Name: Dissection rapide et dissociation de l’épithélium olfactif de souris pour des suspensions à noyau unique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-08-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 42 s
Description: Découvrez une méthode rapide de dissection et de dissociation de l'épithélium olfactif de souris pour obtenir des suspensions à noyau unique destinées au séquençage RNA. Ce protocole facilite les études génétiques du système olfactif.

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Toutes les expériences sur les animaux de cette étude ont été approuvées et menées conformément à l’IACUC du Baylor College of Medicine. Des souris femelles C57BL/6J (JAX :000664) ont été utilisées. Les détails des réactifs et de l’équipement sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Dissection de l’épithélium olfactif
<ol>
	<li>Commencez par anesthésier profondément la souris à l’aide de la méthode de votre choix (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement). Confirmer le plan chirurgical de l’anesthésie par pincement ferme de l’orteil et procéder à une perfusion transcardiaque d’au moins 10 ml de PBS 1x glacé. Retirez la peau pour exposer le crâne (Figure 2A). REMARQUE : Le retrait de la tête du corps est facultatif. Si l’on décide d’enlever la tête, il est recommandé d’enlever la peau et les autres tissus mous autour du crâne avant la décapitation.</li>
	<li>À l’aide d’une paire de ciseaux fins à pointe pointue, faites deux incisions pour briser les arcs zygomatiques de l’os squamosal bilatéralement en plaçant une pointe de ciseau dans l’orbite postérieure et l’autre adjacente au conduit auditif (lignes vertes sur la figure 2B).</li>
	<li>Faites une incision peu profonde d’une orbite à l’autre le long de la face la plus antérieure de l’os frontal. Incisez uniquement la surface dorsale de l’os frontal (~1-2 mm de profondeur), en prenant soin de ne pas couper les structures sous-jacentes ou les os qui composent l’orbite (ligne bleue sur la figure 2B). REMARQUE : Pour obtenir une incision peu profonde entre les orbites, tenez les ciseaux perpendiculairement au crâne et utilisez uniquement les pointes pointues pour couper.</li>
	<li>Coupez le long de la ligne médiane du crâne à partir du foramen magnum, à travers les sutures sagittales et interfrontales, jusqu’à ce que l’incision interorbitaire pratiquée dans l’os frontal à l’étape 1.3 soit atteinte (ligne rouge sur la figure 2B).</li>
	<li>Insérez une paire de pinces dans l’incision pratiquée le long de la ligne médiane du crâne et tirez fermement un hémisphère de la voûte crânienne latéralement. Cette action enlèvera également les os de l’orbite (frontal, maxillaire et lacrymal), exposant les aspects latéraux des cornets olfactifs (Figure 2D). REMARQUE : Veillez à ne pas endommager par inadvertance l’OE à partir de ce moment.</li>
	<li>En tenant l’os nasal et les incisives, brisez la voûte crânienne controlatérale à l’aide d’une pince. Permettre à l’encéphale (y compris les bulbes olfactifs) d’être enlevé avec l’hémisphère de l’os au fur et à mesure qu’il est arraché (Figure 1E). Les seules structures osseuses visibles qui devraient rester après cette étape sont la base du crâne et les os entourant l’OE (Figure 2F).</li>
	<li>À l’aide d’une pince à os ou d’un rongeur, retirez l’os frontal et l’os prémaxillaire (incisif) restants jusqu’à la base des incisives (figure 2G).</li>
	<li>Utilisez une pince osseuse pour couper le long de la suture fronto-nasale afin de libérer l’os nasal de la plaque cribriforme, en prenant des précautions extrêmes pour ne pas endommager l’OE exposée sous-jacente ou fracturer la plaque cribriforme.</li>
	<li>Soulevez l’os nasal de la plaque cribriforme à l’aide d’une pince pour exposer l’OE (Figure 2H). Si l’os prémaxillaire résiduel masque l’OE dorsal, retirez-le avant de continuer (cercles noirs sur la figure 1I).</li>
	<li>À l’aide d’une pince à pointe fine, fixez doucement la face dorsale de la cloison nasale à sa jonction avec la plaque cribriforme et tirez vers l’arrière (Figure 2J,K). Avec une résistance minimale, l’épithélium olfactif principal se détachera sous la forme d’une structure entièrement intacte (Figure 2L).</li>
	<li>Procédez immédiatement à la dissociation de l’OE ou congelez le tissu pour un traitement ultérieur.</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68472/68472fig2.jpg"> 
Figure 2 : Technique de dissection rapide de l’épithélium olfactif. (A) La tête de souris après l’ablation des tissus mous environnants. (B) Guides à code couleur pour les incisions de la voûte crânienne. (C) Aspect après incisions de la voûte crânienne. (D) Retrait du premier hémisphère de la voûte crânienne ainsi que de la partie de l’orbite adjacente à l’épithélium olfactif. (E) Ablation de la partie controlatérale de la voûte crânienne ainsi que du cerveau. (F) La tête après l’ablation du cerveau et de la voûte crânienne. (G) Ablation de l’os frontal le plus antérieur et du prémaxillaire postérieur, à la suite d’une incision au niveau de la suture frontomaxillaire. (H) Ablation des os du nez. (I) Les cercles noirs mettent en évidence les zones d’os prémaxillaire résiduel qui peuvent être enlevées en option. (J) Mise en place d’une pince pour l’ablation de l’épithélium olfactif intact. (K) Tirez vers l’arrière pour libérer l’épithélium olfactif. (L) Libération totale de l’épithélium olfactif. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68472/68472fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
2. Dissociation de l’épithélium olfactif et isolement d’un seul noyau
<ol>
	<li>Placez un tube C et deux tubes coniques de 15 ml par échantillon sur de la glace.</li>
