><td>Bouteille de 50 mL</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>612-3843</td><td></td></tr><tr><td>500 &mu ; Seringue en verre L</td><td>Hamilton</td><td>549-1166</td><td></td></tr><tr><td>Tube Falcon de 50 mL</td><td>Merck</td><td>CLS352070</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 50 ml&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>8SS50L1</td><td></td></tr><tr><td>Tubes de 5 mL</td><td>Greiner bio-one</td><td>622201</td><td></td></tr><tr><td>Bécher de 600 mL</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>213-1126</td><td></td></tr><tr><td>B&uuml ; Gourde chner</td><td>Merck</td><td>Z740682</td><td></td></tr><tr><td>Anneaux en liège pour flacons à fond rond</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>217-1000</td><td></td></tr><tr><td>Cristalliseur</td><td>Dutscher</td><td>Référence 080474A</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Référence G8270</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-Saccharose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Thermo-hygromètre numérique</td><td>Bohlender</td><td>Référence V1863-07</td><td></td></tr><tr><td>DOPC</td><td>Recherche Avanti</td><td>Référence 850375C</td><td></td></tr><tr><td>Forer</td><td>Dremel</td><td>4000</td><td></td></tr><tr><td>Sel d’érioglaucine disodique (Bleu Brillant FCF)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>861146</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de seringue G18</td><td>Terumo</td><td>AN1838R1</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de seringue G21</td><td>Terumo</td><td>AN2138R1</td><td></td></tr><tr><td>Chambre à gants</td><td>Bel-Art</td><td>Référence F50030-0000</td><td>Si disponible, une boîte à gants peut être utilisée, mais dans les laboratoires à faible taux d’humidité, cela peut ne pas être nécessaire</td></tr><tr><td>Agitateur magnétique à plaque chauffante</td><td>Matériel de laboratoire LLG</td><td>6.263 448</td><td></td></tr><tr><td>Huile minérale légère</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>330779</td><td></td></tr><tr><td>Nouvelle coccine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>199737</td><td></td></tr><tr><td>Joint torique en caoutchouc nitrile, alésage de 8 mm, diamètre extérieur de 12 mm</td><td>RS</td><td>196-4863</td><td></td></tr><tr><td>Bouchons à vis ouverts avec septum ND24</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>Référence 548-0031A</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette P1000</td><td>Fisher Scientific</td><td>12346132</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette P10000</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>89079-978</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette P200</td><td>Fisher Scientific</td><td>12326132</td><td></td></tr><tr><td>Essuie-tout</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>KIMB6657</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>291-1214</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette (1000)</td><td>Eppendorf</td><td>0030000919</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette (10000)</td><td>Eppendorf</td><td>0030000765</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette (200)</td><td>Eppendorf</td><td>0030000870</td><td></td></tr><tr><td>Particules de polystyrène, 1,1 & micro ; m</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>LB11-1ML</td><td></td></tr><tr><td>Capuchon en caoutchouc</td><td>Bioclass S.r.l.</td><td>12.2300.05</td><td></td></tr><tr><td>Joint conique en caoutchouc</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>217-0211</td><td></td></tr><tr><td>Bouchons à vis&nbsp ; ND24</td><td>Avantor&nbsp ;</td><td>Référence 548-0161A</td><td></td></tr><tr><td>Huile de silicone AR20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10836</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau en silicone (diamètre intérieur 1,6 mm, diamètre extérieur 3 mm)</td><td>RS</td><td>667-8441</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau en silicone (diamètre intérieur 6 mm, diamètre extérieur 12 mm)</td><td>RS</td><td>273-2541</td><td>Au moins 6 m</td></tr><tr><td>Jonction à trois voies</td><td>RS</td><td>795-405</td><td></td></tr><tr><td>Jonction à double sens</td><td>RS</td><td>419-7287</td><td></td></tr><tr><td>Vanne à deux voies</td><td>Claber</td><td>91280</td><td></td></tr><tr><td>Eau ultra-pure</td><td>Thermo Fisher Scientific&nbsp ;</td><td>22934</td><td>Lorsqu’il est disponible, ce produit peut être remplacé par de l’eau purifiée par les systèmes Milli-Q</td></tr><tr><td>Ciseaux universels</td><td>Bochem</td><td>4154</td><td></td></tr></tbody></table>

utilisation de la méthode de transfert de gouttelettes pour préparer de manière fiable des vésicules unilamellaires géantes

Using the Droplet Transfer Method to Reliably Prepare Giant Unilamellar Vesicles

Une préparation optimale du GUV se caractérise par la formation d’une phase huileuse claire et d’une pastille distincte (Figure 4A). Dans les cas où les gouttelettes d’eau ne se convertissent pas en GUV, elles s’effondrent généralement et laissent des débris de phospholipides à l’interface OS/LS (Figure 4C). Cet effet est très probablement causé par l’agrégation de phospholipides et d’autres molécules de la phase huileuse, résultant d’un équilibre insuffisant des phospholipides à l’interface eau/huile. Néanmoins, malgré l’absence de pastille visible ou la présence de débris à l’interface, des GUV peuvent toujours se former, permettant au processus de se poursuivre. Bien que les étapes de lavage ne soient pas entièrement efficaces pour éliminer tous les débris de phospholipides, elles aident considérablement à éliminer les gouttelettes d’huile, améliorant ainsi la qualité globale de l’échantillon (comparer la figure 6A et la figure 6B).
