Name: Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-02-03T14:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Découvrez l'imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour détecter les tumeurs du pancréas chez la souris. Cette méthode efficace permet un suivi longitudinal et une évaluation thérapeutique préclinique optimisée.

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<ol><li>Siegel, R. L., Giaquinto, A. N., Jemal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+statistics%2C+2024%5BTitle%5D)+AND+%22CA+Cancer+J+Clin%22%5BJournal%5D)">Cancer statistics, 2024.</a> CA Cancer J Clin. 74 (1), 12-49 (2024).</li>
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<li>Fan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Species-specific+hepatic+uptake+of+%5B64Cu%5DCu-EOB-NOTA%2C+a+newly+designed+hepatospecific+PET+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Imaging+Biol%22%5BJournal%5D)">Species-specific hepatic uptake of [64Cu]Cu-EOB-NOTA, a newly designed hepatospecific PET agent.</a> Mol Imaging Biol. 27 (3), 305-312 (2025).</li>
<li>Ramirez, M. S., Esparza-Coss, E., Bankson, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-mouse+MRI+with+multiple+arrays+of+receive+coils%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Multiple-mouse MRI with multiple arrays of receive coils.</a> Magn Reson Med. 63 (3), 803-810 (2010).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>imprimante 3D & nbsp ;</td><td>Stratasys</td><td>J750&nbsp ;</td><td>Pour les inserts de lit IRM multi-animaux</td></tr><tr><td>Gemcitabine HCl</td><td>ApexBio</td><td>A1402-500</td><td>Pour les injections IP & nbsp ;</td></tr><tr><td>HOROS</td><td>HOROS</td><td>https://horosproject.org/</td><td>Pour l’analyse IRM</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>11695067772</td><td>Pour l’anesthésie de la souris</td></tr><tr><td>Vaporisateur à isoflurane</td><td>SOMNI Scientific</td><td>VS6002</td><td>Pour l’anesthésie de la souris</td></tr><tr><td>Seringues d’insuline U-100 à faible dose</td><td>BD</td><td>14-826-79</td><td>Pour les injections IP & nbsp ;</td></tr><tr><td>Accouplements de tubes Luer Lock, bouchons droits en nylon, barbelés pour tube 1/16" d’intérieur x7</td><td>McMaster</td><td>51525K521</td><td>Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux</td></tr><tr><td>Accouplements de tubes Luer Lock, bouchon, pour tube à bardbed de 1/16" ID x2</td><td>McMaster</td><td>7466N11</td><td>Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux</td></tr><tr><td>Connecteur Luer mâle à mâle X2</td><td>SAI</td><td>MML</td><td>Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux</td></tr><tr><td>Système de surveillance et de barrage des petits animaux compatible avec l’IRM</td><td>SAII</td><td>Modèle 1030</td><td>Surveiller les animaux lors de l’IRM</td></tr><tr><td>Adaptateur de lit IRM</td><td>Bruker</td><td>T150743</td><td>Composant de lit IRM fourni par le fournisseur</td></tr><tr><td>Bobine IRM, 72 mm de diamètre intérieur</td><td>Bruker</td><td>T20209V3</td><td>Bobine IRM fournie par le fournisseur</td></tr><tr><td>Rat moyen à berceau multimodal</td><td>Bruker</td><td>T151629</td><td>Lit d’IRM fourni par le fournisseur</td></tr><tr><td>lubrifiant ophtalmique & nbsp ;</td><td>Covetrus</td><td>75848</td><td>Pour une utilisation en anesthésie</td></tr><tr><td>Logiciel ParaVision 360</td><td>Bruker</td><td>https://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/paravision-360.html</td><td>Pour l’analyse IRM</td></tr><tr><td>PMOD 4.2</td><td>Bruker</td><td>https://www.bruker.com/en/products-and-solutions/preclinical-imaging/pmod.html</td><td>Pour l’analyse IRM</td></tr><tr><td>système d’IRM préclinique &nbsp ;</td><td>Bruker</td><td>BioSpec 70/30</td><td>Pour l’IRM</td></tr><tr><td>Résine Stratasys Vero Clear</td><td>Stratasys</td><td>RGD810</td><td>Pour la fabrication de lits d’IRM multi-animaux</td></tr><tr><td>Connecteurs prise en T à douille, tube Luer Lock x2</td><td>McMaster</td><td>51525K443</td><td>Pour un lit d’IRM multi-animaux & nbsp ;</td></tr><tr><td>Tube (diamètre intérieur 1/16 », diamètre extérieur 1/8 »)</td><td>Bruker</td><td>T12330</td><td>Pour l’assemblage de lits IRM multi-animaux</td></tr></tbody></table>

imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris

Multianimal Magnetic Resonance Imaging for Tumor Measurements in Pancreatic Cancer Mouse Models

