Name: Modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-06-10T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Découvrez un modèle de transplantation intestinale chez le rat avec iléostomie pour évaluer le rejet de greffe et les interventions pharmacologiques sur la survie du greffon.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Toutes les procédures sur les animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de la Graduate School of Medicine de l’Université d’Osaka, sous le numéro de référence 04-018-003 et ont été effectuées conformément aux directives de l’Université d’Osaka. Des rats Lewis mâles receveurs (LEW) (pesant de 200 à 250 g, âgés de 7 à 9 semaines) et des rats mâles donneurs Fischer 344 (F344) (pesant de 200 à 250 g, âgés de 10 à 12 semaines) ont été utilisés. Avant l’opération, la région abdominale a été rasée et stérilisée avec de l’éthanol à 70 %. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.
1. Chirurgie du donneur
<ol>
	<li>Faites jeûner le rat donneur pendant 12 heures avant la chirurgie.</li>
	<li>Anesthésier le rat donneur avec de l’isoflurane inhalé (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement). Positionnez le rat perpendiculairement à l’opérateur. Réglez le stéréomicroscope sur un grossissement de 5x pendant la procédure. Utilisez de la soie 5-0 pour la ligature. REMARQUE : Le débit d’isoflurane était de 1,5 L/min. L’isoflurane a été administré à 2,5 % lors de l’incision abdominale initiale et maintenu à 1,5 % pendant la chirurgie. Une anesthésie adéquate a été confirmée par l’absence de réflexe de l’orteil sur pincement de l’orteil. Si nécessaire, appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse après confirmation de l’anesthésie.</li>
	<li>Effectuez une incision médiane de 8 cm pour ouvrir la cavité abdominale. Étendez l’incision supérieure au processus xiphoïde pour assurer une visualisation claire de la veine porte (PV).</li>
	<li>Disséquez le ligament de Treitz et faites pivoter l’intestin grêle de 180 degrés dans le sens des aiguilles d’une montre pour inverser la rotation intestinale.</li>
	<li>Observez les anses vasculaires mésentériques et choisissez un site de greffe bien vascularisé, à environ 10 cm de longueur de l’iléon (Figure 1A1).</li>
	<li>Disséquez le mésentère distal et ligaturez l’artère mésentérique supérieure (SMA) et la veine mésentérique supérieure (SMV) de l’iléon distal. Assurez-vous que l’AS et le SMV sont coupés de la ligature proximale. Une ligature inappropriée peut provoquer des saignements et compromettre la perfusion du greffon.</li>
	<li>Déplacez l’estomac et la rate vers le crâne pour exposer clairement le PV.</li>
	<li>Disséquer et ligaturer l’artère/veine colique moyenne et l’artère/veine colique droite, situées du côté gauche de l’AMS/SMV.</li>
	<li>Disséquez le mésentère du côté droit de la SMA/SMV et ligaturez la branche jéjunale. Évitez de ligaturer trop près du SMV pour éviter qu’il ne se plie (Figure 1A2).</li>
	<li>Séparez délicatement la base de l’AS à l’aide d’un coton-tige et ligaturez le mésentère entre l’aorte au-dessus de l’AS et le PV. Cette zone contient les ganglions lymphatiques mésentériques supérieurs et de nombreux vaisseaux lymphatiques.</li>
	<li>Identifier et ligaturer l’artère rénale droite, située du côté droit de l’aorte (Figure 1A3).</li>
	<li>Injecter une solution saline héparinisée (200 U / 2 mL) dans la veine du pénis.</li>
	<li>Déterminez la longueur finale du greffon et ligaturez les branches mésentériques en excès. Ligaturer les artères droites aux extrémités proximale et distale du greffon.</li>
	<li>Lister l’aorte sous l’AS, puis ligaturer l’aorte au-dessus de l’ALES et exciser la base de l’ALES ainsi qu’une tache circulaire de l’aorte. Coupez la veine porte au niveau du hile hépatique, en assurant une coupe oblique pour créer une grande ouverture anastomotique.<ol>