L’utilisation d’anciens LS ou de LS préparés dans des conditions d’humidité élevée entraîne souvent une réduction des dispersions GUV avec un rendement plus faible et une teneur plus élevée en agrégats désordonnés qui sont très probablement formés par des phospholipides et d’autres molécules de la phase huileuse (Figure 6C). Pour les LS préparés dans des conditions d’humidité élevée, nous avons observé des coefficients de variation supérieurs à 0,8 dans la production de GUV (avec des échantillons contenant très peu de GUV), tandis que pour les LS préparés dans la chambre à gants modifiée, le coefficient de variation était inférieur à 0,5.
Différentes conditions de centrifugation peuvent avoir un impact sur le rendement et la qualité du GUV. D’après une analyse qualitative, 20 min à 3 300 × g ont été identifiés comme une bonne condition pour les GUV chargés en saccharose (échantillon E). La réduction de la vitesse (45 min à 500 × g) a entraîné une réduction du rendement, tandis qu’une augmentation (5 min à 16 600 × g) a conduit à une formation plus élevée d’agrégats de phospholipides désordonnés. Une force centrifuge faible peut empêcher de nombreuses gouttelettes de traverser l’interface OS/LS, d’où le rendement réduit, tandis qu’une force forte peut ne pas fournir suffisamment de temps pour l’organisation des phospholipides sur le feuillet externe lors du croisement de l’interface (Figure 7). L’encapsulation des microparticules peut également être optimisée en ajustant les paramètres de centrifugation, à condition que la densité massique des microparticules corresponde à peu près à celle du SI. À cette fin, la réduction de l’accélération de la centrifugation (et à son tour l’augmentation du temps de centrifugation) permet une encapsulation plus homogène des particules, en évitant la rupture de la membrane phospholipidique due à la force exercée par les particules solides (un exemple de bonne encapsulation est montré à la figure 6D alors que l’étude des paramètres optimaux de centrifugation est toujours en cours17).
Étant donné que la diffusion des phospholipides peut être affectée par la phase huileuse, un simple test qualitatif peut être effectué pour évaluer la stabilité de l’émulsion (Figure 5). À l’aide d’un colorant (Brilliant Blue FCF) dissous dans l’IS pour améliorer la visualisation, des émulsions avec différents rapports eau/huile peuvent être préparées et observées au fil du temps. La perte de stabilité peut être visualisée par l’agrégation des gouttelettes d’eau et la séparation conséquente de la phase huileuse. Étant donné que les grosses gouttelettes (visibles à l’œil nu) sont moins susceptibles d’être converties en GUV, nous vous recommandons d’utiliser la condition d’émulsion qui offre le moins de séparation de phase.
L’effet des variations dans le protocole peut être vérifié par une analyse de distribution de taille comme décrit dans la section 4 du protocole : les diamètres des GUV peuvent être mesurés à l’aide d’ImageJ à partir d’images de microscope à contraste de phase, et la distribution de taille peut être analysée avec un script disponible sur GitHub16. Suite à ce protocole, il a été possible, par exemple, d’observer une augmentation des GUV de plus grands diamètres lorsque l’huile minérale est choisie plutôt que l’huile de silicone AR20 (Figure 8).
