Name: Évaluation des biochars dérivés de déchets sur la santé et l’activité biologique des sols (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-10T13:05:00.000+00:00
Duration: 10 min 31 s
Description: Découvrez comment évaluer l'impact des biochars sur la santé des sols en mesurant l'activité microbienne, la croissance des plantes et l'écotoxicité des invertébrés. Cette méthode aide à comprendre les effets variables selon la matière première utilisée.

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1. Préparation du biochar
REMARQUE : Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur les biochars utilisés ici comme matériaux d’essai. Les conditions de pyrolyse, la composition élémentaire et les données d’analyse immédiate ont été fournies par les producteurs (tableau 1).
ATTENTION : Effectuez toujours la pyrolyse dans un laboratoire bien ventilé avec un système d’évacuation ou de fumée approprié. Portez des gants résistants à la chaleur, une blouse de laboratoire, des lunettes de sécurité et un écran facial si nécessaire.
Tableau 1 : Caractéristiques de base des biochars testés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_1.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
2. Caractérisation chimique du biochar
<ol>
	<li>Analyser la composition élémentaire de tous les biochars (à l’aide de la spectroscopie d’émission atomique à plasma à couplage inductif (ICP OES) ou de la spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif (ICP MS), en fonction des concentrations, après décomposition assistée par micro-ondes (tableau 2).</li>
</ol>
3. Préparation des mélanges sol-biochar
<ol>
	<li>Collecte du sol et mise en place d’expériences<ol>
		<li>Prélever de la terre végétale dans un champ expérimental.</li>
		<li>Retirez manuellement les débris de surface. Tamisez le sol à une taille de particule inférieure à 5 mm pour enlever les débris.</li>
		<li>Pesez 100 g de terre tamisée et ajoutez-la dans des récipients d’essai.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Amendement et incubation du biochar<ol>
		<li>Ajoutez 1 g, 5 g ou 10 g de chaque type de biochar par 100 g de sol pour créer un amendement sol-biochar de 1 %, 5 % et 10 % (p/p).</li>
		<li>Ajouter de l’eau distillée pour atteindre 60 % de la capacité maximale de rétention d’eau (WHC).</li>
		<li>Bien mélanger à l’aide d’une spatule.</li>
		<li>Pesez chaque récipient et couvrez-le de parafilm pour minimiser l’évaporation.</li>
		<li>Incuber les mélanges à 27 °C pendant 10 jours. REMARQUE : Ce mélange sera utilisé pour la mesure de la perte d’eau, le changement de pH, la phytotoxicité et les tests de quantification bactérienne. La terre utilisée doit être collectée et éliminée conformément aux protocoles locaux de biosolides.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Mesure du pH des mélanges sol-biochar
<ol>
	<li>Peser 10 g de chaque mélange sol-biochar dans des tubes coniques de 50 mL.</li>
	<li>Dans les tubes, ajoutez 25 mL d’eau distillée.</li>
	<li>Agitez les tubes pendant 30 s manuellement ou utilisez un mélangeur vortex à vitesse moyenne. Filtrez le mélange à l’aide de papier filtre Whatman n° 1 dans un bécher propre de 100 ml.</li>
	<li>Mesurer le pH du filtrat à température ambiante (20-25 °C) à l’aide d’un pH-mètre étalonné.</li>
</ol>
5. Test de toxicité d’Enchytraeus albidus
<ol>
	<li>Effectuez le test conformément à l’Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE) 2016, test n° 22016.</li>
	<li>Préparation du sol pour l’essai<ol>
		<li>Utilisez un sol artificiel de l’OCDE pour cet essai.</li>
		<li>Mesurez le pH du sol en suivant les étapes mentionnées à la section 4.</li>