		<li>Procédez à la coupe des anses vasculaires proximales et distales et de l’intestin. Placez le greffon extrait dans une solution saline froide (4 °C) (Figure 1A4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Retirer la ligature de l’aorte proximale pour induire l’exsanguination et euthanasier le rat donneur (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement).</li>
</ol>
2. Traitement des greffons
<ol>
	<li>Identifiez l’artère mésentérique supérieure (SMA) et la veine porte (PV).</li>
	<li>Perfuser doucement le greffon avec 15 mL de solution saline froide via le SMA (Figure 1B1). Confirmez que tout le sang est remplacé et que la couleur du greffon devient pâle ou blanche.</li>
	<li>Lavez la lumière de la greffe intestinale et éliminez le contenu fécal.</li>
	<li>Maintenez le greffon immergé dans une solution saline fraîche et froide jusqu’à la transplantation.</li>
</ol>
3. Chirurgie du receveur
<ol>
	<li>Anesthésier le rat receveur avec de l’isoflurane inhalé (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement). Placez le rat perpendiculairement à l’opérateur.<ol>
		<li>Réglez le stéréomicroscope à 5 × pour les procédures générales et à 12,5 × lors de l’anastomose vasculaire. Utilisez de la soie 5-0 pour la ligature et 8-0 Suture en polypropylène synthétique pour l’anastomose vasculaire. Placez le rat sur un coussin chauffant pour éviter l’hypothermie pendant l’opération. REMARQUE : Le débit d’isoflurane était de 1,5 L/min. L’isoflurane a été administré à 2,5 % lors de l’incision abdominale initiale et réduit à 1,5 % lors de la chirurgie. L’anesthésie a été confirmée par l’absence de réflexe de l’orteil suite à un pincement de l’orteil. Si nécessaire, appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse après confirmation de l’anesthésie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Avant la chirurgie, injecter 0,5 mg/kg de tacrolimus par voie intramusculaire. Faites une incision médiane (~5 cm) et ouvrez la cavité abdominale.</li>
	<li>Déplacez l’intestin et le côlon vers le crâne et disséquez le ligament de Treitz. Enveloppez l’intestin et le côlon dans de la gaze humide et placez-les sur le corps du rat.</li>
	<li>Disséquer le péritoine sur la veine cave inférieure (CVI) et l’aorte (Figure 1B2). Identifiez et ligaturez l’artère et la veine gonadiques droites. Localisez l’uretère droit.</li>
	<li>Faites pivoter le rat de 90° dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour que la tête soit tournée vers la gauche de l’opérateur. Clampez la VCI au-dessus de la veine rénale droite à l’aide d’une pince vasculaire Bulldog incurvée.</li>
	<li>Incisez la paroi IVC avec des ciseaux pour créer une ouverture ovale. Rincer avec une solution saline et placer une suture de maintien sur le bord caudal de la VCI (Figure 1B3-1). Assurez-vous que l’ouverture anastomotique veineuse est grande (~1 cm) et étirez la paroi PV de manière adéquate au niveau de l’anastomose.</li>
	<li>Placez le greffon sur le côté gauche du rat, en positionnant le PV et le SMA près de la CVI et de l’aorte. Orientez l’iléon distal vers la tête. Enveloppez le greffon dans de la gaze froide et humide et appliquez de la glace pour maintenir une température basse.</li>
	<li>Passez l’aiguille de suture de maintien (suture en polypropylène synthétique 8-0) à travers le bord caudal du PV. Utilisez une pince anti-moustiques pour contrôler la tension des sutures.</li>
	<li>Suturez et attachez le bord crânien du PV à la VC (PV à IVC). Anastomose de la paroi PV postérieure (IVC à PV) (Figure 1B3-2). Attachez la suture de maintien sur le bord droit du PV. Ensuite, anastomose la paroi PV antérieure (PV à IVC).<ol>