	<li>Préparez le tampon de lyse en ajoutant un inhibiteur d’ARNase (à une concentration finale de 0,2 U/μL) dans un tampon d’extraction de noyaux préfabriqué.</li>
	<li>Ajouter 4 ml de BSA à 1 % dans chaque tube conique de 15 mL, agiter brièvement et jeter l’excédent. Celui-ci recouvre chacun des tubes coniques de 15 mL avec du BSA pour minimiser l’adhérence des noyaux au tube.</li>
	<li>Pour un OE entier, ajoutez 2 mL de tampon de lyse glacé dans chaque tube C.</li>
	<li>Ajoutez des échantillons OE aux tubes C. À l’aide de la pince #2, tenez chaque échantillon sur son tube C respectif et coupez-le en petits morceaux à l’aide d’une paire de ciseaux à pointe fine.</li>
	<li>Placez les tubes C contenant chaque échantillon à l’envers sur les blocs de dissociation tissulaire automatisés. Sur l’écran du dissociateur, le carré correspondant à chaque bloc passera de Libre à Sélectionné.</li>
	<li>Appuyez sur l’icône du dossier pour accéder au dossier Miltenyi . À l’aide des flèches, faites défiler jusqu’au programme 4C_nuclei_1 (un programme préchargé dans le dissociateur). Appuyez sur OK pour appliquer le programme à chaque bloc, puis appuyez sur Démarrer pour commencer le cycle. Retirez les tubes C du dissociateur immédiatement après la fin du cycle. REMARQUE : Si possible, gardez les tubes C glacés pendant le cycle de dissociation. Il est important de retirer les échantillons du dissociateur immédiatement après la fin du cycle et de passer aux étapes suivantes du protocole pour éviter une surlyse des noyaux.</li>
	<li>À l’aide d’une pipette, aspirez la suspension homogénéisée du tube C et filtrez-la à travers une crépine de 70 μm dans le premier tube conique revêtu de BSA. Évitez d’aspirer les fragments d’os qui se sont accumulés au fond du tube C.</li>
	<li>Rincez la passoire avec 1 mL de 1x PBS glacé pour assurer une filtration complète.</li>
	<li>Centrifuger la suspension filtrée à 500 × g pendant 5 min à 4 °C dans une centrifugeuse à godets oscillants.</li>
	<li>Aspirez doucement et jetez le surnageant, en prenant soin de ne pas déranger le granulé. Remettre complètement en suspension la pastille de noyaux dans 1 mL de PBS 1x glacé par pipetage doux.</li>
	<li>Passez les noyaux remis en suspension à travers une crépine de 30 μm dans le deuxième tube conique revêtu de BSA. La concentration des noyaux peut être quantifiée à l’aide d’un hémocytomètre ou d’un compteur de cellules automatisé.</li>
	<li>Procéder immédiatement avec le protocole en aval choisi (avec ou sans FACS) pour préserver l’intégrité de l’échantillon et prévenir sa dégradation (Figure 3). REMARQUE : Il est fortement recommandé aux utilisateurs d’effectuer des exécutions d’entraînement de l’ensemble de ce protocole pour garantir une exécution transparente et rapide.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68472/68472fig3.jpg"> 
Figure 3 : Flux de travail de dissociation de l’épithélium olfactif et d’isolement d’un seul noyau. Suite à la dissection, l’épithélium olfactif est dissocié mécaniquement et chimiquement. Le lysat est ensuite filtré à travers une passoire de 70 μm, rincé avec 1x PBS et centrifugé à 500 × g pendant 5 min. Le granulé est remis en suspension dans 1x PBS avant d’être filtré à travers une passoire de 30 μm. La suspension de noyaux résultante est disponible pour diverses applications de séquençage en aval. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68472/68472fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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<li>Monti Graziadei, G. A., Graziadei, P. P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenesis+and+neuron+regeneration+in+the+olfactory+system+of+mammals.+II.+Degeneration+and+reconstitution+of+the+olfactory+sensory+neurons+after+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurocytol%22%5BJournal%5D)">Neurogenesis and neuron regeneration in the olfactory system of mammals. II. Degeneration and reconstitution of the olfactory sensory neurons after axotomy.</a> J Neurocytol. 8 (2), 197-213 (1979).</li>
<li>Caggiano, M., Kauer, J. S., Hunter, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Globose+basal+cells+are+neuronal+progenitors+in+the+olfactory+epithelium%3A+a+lineage+analysis+using+a+replication-incompetent+retrovirus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Globose basal cells are neuronal progenitors in the olfactory epithelium: a lineage analysis using a replication-incompetent retrovirus.</a> Neuron. 13 (2), 339-352 (1994).</li>
<li>Iwai, N., Zhou, Z., Roop, D. R., Behringer, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Horizontal+basal+cells+are+multipotent+progenitors+in+normal+and+injured+adult+olfactory+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Horizontal basal cells are multipotent progenitors in normal and injured adult olfactory epithelium.</a> Stem Cells. 26 (5), 1298-1306 (2008).</li>
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<li>Gadye, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injury+activates+transient+olfactory+stem+cell+states+with+diverse+lineage+capacities%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Injury activates transient olfactory stem cell states with diverse lineage capacities.</a> Cell Stem Cell. 21 (6), 775-790.e9 (2017).</li>
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<li>Fletcher, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((p63+regulates+olfactory+stem+cell+self-renewal+and+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">p63 regulates olfactory stem cell self-renewal and differentiation.</a> Neuron. 72 (5), 748-759 (2011).</li>
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</ol>