Les animaux atteints de KPC développent des tumeurs pancréatiques après 12 semaines de9 ans. À l’aide d’un lit IRM multichambre, le dépistage tumoral des souris KPC a été initié à l’âge de 10 semaines. Cela a permis de recruter des animaux présentant des tumeurs d’environ 200mm3 pour l’étude préclinique avec le traitement à la gemcitabine. Des différences dans la cinétique tumorale et des variations dans la présentation tumorale ont été observées. La plupart des tumeurs KPC présentaient un schéma de croissance solide avec un focus unique ou prédominant (Figure 4A), ce qui facilitait le recrutement animal pour les traitements et l’évaluation du volume tumoral. Cependant, des animaux présentant plusieurs petites tumeurs solides réparties dans tout le pancréas ont également été observés (Figure 4A). Certains cas de PDAC peuvent également présenter des lésions kystiques intratumorales remplies de liquide, accompagnées de lésions kystiques péritumorales non néoplasiques et d’une rétention de liquide résultant d’une obstruction canalaire de la vésicule biliaire et/ou du pancréas. (Figure 4A).
Après le recrutement, les animaux ont été répartis au hasard dans deux groupes expérimentaux : un groupe témoin qui n’a reçu aucun traitement et un groupe traité qui a reçu une administration intraperitonéale (i.p.) de gemcitabine à une dose de 100 mg/kg deux fois par semaine. Sur les 23 animaux éligibles au total, 4 femelles et 7 mâles ont été répartis au groupe témoin, et 6 femelles et 6 mâles au groupe traité. Des IRM hebdomadaires ont été réalisées à l’aide du système multi-animaux (Figure 5A), ce qui nous a permis de surveiller en continu les changements dans la cinétique de croissance tumorale chez les groupes témoins et traités (Figure 5B).
Les données d’imagerie traitées montrent que les tumeurs du modèle KPC traité à la gemcitabine présentaient un schéma de croissance plus lent que le groupe témoin non traité (Figure 5C), ce qui était associé à une augmentation statistiquement significative (test de rang logarithmique, p = 0,04) de la survie globale de la cohorte traitée (Figure 5D). La survie médiane pour la KPC non traitée était de 20 semaines, tandis que le groupe traité a montré une prolongation de la survie médiane de plus de 23 semaines (Figure 5D).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69927/69927fig1.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figure 1"> 
Figure 1 : Flux de travail de la procédure d’imagerie par résonance magnétique multianimaux, traitement et analyse d’image. Les étapes clés du protocole d’IRM multi-animaux sont mises en avant, de la préparation au scan aux études précliniques guidées par imagerie. Jusqu’à 4 animaux sont anesthésés dans une chambre d’induction (préparation pré-scan) et préparés pour être placés dans un lit multi-animaux (installation de lit IRM multi-animaux). Une image pré-balayée des animaux en configuration 2 x 2 (2 dans le compartiment supérieur, 2 dans le compartiment inférieur) suivie d’un balayage par résonance magnétique (imagerie IRM). Les données d’imagerie de chaque animal sont enregistrées sous forme de fichiers individuels et analysées indépendamment (analyse d’images). La recherche d’images et la taille de la tumeur sont utilisées pour sélectionner les animaux pour les études précliniques et surveiller la réponse au traitement (essais précliniques). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/69927fig1large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69927/69927fig2.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figure 2"> 
Figure 2 : Étapes clés pour l’IRM multi-animaux, de la configuration à l’image. (A) Panneau supérieur, assemblage du système personnalisé de lit d’IRM multianimaux. Des inserts de lit imprimés en 3D sur mesure avec ports anesthésiques intégrés s’insèrent dans un support standard pour PET/IRM pour un seul rat. Panneau inférieur, ces inserts imprimés en 3D divisent le lit en deux chambres, permettant l’imagerie simultanée de jusqu’à quatre animaux : les animaux 1 et 2 au-dessus de l’insert supérieur, et les animaux 3 et 4 sur le dessus de l’insert inférieur. Les inserts du plan transversal et du plan modifié frontal de l’imprimante 3D depuis le visualiseur STL sont affichés. (B) Placement séquentiel des souris dans un lit IRM multichambre (de haut en bas). Image du haut, deux animaux placés en position ventrale sur la partie inférieure (gauche et droite) de l’insert imprimé en 3D, qui se trouve à l’intérieur du lit PET/IRM fourni par le fournisseur. Image du milieu, les deux autres souris sont placées en position ventrale sur la partie supérieure (gauche et droite) de l’insert imprimé en 3D ; La souris positionnée sur le côté gauche de l’insert supérieur est équipée d’un moniteur respiratoire. Image du bas : assemblage achevé de quatre animaux avec la couverture au-dessus. Tous les animaux ont la tête fixée dans un cône nasal pour maintenir l’anesthésie (1,5-2 % d’isoflurane, 0,8-2 L/min d’oxygène). Disposition finale des quatre animaux dans le support de lit IRM avec administration anesthésique, chauffe-eau chaud et système de surveillance des signes vitaux permettant l’IRM et l’acquisition de données de tous les animaux en une seule séance. