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<ol><li>Cherry, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+the+domestic+pig%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig.</a> World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).</li>
<li>Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Effective+and+Reproducible+Model+of+Ventricular+Fibrillation+in+Crossbred+Yorkshire+Swine+%28Sus+scrofa%29+for+Use+in+Physiologic+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Comp+Med%22%5BJournal%5D)">An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research.</a> Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).</li>
<li>Schwarz, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neither+vasopressin+nor+amiodarone+improve+CPR+outcome+in+an+animal+model+of+hypothermic+cardiac+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).</li>
<li>White, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coagulopathy+during+cardiac+arrest+and+resuscitation+in+a+swine+model+of+electrically+induced+ventricular+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Resuscitation%22%5BJournal%5D)">Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation.</a> Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).</li>
<li>Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+Voltage+Direct+Current+Delivered+Through+Unipolar+Transvenous+Leads%3A+An+Alternate+Method+for+the+Induction+of+Ventricular+Fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+Clin+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation.</a> Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).</li>
<li>Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardized+Model+of+Ventricular+Fibrillation+and+Advanced+Cardiac+Life+Support+in+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine.</a> J Vis Exp. (155), e60707(2020).</li>
<li>Xanthos, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+arrest+and+resuscitation+in+Landrace%2FLarge+White+swine%3A+a+research+model%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model.</a> Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).</li>
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<li>Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extensive+pectoral+muscle+necrosis+after+defibrillation%3A+nonthermal+skeletal+muscle+damage+caused+by+electroporation%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation.</a> Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).</li>
<li>Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGuensch%2C+DP+%22PLoS+One%22">PLoS One</a>. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).</li>
<li>Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effectiveness+of+VF+induction+with+DC+fibber+versus+conventional+induction+methods+in+patients+on+chronic+amiodarone+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interv+Card+Electrophysiol%22%5BJournal%5D)">Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy.</a> J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).</li>
<li>Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+the+noise+source+in+the+electrocardiogram+during+cardiopulmonary+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation.</a> Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).</li>
<li>Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analyzing+cardiac+rhythm+in+the+presence+of+chest+compression+artifact+for+automated+shock+advisory%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electrocardiol%22%5BJournal%5D)">Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory.</a> J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).</li>
<li>Ruiz de Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+analysis+during+cardiopulmonary+resuscitation%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future.</a> BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hands-free+continuous+carotid+Doppler+ultrasound+for+detection+of+the+pulse+during+cardiac+arrest+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressuc+Plus%22%5BJournal%5D)">Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model.</a> Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+feedback+on+chest+compression+efficacy+by+hands-free+carotid+Doppler+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ressusc+Plus%22%5BJournal%5D)">Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model.</a> Ressusc Plus. 18, 100583(2024).</li>
<li>Faldaas, B. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+hands-free+carotid+Doppler+can+identify+spontaneous+circulation+without+interrupting+cardiopulmonary+resuscitation%3A+an+animal+study%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med+Exp%22%5BJournal%5D)">A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study.</a> Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).</li>
<li>Ruiz De Gauna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rhythm+Analysis+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+Past%2C+Present%2C+and+Future%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future.</a> BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Abbott Durata 7120 Lead simple bobinage ICD</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>7120</td><td></td></tr><tr><td>DCI Abbott Gallant VR</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>CDVRA500Q</td><td></td></tr><tr><td>Abbott Merlin Programmer</td><td>Abbott, Abbot Park, IL</td><td>3650</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter veineux central Certofix trio</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Allemagne</td><td>4167408-07</td><td></td></tr><tr><td>Tube endotrachéal Portex #7.0</td><td>Smiths Medical, Rockland, MA</td><td>100/150/070</td><td></td></tr><tr><td>Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)</td><td>VetViva Richter, Wels, Autriche</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Héparine 5000 UI/mL</td><td>Panpharma, Luitr&eacute, France</td><td>ETI3M807-1</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine 50 mg/mL</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suède</td><td>LB-12355-01</td><td></td></tr><tr><td>Midazolam 5 mg/mL</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Allemagne</td><td>753-12612876-0621</td><td></td></tr><tr><td>Morphine</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suède</td><td>LB-122184-01</td><td></td></tr><tr><td>Solution normale de rinçage saline</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suède</td><td>B202382-05</td><td></td></tr><tr><td>PentoCur (Thiopental)</td><td>Abcur AB, Helsingborg, Suède</td><td>LB-122564-01</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter IV périphale 20G Vasofix</td><td>B. Braun Medical, Melsungen, Allemagne</td><td>4268113B</td><td></td></tr><tr><td>PiCCO&nbsp ; Kit de surveillance (transducteur de pression, système de rinçage et thermistor)</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Allemagne</td><td>PV8215</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter PiCCO 5 Fr 20 cm</td><td>Pulsion, Feldkirchen, Allemagne</td><td>PV2015L20-A</td><td></td></tr><tr><td>Kit de transducteur de pression et de rinçage TruWave</td><td>Edwards Lifesciences, Irvine, CA</td><td>PX272</td><td></td></tr><tr><td>RescueDoppler</td><td>Cimon Medical, Trondheim, Norvège</td><td>N/A</td><td>Propriétaire, non disponible dans le commerce</td></tr><tr><td>Acétate de ringer</td><td>Fresenius Kabi, Uppsala, Suède</td><td>B203150-02</td><td></td></tr><tr><td>Cather urinaire 12 Ch</td><td>Divers</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Introducteur de gaine vasculaire Prélude 7.0 Fr</td><td>Merit Medical, South Jordan, UT</td><td>PSI-7F-11-035-18G</td><td></td></tr><tr><td>Gel à ultrasons Vue</td><td>Optimum medical, Leeds, United Kingdim</td><td>1157</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