L’épithélium olfactif murin (OE) est un composant essentiel du système olfactif et est responsable de la détection et de la transmission des signaux odorants dans le système nerveux central. Sa couche la plus superficielle contient les cils détectant les odeurs des neurones sensoriels olfactifs, qui sont recouverts d’une couche de mucus et entourés par les cellules sustentaculaires et microvillanesde soutien 1,2. Les OSN sont bipolaires, étendant leurs cils apicalement pour former un réseau dans la couche de mucus et leurs axones à la base à travers la plaque cribriforme osseuse pour fusionner en glomérules dans le bulbe olfactif. Ces glomérules sont le site des synapses entre les OSN et les neurones en aval. Les cellules progénitrices neuronales appelées cellules basales globuleuses reconstituent constamment les OSN lorsqu’elles meurent3 suite à une exposition directe à des agressions environnementales telles que les toxines en suspension dans l’air, les agents pathogènes et les traumatismes physiques. Les cellules basales globuleuses sont dérivées d’un pool de réserve de cellules basales horizontales multipotentes 4,5, situées le plus basalement et adhérentes à la lame basale des protubérances osseuses appelées cornets nasaux. Les cornets nasaux sont tortueux, ce qui rend l’OE difficile à séparer et à homogénéiser. De plus, l’OE est entouré d’os du crâne, ce qui rend l’accès à la zone difficile et nécessite traditionnellement une procédure chronophage.
Des études antérieures se sont appuyées sur une incubation prolongée de papaïne pour libérer l’épithélium olfactif de l’os6, 7, 8, 9, 10, ce qui peut retarder davantage le traitement en aval de la suspension unicellulaire. Étant donné que le cisaillement des axones OSN déclenche l’apoptose11, il est impératif de minimiser le temps écoulé entre l’extraction des tissus et la préparation de la banque d’ADNc. De plus, l’architecture de l’OE et ses projections vers le bulbe olfactif compliquent l’extraction de cellules intactes pour un séquençage réussi de l’ARN unicellulaire. Heureusement, le séquençage de l’ARN à noyau unique (snRNA-seq) est devenu un outil puissant pour profiler les cellules tout en préservant la distribution des types cellulaires, en particulier dans les tissus où la dissociation d’une seule cellule est difficile ou peupratique12,13.
 Bien qu’un certain nombre d’étudesaient effectué un séquençage unicellulaire de l’OE de la souris, aucune n’offre une procédure de dissection détaillée optimisée pour une collecte cohérente et rapide de tissus, ce qui est nécessaire compte tenu de la fragilité de l’OE et de son enfermement dans divers os du crâne. De plus, les guides de dissectionexistants 16 se concentrent sur la préservation de la structure anatomique plutôt que sur la vitesse, ce qui peut entraîner des temps de dissection potentiellement longs. Étant donné qu’une préparation tissulaire efficace est essentielle pour minimiser la dégradation de l’ARN et maximiser la qualité des noyaux préparés17,18, un protocole optimisé pour la dissection rapide et l’homogénéisation de l’OE murin en une suspension mononucléaire pour une utilisation dans diverses applications en aval est justifié.
Ce protocole (Figure 1) présente une méthode simplifiée conçue pour surmonter ces défis, permettant la dissection rapide de l’OE murin et la dissociation efficace du tissu dans le but d’isoler les noyaux. Cette approche facilite le séquençage d’un seul noyau de haute qualité19, fournissant une technique fiable pour étudier les fondements moléculaires de la biologie olfactive.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68472/68472fig1.jpg"> 
Figure 1 : Anatomie des sutures et des os pertinents du crâne de souris C57BL/6 et coupe transversale représentative de l’épithélium olfactif. (A) Les sutures du crâne sont codées par couleur. Les sutures sont codées par couleur d’un côté du crâne, tandis que l’autre côté n’est pas marqué pour référence (à gauche). Les noms des sutures sont codés par couleur en conséquence (à droite). (B) Os du crâne codés par couleur. Les os sont codés par couleur d’un côté du crâne, tandis que l’autre côté n’est pas marqué pour référence (à gauche). Les noms des os sont codés en couleur en conséquence (à droite). (C) Coupe transversale de la partie centrale de l’OE (disséquée à l’aide de la méthode décrite dans cet article) avec les cornets codés par couleur d’un côté et le côté gauche non marqué pour référence (à gauche). Noms des cornets visualisés (à droite). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68472/68472fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