		<li>Ajustez à pH 6,0 ± 0,5 en ajoutant progressivement du carbonate de calcium de qualité analytique (CaCO3) au sol et mélangez soigneusement.</li>
		<li>Ajustez la teneur en humidité à 40-60 % de la WHC maximale en ajoutant de l’eau distillée ou désionisée. REMARQUE : Vérifiez la cohérence à la main ; Le sol doit être humide mais pas grumeleux.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Acclimatation et sélection des vers<ol>
		<li>Rincez doucement les vers avec de l’eau distillée pour éliminer la solution saline de transport.</li>
		<li>Placez les vers dans le sol préparé de l’OCDE et acclimatez-les à 20 °C pendant 24 h sous un cycle de 16 h de lumière et 8 h d’obscurité à 6 000 lux.</li>
		<li>Sélectionnez 15 vers adultes sains par configuration, à l’aide d’un stéréomicroscope basé sur la présence de clitellum.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Configuration du test et incubation<ol>
		<li>Mélangez 100 g de terre OCDE préparée avec 5 g de chaque type de biochar dans des récipients propres.</li>
		<li>Préparez le contrôle en utilisant 100 g de sol OCDE non amendé.</li>
		<li>Confirmez que le pH et la teneur en humidité se situent dans la plage requise (pH - 6,0 ± 0,5 ; teneur en humidité - 40-60 % du WHC maximum).</li>
		<li>Introduisez 15 vers adultes dans chaque récipient d’essai et de contrôle à l’aide d’une pince à pointe souple.</li>
		<li>Ajoutez 25 mg de flocons d’avoine finement moulus comme source de nourriture à la surface du sol.</li>
		<li>Couvrir les contenants avec du papier d’aluminium perforé pour permettre l’échange d’air.</li>
		<li>Incuber les récipients à 20 °C pendant 5 jours sous un cycle de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité à 6 000 lux.</li>
		<li>Pesez les récipients quotidiennement et reconstituez la perte de poids en ajoutant une quantité appropriée d’eau distillée ou désionisée pour maintenir une teneur en humidité constante.</li>
		<li>Surveillez l’activité des vers et notez toute mortalité visible pendant l’essai.</li>
		<li>À la fin de l’essai, calculer l’effet létal ( %) à l’aide de la formule suivante : 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq1.jpg" style="margin: auto;"> Où: Wi - dénombrement initial des vers au début de l’essai Wf - comptage final des vers à la fin de l’essai REMARQUE : Pour que l’essai soit valide, la mortalité des adultes dans la configuration témoin ne doit pas dépasser 20 % à la fin de l’essai.</li>
		<li>Après l’essai, sécher le sol d’essai à 105 °C pour l’inactiver et l’éliminer conformément aux protocoles locaux de biosolides.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Essai de phytotoxicité
<ol>
	<li>Effectuez l’essai conformément à l’Organisation internationale de normalisation (ISO) 18763:201617.</li>
	<li>Configuration de la boîte de Pétri<ol>
		<li>Ajoutez 20 g des mélanges terre-biochar incubés dans des boîtes de Pétri propres de 9 cm. Aplatissez doucement la surface à l’aide d’une spatule propre.</li>
		<li>Préparez trois répétitions pour chaque concentration de biochar et incluez deux témoins non modifiés.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Plantation et incubation des graines<ol>
		<li>Placez 10 graines de Sinapis alba uniformément espacées dans chaque plat à la surface du sol. REMARQUE : Ne pressez pas les graines dans le sol ; Laissez-les prendre naturellement avec de l’humidité.</li>
		<li>Couvrez les plats avec des couvercles et placez-les dans un incubateur à 25 °C ± 2 °C pendant 5 jours sans lumière directe.</li>