		<li>Avant de terminer l’anastomose, clampez le greffon PV et injectez une solution saline héparinisée. Attachez la suture et relâchez la pince IVC (Figure 1B3-3). REMARQUE : Le saignement initial peut se produire au niveau de l’anastomose, mais il est généralement contrôlé spontanément.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Clampez l’aorte au-dessus de la bifurcation de l’artère iliaque à l’aide d’une pince Bulldog incurvée.</li>
	<li>Inciser la paroi aortique. Placez une suture de maintien (suture en polypropylène synthétique 8-0) sur le bord crânien de l’aorte et de la SMA (~4-5 mm) (Figure 1B4-1). Tenez la suture de maintien à l’aide d’une pince anti-moustiques pour contrôler la tension.</li>
	<li>Passer un autre 8-0 aiguille à travers le bord caudal de l’AS et de l’aorte. Attachez et commencez l’anastomose sur le côté droit du rat (figure 1B4-2). Attachez la suture de séjour.</li>
	<li>Faites pivoter le rat de 180° de manière à ce que la tête soit tournée vers la droite de l’opérateur. Complétez l’anastomose de l’aorte sur le côté gauche. Avant la suture finale, clampez le greffon PV et injectez une solution saline héparinisée. Attachez la suture (Figure 1B4-3).</li>
	<li>Relâchez les pinces aortique et PV pour la reperfusion (Figure 1B5). Des saignements initiaux peuvent survenir, mais peuvent être contrôlés par une légère pression à l’aide d’un coton-tige. La muqueuse du greffon devrait devenir rose en quelques minutes (Figure 1B6).</li>
	<li>Faites pivoter le rat de 90° pour que la tête soit tournée vers le côté opposé. Faites deux incisions cutanées de 8 mm sur l’abdomen droit et extériorisez les extrémités proximale et distale du greffon iléal.<ol>
		<li>Suturez la peau et greffez la séreuse à l’aide de polydioxanone 5-0 (PDS) (Figure 1B7). Fermez l’incision médiane avec 5-0 PDS pour terminer la chirurgie. REMARQUE : Les rats postopératoires doivent être surveillés attentivement jusqu’à ce qu’ils reprennent pleinement conscience. Ne retournez pas dans la cage tant que le décubitus sternal n’est pas atteint.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Prise en charge postopératoire
<ol>
	<li>Pour maintenir le greffon pendant la phase aiguë, injecter du tacrolimus à 0,5 mg/kg par voie intramusculaire les jours postopératoires (POD) 1-13, 20 et 277. REMARQUE : Administrer des injections consécutives sur des jambes alternées. Alternativement, le tacrolimus peut être administré par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Injecter du méloxicam à raison de 0,4 mg/kg par voie sous-cutanée sur les POD 1 à 3. REMARQUE : Les rats receveurs perdent généralement du poids jusqu’au POD 7, avec récupération au POD 14. Des injections sous-cutanées de solution saline peuvent être administrées pour atténuer la déshydratation due à la perte de liquide de l’iléostomie. Une mortalité inattendue survient dans environ 20 % des cas avant le POD 7. La survie et l’état de santé général sont généralement stables par la suite.</li>
</ol>
5. Évaluation par image de l’état de santé du greffon intestinal
<ol>
	<li>Ouvrez une image de l’iléostomie dans ImageJ. Convertissez l’image en pile RVB en sélectionnant Type de &gt; d’image &gt; Pile RVB. REMARQUE : Si l’image n’est pas déjà au format RVB, convertissez-la d’abord en couleur RVB à l’aide du type de &gt; d’image &gt; Couleur RVB.</li>
	<li>Sélectionnez une région d’intérêt (ROI) qui comprend uniquement la zone muqueuse visible de l’iléostomie.</li>
	<li>Mesurez l’intensité de chaque canal (rouge, vert et bleu) dans le retour sur investissement sélectionné.</li>
	<li>Calculez le score de santé du greffon à l’aide de la formule suivante : Score = <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68412/68412eq001v2.jpg" style="margin: auto;"> REMARQUE : Normalisez le score final de sorte que : Si le score &gt; 10, attribuez une valeur de 10 ; Si le score est &lt; 0, attribuez la valeur 0.</li>
</ol>