<table><tbody><tr><td>Tube à centrifuger de 15 ml</td><td>Celltreat</td><td>229411</td><td></td></tr><tr><td>Pince à os&nbsp ;</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>16102-11</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris miniatures Bonn&nbsp ;</td><td>Miltex&nbsp ;</td><td>18-1392</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’albumine sérique bovine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1595</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #3 Forceps&nbsp ;</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Souris femelles C57BL/6J</td><td>Le Laboratoire Jackson</td><td>JAX : 000664</td><td></td></tr><tr><td>Tubes McS C&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-237</td><td></td></tr><tr><td>gentleMACS Octo Dissociator&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-427</td><td></td></tr><tr><td>MACS SmartStrainers 30 μnbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-098-458</td><td></td></tr><tr><td>MACS SmartStrainers 70 um&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-098-462</td><td></td></tr><tr><td>Micro Friedman-Pearson Rongeurs</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>16220-14</td><td></td></tr><tr><td>Tampon d’extraction des noyaux&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-128-024</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate (PBS), 1x sans calcium ni magnésium, PH 7,4 &plusmn ; 0.1</td><td>Corning</td><td>Référence 21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>Inhibiteur protecteur de l’ARNase&nbsp ;</td><td>Millipore Sigma</td><td>3335402001</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse réfrigérée Sorvall Legend XTR</td><td>Thermo Scientific</td><td>50119927-5</td><td></td></tr></tbody></table>