		<li>Après l’incubation, mesurez la longueur de la racine du bord d’une graine à l’extrémité d’une racine, à l’aide d’une règle en plastique. Rapportez-le en cm ou en mm. Si la graine vient d’être fissurée, indiquez-la comme étant de 0,1 cm ou 1 mm.</li>
		<li>Calculez l’effet d’inhibition ( %) à l’aide de la formule : 
		<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq2.jpg" style="margin: auto;"> Où: RLc - longueur moyenne des racines des graines dans la boîte témoin RLt - longueur moyenne des racines des graines dans la boîte d’essai REMARQUE : Pour que le test soit valide, il est important de vérifier que la germination des graines en contrôle est d’au moins 80 % (8 graines germées sur 10).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Quantification des colonies bactériennes
<ol>
	<li>Suspension et dilution du sol<ol>
		<li>Peser 5 g de chaque mélange sol-biochar incubé dans des tubes coniques stériles de 50 ml.</li>
		<li>Ajouter 25 mL d’eau distillée stérile et bien agiter pendant 30 s.</li>
		<li>Laisser la suspension s’homogénéiser à température ambiante pendant 2 h.</li>
		<li>Filtrez la suspension à l’aide d’une gaze ou d’un treillis stérile et préparez des dilutions en série à l’aide de cette solution mère.</li>
		<li>Préparez cinq tubes à essai contenant chacun 9 ml d’eau distillée stérile.</li>
		<li>Effectuez des dilutions en série de 10 fois à l’aide de pipettes stériles, par exemple, transférez 1 mL de la solution mère dans le premier tube = 10-1, puis 1 mL dans le suivant = 10-2, etc.)</li>
		<li>Utilisez une dilution 10-2 pour le placage.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Placage et comptage des colonies<ol>
		<li>Pipeter 0,2 mL de dilution 10-2 sur des plaques de gélose nutritive stérile.</li>
		<li>Répartissez l’échantillon uniformément à l’aide d’un épandeur stérilisé.</li>
		<li>Incuber les plaques en position inversée à 27 °C pendant 24 h.</li>
		<li>Comptez les colonies à l’aide d’un compteur de colonies.</li>
		<li>Calculer les unités formant colonies (UFC) mL-1 du mélange à l’aide de la formule : 
		<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq3.jpg" style="margin: auto;"> REMARQUE : Travaillez sous une enceinte de biosécurité si disponible. Stérilisez les outils à la flamme entre les échantillons pour éviter toute contamination. Désinfectez toutes les plaques avec de l’éthanol à 70 % ou de l’autoclave avant de les jeter.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
8. Détermination de la matière sèche (MS)
REMARQUE : Utilisez des gants résistants à la chaleur lorsque vous manipulez des bols chauds.
<ol>
	<li>Pesez 10 g de terre dans un bol en verre ou en porcelaine résistant à la chaleur.</li>
	<li>Placez le bol dans un four de séchage préchauffé à 105 °C et séchez-le pendant 2 h.</li>
	<li>Après séchage, transférez le bol dans un dessiccateur et laissez-le refroidir pendant 10 minutes pour éviter l’absorption d’humidité de l’air.</li>
	<li>Pesez à nouveau le bol refroidi à l’aide d’une balance analytique.</li>
	<li>Répétez la procédure pour au moins trois échantillons afin d’assurer l’exactitude.</li>
	<li>Calculer la teneur en matière sèche (MS) à l’aide de la formule : 
	<img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq4.jpg" style="margin: auto;"> Où: MS - teneur en matière sèche ( %) Md - poids de l’échantillon sec en g Mw - non séché (original) poids de l’échantillon en g</li>
</ol>
9. Test d’activité de la déshydrogénase (DHA)
<ol>
	<li>Effectuer le test conformément au protocole standard (ISO 23753-1:2019)18.</li>
	<li>Préparation des réactifs<ol>
		<li>Solution tampon TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).<ol>