Porcine Cardiac Arrest Model Using an Implantable Defibrillator

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

This study presents a reproducible porcine cardiac arrest model utilizing an implantable cardioverter-defibrillator (ICD) for reliable induction and ...

Nous souhaitions développer un modèle simple et fiable de fibrillation ventriculaire et de cardioversion, offrant des résultats plus stables et permettant d'utiliser moins d'animaux dans les études de réanimation. Nous utilisons un défibrillateur cardiovertisseur implantable pour induire de manière fiable la fibrillation ventriculaire, réaliser la cardioversion et enregistrer l'électrocardiogramme intracardiaque. Après avoir préparé le porc, placer l'animal profondément anesthésié en position supine et fixer les membres à l'aide d'un bandage en gaze.Effectuez une désinfection du cou, de la mâchoire, de l'aine et du ventre à l'aide de chlorhexidine à une concentration de 5 milligrammes par millilitre dans l'éthanol, puis recouvrez les zones désinfectées avec des champs stériles. Étirez une patte postérieure afin d'exposer l'artère iliaque. À l'aide d'une échographie, localisez l'artère iliaque et insérez un cathéter artériel de débit cardiaque continu de 5 French à index de pouls en utilisant la technique de Seldinger.Connecter le cathéter artériel à un transducteur de pression pré-rempli et à un système de lavage. Après avoir mis à zéro le transducteur, vérifier un bon tracé de la pression artérielle, puis relâcher la patte arrière. Incliner le porc en position de Trendelenburg et augmenter la pression positive en fin d'expiration du ventilateur à 10 centimètres d'eau afin de distendre les veines du cou.Sous guidage échographique, localisez la veine jugulaire externe droite et insérez un introduiseur vasculaire de sept French en utilisant la technique de Seldinger. Confirmez le reflux veineux et rincez l'introduiseur avec du sérum physiologique. Ensuite, insérez un dispositif d'accès veineux central à deux lumières de 9 French muni d'un clapet hémostatique.Confirmer le reflux veineux à travers les lumières. Transférer les perfusions de sédatif et de liquides vers le cathéter. Ensuite, connecter un transducteur de pression à l'une des lumières du cathéter et confirmer l'obtention d'un tracé de pression veineuse centrale.Réduire la pression expiratoire positive du ventilateur à 5 centimètres d'eau. Insérer une électrode de défibrillateur cardiovertisseur implantable à simple bobine, ou DAI, par l'introduiseur vasculaire et l'avancer jusqu'à l'apex du ventricule droit. Ensuite, relier la sonde de DAI à un analyseur de système de stimulation à l'aide du connecteur dédié.Veillez à ce que l'amplitude de l'onde R intracardiaque soit supérieure à 6 millivolts. Utilisez un scalpel pour réaliser une incision cutanée horizontale de 4 centimètres en dessous de la clavicule gauche. Ensuite, utilisez la diathermie suivie d'une dissection digitale émoussée pour créer une poche sous-cutanée suffisamment grande pour accueillir le DAI.Connecter la sonde au DAI et placer l'appareil dans la poche sous-cutanée. Confirmer que la sonde ventriculaire droite reste en position stable. Programmer le mode de stimulation selon les paramètres souhaités après avoir raccordé le DAI au programmeur, puis vérifier le seuil de stimulation de l'onde R et les impédances.Ensuite, programmez les paramètres de la thérapie de tachyarythmie. Sur l'écran du programmeur, sélectionnez l'icône Test et ouvrez le dossier Fibrillation ventriculaire et NIPS. Sous Fibrillation