In vivo Microscopie confocale : une procédure opératoire standard pour la détection des acariens Demodex au bord de la paupière

Nous développons un protocole de microscopie confocale in vivo standardisé pour détecter la paupière des acariens demodex afin d’étendre l’adoption clinique. Nous ajustons le dernier protocole IVCM standardisé, qui limite la détection des acariens demodex in vivo dans la pratique clinique. Il fournit une détection in vivo non invasive, indolore et rapide avec un suivi facile, éliminant ainsi la douleur de l’appellation et les problèmes légers liés aux résidus.

[Narrateur] Pour commencer, nettoyez l’objectif de l’appareil à l’aide de lingettes nettoyantes pour lentilles. Utilisez des boules de coton imbibées d’alcool pour désinfecter soigneusement l’appui-tête et la mentonnière. Appuyez sur les deux leviers noirs l’un contre l’autre et tirez la mentonnière vers l’avant jusqu’à ce qu’elle s’accroche pour vous assurer qu’elle est dans la bonne position horizontale. Maintenant, tournez la vis de réglage pour éloigner la caméra du patient avant l’examen. Appliquez environ 0,02 millilitre de gel ophtalmique à base de carbomères sur la surface avant de la lentille du microscope de l’appareil. Ensuite, retirez un capuchon stérile jetable en polyméthacrylate de méthyle de sa housse de protection. Appuyez fermement les côtés du capuchon sur l’objectif du microscope sans toucher la surface antérieure. Ensuite, appliquez une goutte de substitut de larme de gel sur la surface avant du bouchon. Créez un nouveau dossier patient dans le logiciel. Maintenant, appliquez une goutte de chlorhydrate de proparacaïne sur le bord de la paupière à examiner. Déplacez la caméra de balayage vers la gauche du point de vue de l’opérateur. Ensuite, tournez l’objectif de la caméra CCD pour ajuster l’image de contrôle perpendiculairement à l’axe optique de la caméra laser du scanner. Commencez un nouvel examen à l’aide du logiciel. Dans l’onglet Données d’examen, sélectionnez Heidelberg Retina Tomograph Cornea dans la liste déroulante Appareil et observez la boîte de dialogue Paramètres du module de cornée. Choisissez FOV 400 dans la liste déroulante Field Lens (Field Lens) et cliquez sur OK pour confirmer. Ensuite, attendez que la fenêtre d’acquisition s’ouvre et vérifiez l’affichage de l’image en direct de la caméra laser à balayage et de l’image de contrôle. Ensuite, définissez les facteurs dans la fenêtre d’acquisition. Sélectionnez 1x dans la liste déroulante Facteur de zoom CCD pour définir la taille de l’image de contrôle. Cochez les cases Luminosité automatique et Automatique pour activer le contrôle automatique de la luminosité. Assurez-vous que le type de balayage de section est sélectionné. Pour acquérir une image de référence, désactivez le contrôle automatique de la luminosité. Ajustez ensuite le plan focal avec la goupille de réglage jusqu’à ce que l’image en direct s’assombrisse, puis qu’un reflet brillant apparaisse, indiquant la surface antérieure de la coiffe en polyméthacrylate de méthyle. Cliquez sur Réinitialiser dans la section Micromètre de position de mise au point et attendez que la valeur atteigne 0. Ensuite, cochez la case Luminosité automatique et désactivez la réinitialisation automatique. Maintenant, ajustez la hauteur de la table d’examen. Placez le menton du patient sur la mentonnière et le front contre l’appui-frontal. Ajustez l’élévation de la mentonnière à l’aide de la vis noire de sorte que les paupières supérieures du patient s’alignent avec les marques rouges sur la colonne de l’appui-tête. Demandez au patient de regarder vers le bas vers la source lumineuse fixe et de maintenir un regard fixe. À l’aide d’un coton-tige, retournez la paupière supérieure et exposez complètement la racine des cils et le bord palpébral. Tournez la vis de réglage pour aligner la réflexion du faisceau laser au niveau de la paupière supérieure. Ensuite, déplacez la caméra laser à balayage jusqu’à ce que le bord supérieur de la paupière entre en contact avec le centre de la coiffe en polyméthacrylate de méthyle. Scannez soigneusement la racine des cils de la face temporale à la face nasale en utilisant de minuscules mouvements horizontaux de la marge palpébrale. Tournez l’objectif du microscope dans le sens des aiguilles d’une montre ou dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour modifier la mise au point et observer des follicules et des racines entiers. Enregistrez toutes les images demodex suspectes à l’aide de la pédale. Après avoir quitté l’examen, sélectionnez Trier rapidement par temps d’acquisition dans la boîte de dialogue Options pour afficher les images de la face temporale à la face nasale. En 2024, le nombre de sujets subissant une microscopie confocale in vivo pour la détection de demodex a considérablement augmenté dans tous les groupes d’âge par rapport à 2023, le nombre le plus élevé étant observé dans le groupe d’âge des 21 à 30 ans. La procédure opératoire standard introduite en 2024 a permis d’inclure des sujets âgés de quatre ans à plus de 90 ans.