dissection rapide et dissociation de l’épithélium olfactif de souris pour des suspensions à noyau unique

Rapid Dissection and Dissociation of the Mouse Olfactory Epithelium for Single-Nucleus Suspensions

Afin de fournir un contexte anatomique pour la dissection et l’analyse, les sutures et les os du crâne de souris C57BL/6, ainsi que la partie centrale de l’épithélium olfactif (OE), ont été visualisés et codés par couleur (Figure 1). Un côté de chaque image a été annoté pour mettre en évidence les sutures, les os et les cornets pertinents, tandis que l’autre côté n’a pas été marqué pour référence. La coupe transversale de l’OE a été préparée conformément aux protocoles établis<sup class="xre...

Dissection rapide et dissociation de l’épithélium olfactif de souris pour des suspensions à noyau unique

The murine olfactory epithelium is the initial entry point of the olfactory system, housing various cell types that include olfactory sensory neurons, ...

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JoVE Journal

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Neurosciences

La photolyse de composés en cage permet la production d'une augmentation rapide et localisé dans la concentration de divers composés physiologiquement actifs. Ici, nous montrons comment obtenir des enregistrements de patch-clamp combinée avec la photolyse de l'AMPc en cage ou en cage Ca pour l'étude de la transduction olfactive chez la souris dissocié neurones sensoriels olfactifs.

Photolyse des composés en cage dans les cils olfactifs des neurones sensoriels

La vidéo montre l’isolement des motoneurones oculomoteurs, trochléaires et spinaux à partir d’un embryon de souris transgénique. L’embryon exprime des motoneurones marqués avec une protéine fluorescente verte (GFP) pour une visualisation et une identification faciles. Les motoneurones sont isolés chirurgicalement sous un microscope à fluorescence et maintenus dans un milieu de culture.

Isolement et culture de motoneurones oculomoteurs, trochléaires et spinaux à partir d’un embryon de souris

Cette vidéo présente une méthode permettant d’isoler des cellules oligodendrocytaires primaires à partir d’une suspension de cellules neurales obtenue à partir d’un bébé souris en utilisant la séparation magnétique. La technique utilise des billes magnétiques recouvertes d’anticorps spécifiques aux antigènes des oligodendrocytes, permettant l’isolement sélectif de ces cellules.