ventriculaire, sélectionnez DC Fibber et réglez-le sur 7,5 volts pendant deux secondes afin d'induire une fibrillation ventriculaire.Lorsqu'une fibrillation ventriculaire est induite, utilisez la délivrance automatique pour permettre à l'appareil de délivrer un traitement conformément aux paramètres programmés. Induisez une tachycardie ventriculaire en sélectionnant l'icône Ventriculaire NIPS. Choisissez l'icône Salve et réglez la longueur de cycle souhaitée, par exemple 240 millisecondes.Ensuite, appuyez sur Maintenir pour appliquer l'impulsion pendant jusqu'à 20 secondes. Si une tachycardie ventriculaire ou une fibrillation ventriculaire est induite, délivrez le traitement conformément aux paramètres programmés dans le dossier Tachy. Sélectionnez l'icône Paramètres pour examiner les réglages et vous assurer du rétablissement du rythme sinusal.Surveiller la pression artérielle à l’aide du cathéter artériel iliaque. Compléter cette mesure par une surveillance continue du flux sanguin en Doppler en positionnant la sonde mains libres perpendiculairement à l’artère carotide gauche. Vérifier que l’affichage Doppler montre un tracé net du flux carotidien.Ensuite, fixez soigneusement la sonde avec du ruban adhésif. Surveillez le rythme cardiaque à l'aide de l'électrocardiogramme intracardiaque obtenu à partir du stimulateur cardiaque et de l'électrocardiogramme de surface affiché sur le moniteur. Après avoir induit une fibrillation ventriculaire ou une tachycardie ventriculaire, observez l'arrêt du flux carotidien sur l'enregistrement Doppler et maintenez la période d'absence de flux conformément au protocole de l'étude.Commencez ensuite la réanimation cardio-pulmonaire manuelle, les compressions mécaniques ou d'autres interventions. Confirmez la reprise de la circulation spontanée à l'aide de la pression artérielle invasive et de la vélocité du flux mesurée par échographie non invasive. Si nécessaire, rétablissez le rythme sinusal chez le porc en administrant un choc électrique manuel en courant continu.Interrompre la fibrillation ventriculaire dans les 120 secondes afin d'optimiser la probabilité d'une conversion réussie. Si l'animal présente une tachycardie ventriculaire, utiliser un rythme cardiaque antidépresseur ou une cardioversion synchronisée. Enfin, laisser l'animal se reposer et s'assurer de la normalisation des paramètres physiologiques, notamment la pression artérielle, le dioxyde de carbone expiré et le pH.Le mode Fibre ventriculaire a induit une fibrillation ventriculaire ou une tachycardie ventriculaire chez les 11 animaux. Le DAI a ensuite rétabli le rythme sinusal et la circulation spontanée chez chaque animal. Le taux de réussite moyen pour obtenir un retour de la circulation spontanée après une fibrillation ventriculaire induite était d'environ 92 %. Le DAI a provoqué en moyenne 18 arythmies ventriculaires par animal, composées de fibrillation ventriculaire et de tachycardie ventriculaire.Par rapport à d'autres méthodes, notre approche a permis une réussite de 92 % en matière de rétablissement de la circulation avec une surveillance artificielle du rythme pendant la réanimation cardio-pulmonaire. Le principal défi réside dans la nécessité d'équipements spécialisés et d'opérateurs qualifiés pour l'implantation et la programmation du DAI. Notre modèle augmente le taux de réussite de la réanimation, passant d'environ 50 à 90 %, permet des cycles répétés de fibrillation ventriculaire, de RCP et de cardioversion par animal, et réduit significativement l'utilisation d'animaux.