<ol><li>Pedersen, P. B., Henriksen, D. P., Brabrand, M., Lassen, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+failure%2C+aetiology+and+7-day+all-cause+mortality+among+acute+adult+patients+on+arrival+to+an+emergency+department%3A+A+hospital-based+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Emerg+Med%22%5BJournal%5D)">Organ failure, aetiology and 7-day all-cause mortality among acute adult patients on arrival to an emergency department: A hospital-based cohort study.</a> Eur J Emerg Med. 28 (6), 448-455 (2021).</li>
<li>Okita, K., Ichisaka, T., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+germline-competent+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of germline-competent induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 448 (7151), 313-317 (2007).</li>
<li>Hayashi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Co-ordinated+ocular+development+from+human+iPS+cells+and+recovery+of+corneal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Co-ordinated ocular development from human iPS cells and recovery of corneal function.</a> Nature. 531 (7594), 376-380 (2016).</li>
<li>Soma, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induced+pluripotent+stem-cell-derived+corneal+epithelium+for+transplant+surgery%3A+a+single-arm%2C+open-label%2C+first-in-human+interventional+study+in+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Induced pluripotent stem-cell-derived corneal epithelium for transplant surgery: a single-arm, open-label, first-in-human interventional study in Japan.</a> Lancet. 404 (10466), 1929-1939 (2024).</li>
<li>Parizhskaya, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection+of+small+bowel+grafts%3A+Pediatric+and+adult+study+of+risk+factors+and+morphologic+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Dev+Pathol%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection of small bowel grafts: Pediatric and adult study of risk factors and morphologic progression.</a> Pediatr Dev Pathol. 6 (3), 240-250 (2003).</li>
<li>Isono, M., Poltorak, M., Kulaga, H., Adams, A. J., Freed, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Certain+host-donor+strain+combinations+do+not+reject+brain+allografts+after+systemic+sensitization%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Certain host-donor strain combinations do not reject brain allografts after systemic sensitization.</a> Exp Neurol. 122 (1), 48-56 (1993).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+comparison+of+rat+model+of+chronic+allograft+rejection+of+orthotopic+small+bowel+transplantation+induced+by+cyclosporine+versus+tacrolimus%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Long-term comparison of rat model of chronic allograft rejection of orthotopic small bowel transplantation induced by cyclosporine versus tacrolimus.</a> Transplant Proc. 45 (5), 1811-1815 (2013).</li>
<li>Kitamura, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+small+bowel+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic small bowel transplantation in rats.</a> J Vis Exp. (69), e4102(2012).</li>
<li>Kitamura, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection+after+intestinal+transplantation%3A+A+systematic+review+of+experimental+models%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Rev%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection after intestinal transplantation: A systematic review of experimental models.</a> Transplant Rev. 33 (3), 173-181 (2019).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+therapy+of+tacrolimus+and+infliximab+reduces+inflammatory+response+and+dysmotility+in+experimental+small+bowel+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Combination therapy of tacrolimus and infliximab reduces inflammatory response and dysmotility in experimental small bowel transplantation in rats.</a> Transplantation. 93 (3), 249-256 (2012).</li>
<li>Stringa, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+bowel+transplantation+in+rats%3A+A+multicenter+experience+summarizing+the+pitfalls+to+be+overcome%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Transplant%22%5BJournal%5D)">Small bowel transplantation in rats: A multicenter experience summarizing the pitfalls to be overcome.</a> Trends Transplant. 10 (1), 1-7 (2017).</li>
<li>Gerlach, U. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intragraft+and+systemic+immune+parameters+discriminating+between+rejection+and+long-term+graft+function+in+a+preclinical+model+of+intestinal+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Intragraft and systemic immune parameters discriminating between rejection and long-term graft function in a preclinical model of intestinal transplantation.</a> Transplantation. 101 (5), 1036-1045 (2017).</li>
<li>Pech, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intestinal+regeneration%2C+residual+function+and+immunological+priming+following+rescue+therapy+after+rat+small+bowel+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Intestinal regeneration, residual function and immunological priming following rescue therapy after rat small bowel transplantation.</a> Am J Transplant. 12 (Suppl 4), S9-S17 (2012).</li>