Isolement d’oligodendrocytes primaires murins à l’aide de billes immunomagnétiques

Cette vidéo démontre l’enregistrement électrophysiologique des neurones sensoriels olfactifs (OSN) chez la souris à l’aide d’une technique de patch-clamp perforé. L’épithélium olfactif, contenant des OSN avec des récepteurs olfactifs marqués au fluorophore, est isolé d’une souris et fixé dans une chambre d’enregistrement. Une pipette d’enregistrement est fixée au bouton dendritique d’un OSN, et la nystatine à l’intérieur de la pipette perfore la membrane pour former une connectivité électrique...

ENREGISTREMENT PAR PATCH-CLAMP PERFORÉ DE NEURONES SENSORIELS OLFACTIFS CHEZ LA SOURIS

Les cils des neurones sensoriels olfactifs contiennent des protéines de la cascade de transduction du signal, mais une analyse spatiale détaillée de leur distribution est difficile dans les cryosections. Nous décrivons ici une approche optimisée pour le marquage de l’ensemble du montage et la visualisation en face des protéines ciliaires.

Mont entiers étiquetage des Cilia dans le système olfactif principal de souris

L’analyse des propriétés physiologiques des neurones sensoriels olfactifs se heurte encore à des limites techniques. Ici, nous les enregistrons à l’aide d’un patch-clamp perforé dans une préparation intacte de l’épithélium olfactif chez des souris ciblées par des gènes. Cette technique permet de caractériser les propriétés membranaires et les réponses à des ligands spécifiques de neurones exprimant des récepteurs olfactifs définis.

Perforé patch-clamp enregistrement des souris neurones sensoriels olfactifs dans neuroépithélium Intact: Analyse fonctionnelle des neurones exprimant un récepteur odorant Identifié

Les oligodendrocytes sont les cellules myélinisantes du système nerveux central. Ce protocole décrit une méthode d’isolement et de culture de leurs précurseurs, des cellules progénitrices d’oligodendrocytes, à partir de cortex de rats, ainsi qu’une méthode quantitative rapide et fiable pour évaluer l’oligodendrogenèse in vitro en réponse à des facteurs expérimentaux.

Préparation de cultures Rat oligodendrocytes progénitrices et la quantification des oligodendrogenèse par analyse de fluorescence à double infrarouge

Nous décrivons l’isolement immunomagnetic des oligodendrocytes principal de la souris, qui permet d’isoler des cellules in vitro culture rapide et spécifique.

Isolation de Immunomagnetic rapide et spécifique de souris primaire Oligodendrocytes

Une méthode de microdissection de l’oviducte de souris qui permet la collecte des segments individuels tout en maintenant l’intégrité de l’ARN est présentée. En outre, une procédure de dissociation des cellules oviductales non enzymatiques est décrite. Les méthodes sont appropriées pour l’analyse ultérieure des gènes et des protéines des segments oviductaux fonctionnellement différents et des cellules oviductales dissociées.

Microdissection et dissociation de l’oviducte murin : identification de segment individuel et isolement unicellulaire

Le succès de la transcriptomique unicellulaire/mononoyau et de la multi-omique dépend en grande partie de la qualité des cellules/noyaux. Par conséquent, l’isolement des cellules/noyaux des tissus et leur purification doivent être hautement standardisés. Ce protocole décrit la préparation des noyaux du cerveau et de la moelle osseuse pour l’essai multiome à noyau unique en aval.

Préparation de noyaux de cerveau et de moelle osseuse de haute qualité pour les dosages multiomes à noyau unique

Découvrez une méthode rapide de dissection et de dissociation de l'épithélium olfactif de souris pour obtenir des suspensions à noyau unique destinées au séquençage RNA. Ce protocole facilite les études génétiques du système olfactif.

Dissection rapide et dissociation de l’épithélium olfactif de souris pour des suspensions à noyau unique

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