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig2v5.jpg"> 
Figure 2 : Configuration de la chambre à gants. Cette figure montre les principales modifications apportées à la chambre du gant pour la préparation de la solution lipidique. (A) Raccordement d’entrée avec de l’azote et du vide ; (B) connexion d’entrée avec la chambre du gant ; (C) soupape de sortie ; (D) capuchon porteur d’aiguilles pour l’évaporation des solvants ; (E) des tuyaux minces pour l’évaporation des solvants ; (F) des particules de silice pour absorber l’humidité ; (G) articles à placer dans la chambre à gants : thermo-hygromètre numérique (1), solution lipidique dans un solvant organique (2), porte-anneau en liège (3), seringue en verre (4), capuchon ouvert avec septum et aiguilles (5), solution d’huile (6), flacon noir ouvert avec capuchon (7), pointes de 10 mL (8), pipette P10000 (9) ; (H) l’extrémité du tuyau de sortie est trempée dans l’eau ; (I) flacon fermé avec un capuchon à aiguilles relié à l’entrée et à la sortie ; (J) les schémas de la chambre à gants modifiée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig3v5.jpg"> 
Figure 3 : Récipient pour faciliter l’évacuation de l’huile. Principales étapes de la préparation des GUV dans un récipient pour faciliter l’évacuation de l’huile conformément au protocole section 2.1. (A) Un trou est percé dans un capuchon de tube de 5 mL pour permettre à une pointe P1000 de s’adapter ; puis (B) le capuchon est placé sur un tube vide de 5 mL avec l’embout inséré dans le trou à travers un joint torique. (C) Les solutions sont placées dans le tube conformément aux sections 2.2 et 2.3 du protocole, l’embout est bouché et le tube est placé à l’intérieur d’un tube de 50 ml. Des GUV préparés à partir de 0,2 mM de DOPC dans de l’huile de silicone ont été chargés avec 230,7 mM de saccharose et 3,1 mM de bleu brillant FCF pour améliorer la visualisation. (D) Après la centrifugation, la phase supérieure de l’huile est piégée à l’intérieur de la pointe avec une partie du tampon GUV (qui apparaît cyan en raison du fait qu’une partie des gouttelettes ne se transforme pas en GUV et libère le colorant dans le système d’exploitation). Grâce au capuchon en caoutchouc, l’embout peut être facilement retiré du tube de 5 mL avec le contenu liquide, ce qui permet un retrait rapide et facile de toute la phase huileuse. (E) La pastille GUV peut être facilement collectée au fond d’un tube dans une dispersion claire, sans contamination apparente par l’huile, comme vérifié (F) par microscopie à contraste de phase. Barre d’échelle = 20 μm. Abréviations : LS = solution lipidique ; IS = solution interne ; OS = solution externe ; GUV = vésicule unilamellaire géante ; DOPC = 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig4v5.jpg"> 
Figure 4 : Formation de GUV. Exemples d’interface OS/LS, (B) une pastille GUV propre avec une phase huileuse claire, et (C) une pastille GUV avec des débris à l’interface OS/LS (les débris et la pastille apparaissent rougeâtres parce que l’IS de cette population GUV a été complétée par 1,65 mM de nouveau colorant coccine pour améliorer la visualisation). Abréviations : LS = solution lipidique ; IS = solution interne ; OS = solution externe ; GUV = vésicule unilamellaire géante. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig6v5.jpg"> 
Figure 5 : Stabilité de l’émulsion avec différents rapports d’huile et d’eau dans l’huile. La figure montre la stabilité des émulsions dans le temps, en fonction du type d’huile et du rapport eau/huile (p/o) utilisé. L’IS était composé de 230,7 mM de saccharose et de 3,1 mM de bleu brillant FCF pour améliorer la visualisation des émulsions. Les émulsions préparées avec de l’huile minérale sont moins stables que leurs homologues à base d’huile de silicone AR20. Cet effet est encore amplifié par l’augmentation des ratios s/o. Bien que les émulsions dans l’huile de silicone AR20 soient nettement plus stables, leur stabilité diminue également à mesure que le rapport m/s augmente, la séparation de phase étant visible immédiatement après l’émulsification (huile de silicone AR20 à 10 %). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig6large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig5v5.jpg"> 
Figure 6 : Observation des GUVs avec un microscope à contraste de phase. Un grossissement de 20x de GUVs chargés en saccharose préparé à partir d’un LS composé de 3,18 mM de DOPC dans de l’huile minérale. (A) Échantillon récupéré après l’enlèvement de l’huile ; (B) échantillon récupéré après les étapes de lavage ; (C) faible rendement GUV obtenu à partir d’un LS préparé dans des environnements où l’oxygène et l’humidité ne sont pas régulés ; (D) GUV chargés en microparticules. Barre d’échelle = 10 μm ; Les gouttes d’huile sont encerclées, et des exemples d’agrégats désordonnés de phospholipides et de molécules d’huile sont indiqués par une flèche. Abréviations : LS = solution lipidique ; GUVs = vésicules unilamellaires géantes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig7v5.jpg"> 