<li>Swenson, S. M., Roberts, J. P., Rhee, S., Perito, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+the+Pediatric+End-Stage+Liver+Disease+%28PELD%29+growth+failure+thresholds+on+mortality+among+pediatric+liver+transplant+candidates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Impact of the Pediatric End-Stage Liver Disease (PELD) growth failure thresholds on mortality among pediatric liver transplant candidates.</a> Am J Transplant. 19 (12), 3308-3318 (2019).</li>
<li>Kimura, K., Money, S. R., Jaffe, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+size+and+site+of+origin+of+intestinal+grafts+on+small-bowel+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">The effects of size and site of origin of intestinal grafts on small-bowel transplantation in the rat.</a> Surgery. 101 (5), 618-622 (1987).</li>
<li>Abu-Elmagd, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preformed+and+de+novo+donor-specific+antibodies+in+visceral+transplantation%3A+Long-term+outcome+with+special+reference+to+the+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Preformed and de novo donor-specific antibodies in visceral transplantation: Long-term outcome with special reference to the liver.</a> Am J Transplant. 12 (11), 3047-3060 (2012).</li>
<li>Lavin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-resident+macrophage+enhancer+landscapes+are+shaped+by+the+local+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tissue-resident macrophage enhancer landscapes are shaped by the local microenvironment.</a> Cell. 159 (6), 1312-1326 (2014).</li>
<li>Stakenborg, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enteric+glial+cells+favor+accumulation+of+anti-inflammatory+macrophages+during+the+resolution+of+muscularis+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunol%22%5BJournal%5D)">Enteric glial cells favor accumulation of anti-inflammatory macrophages during the resolution of muscularis inflammation.</a> Mucosal Immunol. 15 (6), 1296-1308 (2022).</li>
<li>Li, Y. -T., Takaki, E., Ouchi, Y., Tamai, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+monocyte+fate+to+FR%CE%B2%2FCD163%2B+S1+macrophage+antagonises+atopic+dermatitis+via+fibroblastic+matrices+in+mouse+hypodermis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Mol+Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Guided monocyte fate to FRβ/CD163+ S1 macrophage antagonises atopic dermatitis via fibroblastic matrices in mouse hypodermis.</a> Cell Mol Life Sci. 82 (1), 14(2024).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>5-0 Soie tressée 40cm noir&nbsp ;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9965-34</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Soie tressée 40cm blanc&nbsp ;</td><td>Alfresa Pharma</td><td>62-9964-99</td><td></td></tr><tr><td>8-0 PROLENE BV130-5 45cm</td><td>ÉTHICON</td><td>EP8730H</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 chèvre anti-souris IgG(H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>A11005</td><td>Concentration de travail : 2ug/ml</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 chèvre anti-lapin IgG(H+L)</td><td>Invitrogen</td><td>N° A21245</td><td>Concentration de travail : 2ug/ml</td></tr><tr><td>Barraquer Micro porte-aiguille, mâchoire CVD de 8 mm, 6"</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pince vasculaire Bulldog 35mm</td><td>Natsume</td><td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>Fischer 344 (F344)&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Japon SLC (Shizuoka, Japon)</td><td></td><td>donneur, mâle, 10 à 12 semaines</td></tr><tr><td>rats Lewis (LEW)&nbsp ;</td><td>Japon SLC (Shizuoka, Japon)</td><td></td><td>Receveurs, mâles, âgés de 7 à 9 semaines</td></tr><tr><td>Microciseaux</td><td>YDM</td><td>CC06C</td><td></td></tr><tr><td>Pinces à suture de microchirurgie - Courbées, Plateformes, Poignées rondes : 15 cm/6 po</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ms mAb à Collagène I</td><td>ABCAM</td><td>AB90395</td><td>Concentration de travail : dilution 1000x</td></tr><tr><td>SALINE NORMALE 500 mL</td><td>OTSUKA&nbsp ;</td><td>Référence 3311401A8024</td><td></td></tr><tr><td>Double pince vasculaire en plastique</td><td>Formation en microchirurgie ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Prograf injectable 5 mg</td><td>Astellas Pharma</td><td>Référence 3999416A1028</td><td></td></tr><tr><td>Rb pAb à laminine</td><td>ABCAM</td><td>AB11575</td><td>Concentration de travail : 2ug/ml</td></tr><tr><td>Anesthésique pour petits animaux</td><td>Kikai de Muromachi</td><td>MK-A100</td><td></td></tr><tr><td>Microscope chirurgical OPMI-1FR</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI-1FR</td><td></td></tr><tr><td>SUTURE, 5/0 18 PDS II CLR MONO P, VA</td><td>ÉTHICON</td><td>Réf. Z493G</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal

A Rat Graft Rejection Model of Intestinal Transplantation with Exteriorized Ileostomy for Longitudinal Prognosis Assessment

Des images représentatives des principaux points de contrôle chirurgicaux sont présentées à la figure 1. Le taux de réussite de la reperfusion était de près de 100 % et le taux de survie postopératoire était de 80,0 % (20 chirurgies sur 25). Lorsque les procédures ont été correctement effectuées et que le tacrolimus a été administré à la dose et au calendrier spécifiés, l’iléostomie extériorisée est généralement devenue blanchâtre - une indication de rejet du greffon - à partir de la troisiè...

Modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal

To date, organ transplantation remains the mainstream treatment for organ failure. Among various solid organs, patient prognosis following intestinal ...

a-rat-graft-rejection-model-intestinal-transplantation-with

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

La souris petit modèle de transplantation intestinale a été reconnue comme un outil important pour étudier mechanismes de rejet immunitaire et de l'écran de nouveaux médicaments immunosuppresseurs. Toutefois, ce modèle est limité à utiliser, car les techniques impliqués est un défi extrêmement technique. Maintenant nous présentons la technique modifiée.

Transplantation de l&#39;intestin chez les souris

Cette vidéo montre le modèle orthotopique greffe aortique comme un modèle simple pour étudier le développement de la vasculopathie transplantation (TVP) chez les rats.

Orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique

Transplantation d'intestin grêle est devenue une option thérapeutique reconnue pour les patients atteints d'insuffisance intestinale irréversible. Notre modèle expérimental de transplantation de l'intestin chez les rats petite orthotopique est un outil fiable pour répondre immunologique sous-jacente et les processus inflammatoires qui compliquent la transplantation intestinale.

Orthotopique transplantation d&#39;intestin grêle chez le rat

La reconstruction de la veine sus-hépatique (SHVC) reste une étape difficile dans une transplantation hépatique orthotopique rat. Dans cet article, nous montrons un protocole étape par étape pour la reconstruction de SHVC chez le rat en utilisant une technique nouvelle anastomose magnétique.

Un modèle de Rat de la Orthotopic Transplantation hépatique en utilisant une Technique nouvelle anastomose magnétique pour la Reconstruction de veine sus-hépatique

L’allogreffe composite vascularisée offre des bienfaits qui altèrent la vie aux receveurs de greffe, mais les causes biologiques du rejet du greffon et de la vasculopathie demeurent mal comprises. Le modèle chirurgical des rongeurs présenté ici offre un modèle de transplantation reproductible, cliniquement pertinent, permettant aux chercheurs d’évaluer les événements de rejet et les stratégies thérapeutiques potentielles pour prévenir leur apparition.

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Le modèle de transplantation rénale orthotopique chez le rat contribue à étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe rénale. Le modèle actuel augmente la survie des receveurs sans interférence avec l’apport sanguin et le reflux veineux du bas du corps en utilisant une anastomose de bout en bout de l’implantation rénale et une méthode « tunnel » de bout en bout de l’anastomose uretère-vessie.

Un modèle de transplantation rénale orthotopique de rat pour le rejet de l’allogreffe rénale

Le protocole de greffe hépatique auxiliaire hétérotopique de rat décrit ici offre un outil d’investigation pratique pour explorer les mécanismes de rejet de l’allogreffe hépatique. Ce modèle permet d’atténuer les obstacles chirurgicaux et le stress animal de la transplantation hépatique orthotopique chez le rat.

Modèle de greffe de foie entier auxiliaire hétérotopique utilisant une hépaticourétérostomie pour des études de rejet d’allogreffe

Ce protocole décrit la méthode d’établissement d’un modèle de pochite chez le rat. Le modèle de la poche iléale a été créé en effectuant une chirurgie de la poche iléale-anastomose anale (IPAA) à l’aide de techniques microchirurgicales. Après l’opération, le rat a été traité avec du sulfate de dextran sodique (DSS) à 4 % pendant 4 jours.

Modèle de pochite chez le rat après proctocolectomie et anastomose iléale-anale à l’aide de sulfate de dextran sodique

Iléus postopératoire (POI) est une complication de la chirurgie abdominale conduisant à une morbidité accrue et un séjour prolongé à l'hôpital. Parce que les stratégies prophylactiques ou thérapeutiques font défaut intensification de la recherche est nécessaire. Par conséquent, nous avons établi un modèle de souris standard et possible d'étudier la physiopathologie de POI et d'étudier les options possibles thérapeutiques.

D&#39;évaluation fonctionnelle de la motilité intestinale et inflammation de la paroi intestinale chez les rongeurs: analyses dans un modèle standardisé de la manipulation intestinale

Nous présentons ici un modèle de transplantation rénale chez le rat afin d'évaluer de façon non invasive rejet aigu d'allogreffe utilisant la tomographie par émission de positons au 18F-FDG.

L&#39;imagerie non-invasive de rejet aigu après transplantation rénale Rat aide<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Découvrez un modèle de transplantation intestinale chez le rat avec iléostomie pour évaluer le rejet de greffe et les interventions pharmacologiques sur la survie du greffon.

Modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal (Vidéo) | JoVE Journal

Modèle de rejet de greffe de rat de transplantation intestinale avec iléostomie extériorisée pour l’évaluation du pronostic longitudinal

Explorer plus de vidéos