			<li>Dissoudre 12,12 g de tris(hydroxyméthyl)aminométhane (TRIS) dans 800 mL d’eau distillée.</li>
			<li>Ajustez le pH à 7,6 en utilisant de l’acide chlorhydrique (HCl) 1 M.</li>
			<li>Ajustez le volume total à 1 L avec de l’eau distillée.</li>
			<li>Conserver à 4 °C et l’utiliser dans la semaine.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Solution de substrat TTC (300 mmol/L)<ol>
			<li>Dissoudre 1 g de TTC dans 10 mL de la solution tampon Tris préparée.</li>
			<li>Conserver dans l’obscurité à 4 °C et l’utiliser dans un délai de 1 semaine.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Préparez la solution étalon TPF pour la courbe d’étalonnage :<ol>
			<li>Ajouter 100 mg de TPF à 10 mL d’éthanol à 96 % et remuer jusqu’à dissolution complète pour obtenir une solution mère de TPF (33 mmol/L).</li>
			<li>Diluer 0,5 mL de la solution mère de TPF préparée avec 50 mL d’éthanol pour obtenir une solution de travail de TPF (330 nmol/mL).</li>
			<li>Préparer des étalons de travail de 0, 0,1, 0,2, 0,5 et 1,0 mL à partir de la solution de travail, dilués avec de l’éthanol jusqu’à un volume final constant de 3 mL.</li>
			<li>Mesurez l’absorbance à 485 nm pour générer la courbe d’étalonnage.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Préparation des échantillons<ol>
		<li>Ajouter 5 g de chaque mélange sol-biochar dans des tubes coniques de 50 ml.</li>
		<li>Ajouter 4 mL de tampon Tris (100 mmol/L, pH 7,6) et 1 mL de solution TTC aux configurations d’essai.</li>
		<li>Ajoutez seulement 4 ml de tampon Tris aux configurations de contrôle.</li>
		<li>Mélanger les tubes manuellement par inversion douce et incuber à 25 °C pendant 6 h dans l’obscurité.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Extraction du formazan<ol>
		<li>Ajouter 25 mL d’éthanol dans chaque tube après l’incubation.</li>
		<li>Placer les échantillons sous agitation orbitale dans l’obscurité pendant 1 h (250 min-1, à 25 °C).</li>
		<li>Après l’agitation, ajouter 1 mL de TTC dans les tubes témoins.</li>
		<li>Centrifuger tous les tubes à 2 000 × g pendant 5 min à 25 °C pour séparer le surnageant.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mesure et calcul<ol>
		<li>Transférer les surnageants dans des cuvettes propres.</li>
		<li>Lire l’absorbance à 485 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.</li>
		<li>Utilisation de la courbe d’étalonnage pour déterminer la concentration de TPF dans les échantillons (nmol/L).</li>
		<li>Calculer l’activité de la déshydrogénase à l’aide de la formule suivante : 
		<img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq5.jpg" style="margin: auto;"> Où: A - Activité enzymatique en mU g-1 (ou nmol min-1 g-1) de sol sec Cs - concentration de TPF dans les échantillons d’essai en nmol mL-1 Cb - concentration de TPF dans l’échantillon témoin en nmol mL-1 V - volume total de la réaction (somme du substrat, de la solution tampon et des volumes d’éthanol, en mL) RT - durée de la réaction en minutes M - masse du sol par tube en g MS - teneur en matière sèche du sol ( %) REMARQUE : Manipulez le TTC et le TPF avec des gants car ils sont des mutagènes potentiels. Utilisez une hotte pour préparer des réactifs à base d’éthanol. Après l’essai, éliminer les déchets contenant de l’éthanol et du TTC dans des contenants de déchets chimiques désignés.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig1.jpg"> 
Figure 1 : Représentation schématique du flux de travail expérimental. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>

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</ol>