Figure 7 : Effet de différentes conditions de centrifugation sur la formation de GUV. Images en contraste de phase de GUVs chargés en saccharose préparées avec un LS composé de 0,2 mM de DOPC dans de l’huile de silicone AR20. La figure montre une comparaison qualitative des valeurs géométriques à (A) 16 600 × g pendant 5 min, (B) 3 300 × g pendant 20 min et (C) 500 × g pendant 45 min. Alors qu’une vitesse de centrifugation élevée entraîne une présence plus élevée d’agrégats de phospholipides, une faible vitesse de centrifugation entraîne une réduction du rendement. Barre d’échelle = 50 μm. Abréviations : LS = solution lipidique ; GUV = vésicule unilamellaire géante ; DOPC = 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig7large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68340/68340fig8v5.jpg"> 
Figure 8 : Analyse de la distribution granulométrique. Comparaison de deux échantillons de GUV chargés en saccharose obtenus à partir de (A) 0,2 mM de DOPC dans de l’huile minérale et (B) 0,2 mM de DOPC dans de l’huile de silicone AR20 (*l’échantillon a été dilué 10x pour permettre une distinction claire des GUV sous un microscope à contraste de phase). L’analyse effectuée selon le protocole section 4 montre une distribution granulométrique décalée vers des diamètres plus élevés pour l’échantillon d’huile minérale par rapport aux échantillons d’huile de silicone AR20. Cependant, le rendement de l’échantillon de silicone est presque 20 fois plus élevé. Abréviations : GUV = vésicule unilamellaire géante ; DOPC = 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68340/68340fig8large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pas</td>
			<td>Condition E</td>
			<td>Condition P</td>
			<td>Description</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.1.1</td>
			<td>4,11 grammes</td>
			<td>17,11 grammes</td>
			<td>Masse de saccharose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.1.1</td>
			<td>2,16 grammes</td>
			<td>2,16 grammes</td>
			<td>Masse de glucose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.1.2</td>
			<td>240 millions d’euros</td>
			<td>1000 mM</td>
			<td>Concentration de saccharose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.1.2</td>
			<td>240 millions d’euros</td>
			<td>240 millions d’euros</td>
			<td>Concentration de glucose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.3.2</td>
			<td>Huile de silicone</td>
			<td>Huile minérale</td>
			<td>Phase d’huile pour LS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.3.2</td>
			<td>Seringue en verre de 0,1 mL</td>
			<td>Seringue en verre de 0,5 mL</td>
			<td>Seringue en verre pour transférer le DOPC dans des solutions de chloroforme</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.3.10</td>
			<td>63 μL</td>
			<td>500 μL</td>
			<td>Volume de DOPC dans une solution de chloroforme</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.3.16</td>
			<td>10 ml</td>
			<td>5 mL</td>
			<td>Volume d’huile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.4.1</td>
			<td>3300 g 20 minutes</td>
			<td>500 g 45 minutes</td>
			<td>Condition de centrifugation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 1 : Variations dans le protocole. Le tableau présente les variations pour les différentes étapes du protocole (indiquées dans la première colonne) permettant de préparer deux populations de GUV différentes : les GUV chargées de saccharose (condition E) et les GUV chargées de microparticules (condition P).
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>ID</td>
			<td>Étapes à suivre</td>
			<td>Diamètre intérieur (mm)</td>
			<td>Diamètre extérieur (mm)</td>
			<td>Longueur (mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>1.2.1; 1.2.3</td>
			<td>7</td>
			<td>13</td>
			<td>50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td>1.2.1; 1.2.4; 1.3.5</td>
			<td>7</td>
			<td>13</td>
			<td>50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>1.2.1; 1.2.4; 1.3.5</td>
			<td>7</td>
			<td>13</td>
			<td>100</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>1.2.1; 1.2.4; 1.2.5</td>
			<td>7</td>
			<td>13</td>
			<td>2000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>1.2.1; 1.2.6; 1.3.13</td>
			<td>7</td>
			<td>13</td>
			<td>2000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6</td>
			<td>1.2.2; 1.2.7; 1.3.11</td>
			<td>3</td>
			<td>7</td>
			<td>50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7</td>
			<td>1.2.2; 1.2.7; 1.3.11</td>
			<td>3</td>
			<td>7</td>
			<td>50</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8</td>
			<td>1.2.2; 1.2.9; 1.3.11; 1.3.15</td>
			<td>3</td>
			<td>7</td>
			<td>200</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9</td>
			<td>1.2.2; 1.2.9; 1.3.11; 1.3.15</td>
			<td>3</td>
			<td>7</td>
			<td>200</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tableau 2 : Tuyaux pour les raccords de gaz et de vide dans la chambre à gants. Le tableau répertorie les dimensions des tuyaux en silicone utilisés pour relier la chambre à gants aux conduites d’azote et de vide. Les ID de référence sont fournis pour faciliter le processus d’assemblage.

Utilisation de la méthode de transfert de gouttelettes pour préparer de manière fiable des vésicules unilamellaires géantes

Over the past two decades, the droplet transfer method, also known as inverted emulsion, double emulsion, phase transfer, or emulsion transfer, has proven ...

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