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Medicine

Médecine

Cet article décrit un modèle de fibrillation ventriculaire induite électriquement et de réanimation par compression thoracique, ventilation et administration de chocs électriques qui simule un épisode d’arrêt cardiaque soudain et de réanimation cardiorespiratoire conventionnelle. Le modèle permet de recueillir des informations sur la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et d’explorer de nouvelles stratégies de réanimation.

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

Nous avons développé un modèle porcin pour l’administration ciblée d’agents pharmacologiques dans l’espace/liquide péricardique. En utilisant cette approche, les avantages relatifs des agents administrés sur la fibrillation auriculaire induite, les périodes réfractaires relatives et/ou la protection ischémique peuvent être étudiés.

Test de l&#39;efficacité des agents pharmacologiques dans un modèle de prestation péricardique cible dans la Swine

Nous démontrons un protocole visant à normaliser les procédures d’échantillonnage d’un modèle porcin établi d’infarctus aigu du myocarde afin d’augmenter sa valeur translationnelle dans la compréhension de la physiopathologie de l’ischémie/reperfusion myocardique et de tester de nouveaux médicaments candidats.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Nous avons cherché à établir un modèle porcin de l’insuffisance cardiaque induite par le blocage de l’artère circonflexe gauche et le rythme rapide pour tester l’effet et l’innocuité de l’administration intramyocardique des cellules souches pour les thérapies à base de cellules.

Établissement d’un modèle porcin d’insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique pour le traitement des cellules souches

La réanimation cardio-pulmonaire et la défibrillation sont les seules options thérapeutiques efficaces pendant l'arrêt cardiaque provoqué par la fibrillation ventriculaire. Ce modèle présente un régime normalisé pour induire, évaluer et traiter cet état physiologique dans un modèle porcin, fournissant ainsi une approche clinique avec diverses occasions pour la collecte et l'analyse de données.

Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs

L’objectif global de l’étude actuelle est de présenter les techniques d’induction de l’infarctus du myocarde (MI) et de l’insuffisance cardiaque de l’infarctus post-myocardique (post-MI HF) chez les minipigs Göttingen adultes à poitrine fermée et la caractérisation du modèle post-MI HF chez les minipigs de Göttingen par rapport aux porcs Landrace.

Insuffisance cardiaque d’infarctus post-myocardique dans le modèle d’occlusion coronaire/reperfusion à poitrine fermée chez les minipigs de Göttingen et les porcs landrace

Nous décrivons un modèle de péricardite stérile chez les minipigs pour étudier la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire (FA). Nous présentons des techniques chirurgicales et anesthésiques, des stratégies d’accès vasculaire et un protocole pour étudier l’inductibilité de la FA.

Péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener comme modèle pour la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire

Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.

Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Le présent protocole décrit trois méthodes d’administration d’agents thérapeutiques cardioactifs dans un modèle porcin. Les porcs femelles ont reçu un traitement par : (1) thoracotomie et injection transépicardique, (2) injection transendocardique par cathéter, ou (3) perfusion intraveineuse par minipompe osmotique de la veine jugulaire.

Administrer des traitements cardioactifs dans un modèle d’infarctus du myocarde porcin

Ce protocole présente un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme dans le cœur de rat induite par une stimulation continue avec un courant alternatif basse tension. Ce modèle a un taux de réussite élevé, est stable, fiable et reproductible, a un faible impact sur la fonction cardiaque et ne provoque que des lésions myocardiques légères.

Un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme dans des cœurs de rats isolés

Ce protocole décrit un modèle porcin néonatal de pontage cardiorespiratoire (CPB), avec arrêt circulatoire et cardiaque, comme outil pour étudier les lésions cérébrales graves et d’autres complications secondaires à la CPB.

Modèle animal pédiatrique de réanimation cardiorespiratoire extracorporelle après arrêt circulatoire prolongé

Nord University.  Ce protocole démontre l’utilisation d’un défibrillateur cardioverteur (DCI) implantable pour induire de manière fiable des arythmies ventriculaires, effectuer une cardioversion interne et obtenir des enregistrements ECG intracardiaques dans un modèle porcin.

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

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