<table><tbody><tr><td>1,3,5- Triphényltétrazolium formazan</td><td>Sigma-Aldrich, République tchèque</td><td>93145</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5- Chlorure de triphényltérazolium &nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich, République tchèque</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>autoclave CertoClav Classic</td><td>CertoClav, Autriche</td><td>8510174</td><td></td></tr><tr><td>carbonate de calcium &nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich, République tchèque</td><td>239216</td><td></td></tr><tr><td>centrifugeuse MPW-251</td><td>MPW Med. Instrument, Pologne</td><td>10251</td><td></td></tr><tr><td>Mégots de cigarette biochar</td><td>Université de Hohenheim, Allemagne</td><td></td><td>Produit à 700 °C ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>Compteur de colonie CC-200</td><td>Cole-Parmer</td><td>14212-04</td><td></td></tr><tr><td>Enchytraeus albidus&nbsp ; </td><td>INVITAL Aqua S.R.O.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Éthanol & nbsp ;</td><td>Penta, République tchèque</td><td>70390-11003</td><td></td></tr><tr><td>Biochar de biomasse de houblon</td><td>Laboratoire de l’Académie des sciences de la République tchèque</td><td></td><td>Produit à 650 °C ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>Cellule Q d’incubateur</td><td>Pol-Lab, Pologne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro-ondes</td><td>Anton Paar, PRO multi-vagues</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PC portable DELL Latitude 3510</td><td>Produits Dell, Irlande</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Média d’agar nutritif &nbsp ;</td><td>OXOID, République tchèque</td><td>CM0003B</td><td></td></tr><tr><td>Sol de l’OCDE & nbsp ;</td><td>Microbiotest, Belgique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mesure de pH WTW inoLab pH 7110 & nbsp ;</td><td>Xylem Analytics, Allemagne</td><td>1AA112</td><td></td></tr><tr><td>Graines de Sinapis alba & nbsp ;</td><td>Microbiotest, Belgique</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spectrophotomètre M4 Spectrophomètre UV-Visible</td><td>VWR</td><td>76520-716</td><td></td></tr><tr><td>Biochar de café usagé</td><td>Laboratoire de l’Académie des sciences de la République tchèque</td><td></td><td>Produit à 650 °C ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>Biochar pour le bois d’épicéa</td><td>Oleśnice, République tchèque</td><td></td><td>Produit à 600 degrés C&nbsp ;</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope MSZ5000-T-IL-TL</td><td>A.Kruss Optronic, Allemagne</td><td>MSZ5000-T-IL-TL</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich, République tchèque</td><td>252859</td><td></td></tr><tr><td>oculaire vidéo VOPC93 USB 2.0</td><td>A.Kruss Optronic, Allemagne</td><td>&nbsp ; VOPC93</td><td></td></tr><tr><td>Balance KERN EMB&nbsp ;</td><td>KERN, Allemagne</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation des biochars dérivés de déchets sur la santé et l’activité biologique des sols

Assessment of Waste-Derived Biochars on the Health and Biological Activity of Soil

Caractérisation chimique Les biochars ont montré des différences significatives dans la composition élémentaire (tableau 2). Le calcium (Ca) et le potassium (K) étaient les plus élevés dans les biochars de mégots de cigarettes et de houblon usé. Le biochar de bois d’épinette contenait le plus d’aluminium (Al) et de fer (Fe). Le cuivre (Cu) et le magnésium (Mg) ont été fortement enrichis dans le biochar de houblon. Le plomb (Pb), le cadmium (Cd) et d’autres métaux traces étaient présents en faibles quantités dans tous les échantillons.
Tableau 2 : Composition chimique des biochars. Principaux teneurs élémentaires des différents biochars utilisés dans l’étude. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%202.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Variation du pH au cours de la période d’incubation Dans tous les traitements, le pH des mélanges sol-biochar avait tendance à augmenter légèrement au fil du temps (figure 2). La valeur de pH la plus élevée a été enregistrée pour le mélange avec du biochar de mégot de cigarette à 10 % p/p, atteignant 9,48 au jour 15 ; Ce traitement a connu la plus forte augmentation au fil du temps. Le biochar de marc de café a également produit une augmentation progressive, avec un pH maximal de 8,94 à 10 % p/p le 15e jour. Le biochar de houblon a augmenté le pH de 16,57 %, avec un maximum de 9,20 à 10 % p/p. En revanche, le mélange de biochar d’épicéa et de bois a atteint un pH de 8,56 à 10 % p/p. Le témoin a montré le pH le plus bas, allant de 6,57 à 7,66, avec un changement minimal au fil du temps.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig2.jpg"> 
Figure 2 : Changements de pH au fil du temps dans les mélanges sol-biochar. Le pH du sol a été mesuré aux jours 0, 10 et 15 pour chaque amendement de biochar à 1 %, 5 % et 10 % p/p. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig2largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Rétention d’eau et perte de poids La capacité de rétention d’eau de tous les types de biochar était inférieure à celle du sol témoin sans biochar (figure 3). Le témoin a perdu 3,67 % de son poids en 15 jours, ce qui indique la rétention d’eau la plus élevée. Parmi les biochars, c’est le traitement par mégots de cigarettes qui a connu les pertes d’eau les plus faibles, avec une diminution de 5,89 % au cours de l’incubation, et donc la plus grande rétention parmi les biochars. Une tendance similaire, mais plus modérée, a été observée avec le biochar de houblon (perte de poids totale de 9,22 %, avec des pertes plus importantes à des concentrations plus élevées). Le biochar de marc de café a montré la plus grande perte de poids (jusqu’à 16,56 %), indiquant la plus faible rétention d’eau. Le mélange épicéa-bois a perdu en moyenne 10,22 %.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig3.jpg"> 
Figure 3 : Perte de poids des mélanges sol-biochar pendant l’incubation. Changement de poids comme indicateur de rétention d’eau sur 15 jours pour tous les biochars et concentrations. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig3largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
 Essai de toxicité et de reproduction d’E. albidus La reproduction d’E. albidus à 5 % p/p de biochar a montré une dépendance marquée à la charge d’alimentation. Dans le cadre de l’étude de lutte contre les sols de l’OCDE, la population est passée de 15 à 24 individus (augmentation de 60 %, figure 4). Le biochar en bois d’épinette n’a donné lieu qu’à 7 survivants (inhibition de 53 %, figure 5). Les biochars de houblon et de marc de café ont chacun donné 12 survivants (inhibition de 20 %, figure 5). Le biochar des mégots de cigarettes a stimulé la reproduction de 33 %, avec un total de 20 vers, y compris la progéniture.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig4.jpg"> 
Figure 4 : Variation nette de la population d’E. albidus dans les sols traités au biochar. Nombre initial et final de vers après 5 jours. La concentration de 5 % p/p de chaque biochar a été testée. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig4largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig5.jpg"> 
Figure 5 : Effets toxiques ou stimulants sur E. albidus. Effet net sur les vers par rapport au contrôle. Les valeurs positives montrent une inhibition ; Les valeurs négatives montrent une stimulation. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig5largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Phytotoxicité L’allongement des racines chez S. alba a été mesuré après une incubation de 10 jours à 1 %, 5 % et 10 % p/p (figure 6). Dans un sol non amendé, la longueur moyenne des racines était de 237 mm. Le biochar de marc de café à 1 % p/p a produit une stimulation de 79,16 % ; Des concentrations plus élevées ont provoqué une inhibition, jusqu’à 47,08 % à 5 % p/p. Le biochar de bois d’épinette a stimulé la croissance à toutes les concentrations, atteignant un pic de 206,66 % à 10 % p/p. Le biochar de mégot de cigarette a produit une stimulation de 41,01 % à 1 % p/p, mais a inhibé la croissance à 5 % et 10 % p/p, atteignant une inhibition de 62,36 % à 10 % p/p. Le biochar de houblon a stimulé la croissance à tous les taux (38,97 %, 31,75 % et 162,96 % à 1 %, 5 % et 10 % p/p, respectivement).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig6.jpg"> 
Figure 6 : Effets phytotoxiques sur Sinapis alba. Inhibition ou stimulation de la croissance racinaire par rapport au contrôle après 10 jours de croissance dans tous les traitements au biochar. Les valeurs positives montrent une inhibition ; Les valeurs négatives montrent une stimulation. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig6largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Quantification des colonies bactériennes Le nombre de colonies bactériennes a été évalué après 10 jours (figure 7). La moyenne des valeurs de contrôle était de 8,47 × 104 UFC/mL. Le biochar de café a donné un rendement de 7,33 × 104 UFC/ml à 1 % p/p et a augmenté à 1,18 × 105 et 1,50 × 105 UFC/mL à 5 % et 10 % p/p, respectivement. Le biochar de bois d’épinette a donné 1,97 × 105 UFC/ml à 1 % p/p, diminuant à 9,73 × 104 et 4,93 ×10 4 UFC/mL à 5 % et 10 % p/p. Le biochar de mégot de cigarette a produit 5,40 × 104 UFC/ml à 1 % p/p et la stimulation la plus élevée à 10 % p/p (1,00 × 106 UFC/mL). Le biochar de houblon a montré une légère stimulation à toutes les concentrations, culminant à 1,07 × 105 UFC/ml à 5 % p/p.
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig7.jpg"> 
Figure 7 : Croissance bactérienne dans un sol traité au biochar. UFC/mL bactérienne après 10 jours d’incubation pour tous les traitements et concentrations. Contrôle inclus à titre de comparaison. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig7largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Activité de la déshydrogénase Le biochar de marc de café a produit l’activité déshydrogénase la plus élevée de toutes les concentrations, culminant à 1 % p/p (3,53 × 10-3 mU/g) et restant comparable à 5 % et 10 % p/p (2,38 × 10-3 et 2,62 × 10-3 mU/g) (voir la figure 8). L’activité du biochar de houblon a augmenté à 1 % p/p (2,39 × 10-3 mU/g), mais a diminué à 5 % (6,34 × 10-4 mU/g) et est devenue négative à 10 % p/p (−8,30 × 10-4 mU/g). Le biochar des mégots de cigarette était positif à 1 % p/p (1,29 × 10-3 mU/g) et a diminué à -7,26 × 10-4 et à -8,53 × 10-4 mU/g à 5 % et 10 % p/p. Le biochar de bois d’épinette était négatif à toutes les concentrations (−5,53 × 10-4 et −5,19 × 10-4 mU/g à 1 % et 5 % p/p ; −3,11 × 10-4 mU/g à 10 % p/p), restant inférieur à celui du témoin.
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig8.jpg"> 
Figure 8 : Activité de la déshydrogénase dans un sol amendé au biochar. Activité enzymatique microbienne dans tous les types et concentrations de biochar. Les valeurs sont relatives à un sol témoin sans ajout de biochar. Les valeurs positives indiquent une activité enzymatique plus élevée par rapport au témoin, et les valeurs négatives indiquent une activité enzymatique inférieure à celle du contrôle. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig8largev2.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Voir les tableaux 3 et 4 pour un résumé des résultats.
Tableau 3 : Effets du biochar sur le pH du sol et la rétention d’eau. Affiche les valeurs de pH initiales et finales, le ΔpH et le % de perte d’eau pendant l’incubation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_3.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Tableau 4 : Résumé des effets biologiques et des résultats de l’ADH. Données combinées sur la reproduction des vers, la phytotoxicité, le nombre de microbes et l’activité enzymatique pour tous les traitements. <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq6.jpg" style="margin: auto;"> indique une stimulation et <img alt="Equation 7" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq7.jpg" style="margin: auto;"> une inhibition. Pour les résultats DHA, les valeurs positives indiquent une activité enzymatique plus élevée par rapport au témoin et les valeurs négatives indiquent une activité enzymatique inférieure à celle du contrôle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%204.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
DISPONIBILITÉ DES DONNÉES : Les données seront téléchargées dans le dépôt public : DOI/URL : https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

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