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/69927fig2large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69927/69927fig3.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figure 3"> 
Figure 3 : Collecte et traitement des données à partir d’IRM multianimaux. (A) Vue représentative (plan médial) de l’IRM initiale des quatre animaux. (B) IRM (plan dorsal) des quatre souris dans un lit multichambre : deux souris positionnées en bas (3, 4) et deux souris en haut (1, 2) des inserts imprimés en 3D. (C) Fichier IRM haute résolution final de chaque scan souris individuel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/69927fig3large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69927/69927fig4.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figure 4"> 
Figure 4 : Présentations diverses des tumeurs PDAC : une IRM intégrée et une analyse histologique. (A) Image IRM représentative (plan dorsal) illustrant la variabilité anatomique des tumeurs PDAC (de gauche à droite) : pancréas normal, tumeurs multifocales avec lésions kystiques remplies de liquide, et masse tumorale solide. Les organes anatomiques sont codés par couleur comme suit : estomac (jaune), rate (verte), tumeur (violette), accumulation de liquide due à un blocage des canaux (bleu). Barres de blancs = 1 cm. (B) Sections histologiques des tumeurs colorées à H&amp;E aux côtés de classes cellulaires basées sur des superpositions de classificateurs entraînés assistés par ordinateur, mettant en lumière les caractéristiques histopathologiques des tumeurs alignées avec les résultats de l’IRM. Zone tumorale (T) délimitée en noir pour tous les échantillons lorsque la tumeur est présente. Les classes cellulaires sont indiquées en couleur : tissu pancréatique normal (gris), tumeur (rouge) et cellules immunitaires (jaune). Barre noire = 0,5 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/69927fig4large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/69927/69927fig5.jpg" data-altupdatedat="1783400419000" data-alt="Figure 5"> 
Figure 5 : Application de l’IRM multi-animaux pour le recrutement animal et le suivi de la croissance tumorale pendant le traitement à la gemcitabine. (A) Chronologie du dessin expérimental : Des animaux âgés de 14+ semaines ont été recrutés après qu’une IRM ait détecté une tumeur ≥ 200mm 3. Les souris du groupe traité ont reçu la gemcitabine (100 mg/kg, i.p., b.i.w.) jusqu’à atteindre les critères d’euthanasie. Des IRM multi-animaux ont été réalisées tout au long de l’expérience pour tous les animaux afin de surveiller la cinétique de croissance tumorale. (B) Images IRM représentatives (plan dorsal) montrant la progression tumorale d’un animal du groupe non traité et d’un animal du groupe traité, du jour 0 jusqu’au dernier jour de l’expérience (point final de survie). Barre de l’échelle blanche = 1 cm. (C,D) Graphiques illustrant la cinétique de croissance tumorale (C, n = 4 [2 F, 2 M] vs. 4 [2 F, 2 M]) et la survie globale (D, n = 11 [4 F, 7 M] vs. 12 [6 F, 6 M]) dans le groupe témoin non traité et traité. La signification statistique pour les courbes de survie de Kaplan-Meier a été déterminée par le test de rang logarithmique (Mantel-Cox) (* p &lt; 0,05). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/69927fig5large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.</a>
Fichier supplémentaire 1 : Fichier STL pour l’impression 3D de l’insert inférieur avec ports anesthésiants intégrés, qui s’adapte à un support standard de lit PET/IRM pour un seul rat. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/MSU%204%20mouse%20bed%20bottom.stl" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 2 : Fichier STL pour l’impression 3D de l’insert supérieur avec ports anesthésiants intégrés, qui s’adapte à un support de lit standard pour PET/IRM pour un seul rat. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/69927/MSU%204%20mouse%20bed%20top.stl" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris

Advanced in vivo imaging modalities, such as magnetic resonance imaging (MRI), are essential research tools to effectively detect tumors in preclinical ...

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Cette vidéo décrit la technique de DCE-MRI pour les xénogreffes de tumeurs pancréatiques orthotropes chez la souris. DCE-MRI est une méthode non invasive pour analyser la microvascularisation dans un tissu cible, et utile pour évaluer la réponse vasculaire dans une tumeur suite à une nouvelle thérapie. Cette méthode aidera les chercheurs à appliquer l’IRM-DCE à des modèles murins de cancer gastro-intestinal orthotopique.

DCE-IRM des xénogreffes de tumeurs pancréatiques orthotopiques : une méthode pour évaluer la microvascularisation dans un tissu tumoral cible

Cette vidéo présente un modèle orthotopique de cancer du pancréas qui utilise Matrigel pour l’administration de cellules localisées et l’imagerie de bioluminescence in vivo pour le suivi non invasif de la progression tumorale. Le modèle orthotopique est adapté à la fois aux modèles syngéniques et aux modèles de xénogreffes et pourrait être utilisé dans des essais précliniques pour étudier l’impact de nouvelles thérapies anticancéreuses sur la croissance de la tumeur pancréatique primitive et...

Modèle murin de cancer du pancréas orthotopique bioluminescent : une technique non invasive pour surveiller la progression du cancer chez la souris

L’objectif de ce protocole est d’appliquer l’imagerie par résonance magnétique améliorée par contraste dynamique (DCE-MRI) pour les xénogreffes de tumeurs pancréatiques orthotopiques chez la souris. DCE-MRI est une méthode non invasive pour analyser la microvascularisation dans un tissu cible, et utile pour évaluer la réponse vasculaire dans une tumeur après une nouvelle thérapie.

Contraste dynamique amélioré imagerie par résonance magnétique d&#39;un modèle orthotopique cancer du pancréas de souris

Une procédure visant à implanter orthotopiquement des cellules cancéreuses du pancréas exprimant des protéines fluorescentes vertes (PANC-1 GFP) dans le pancréas de souris Balb-c Ola Hsd-Fox1nu afin d’évaluer la progression tumorale et les métastases est présentée ici.

Fluorescent modèle de souris orthotopique de cancer du pancréas

Cet article décrit l’utilisation de l’échographie haute résolution chez les souris génétiquement modifiées de cancer du pancréas. L’objectif principal est de fournir une instruction détaillée pour la détection et l’évaluation des tumeurs pancréatiques endogènes.

Utilisant des ultrasons de haute résolution à l’apparition de tumeur de moniteur et de la croissance dans les modèles issus du génie génétique du cancer du pancréas

Les tumeurs de vessie murin sont induits avec l’agent cancérigène la nitrosamine N-butyl-N-(4-hydroxybutyl) (BBN). Génération de tumeur de la vessie est hétérogène ; par conséquent, une évaluation exacte du fardeau de la tumeur est nécessaire avant la randomisation au traitement expérimental. Nous présentons ici un protocole de MRI rapide et fiable pour évaluer le stade et la taille de la tumeur.

Évaluation de l’imagerie par résonance magnétique des tumeurs de vessie Murine induite par la substance cancérigène

Nous décrivons un protocole pour l'implantation guidée d'ultrason des lignes canalaires canalaires canalaires d'adénocarcinome murine-dérivées de l'adénocarcinome de voie inole directement dans le site indigène de tumeur. Cette approche a eu comme conséquence les tumeurs pancréatiques détectables par balayage d'ultrason dans un délai de 2-4 semaines de l'injection, et a réduit de manière significative l'ensemencement de cellules de tumeur proportion sur la paroi péritonéale par rapport à...

Implantation orthotopique guidée par ultrasons de l'adénocarcinome ductal pancréatique murine

La modélisation intracrânienne de métastase de cerveau est compliquée par une incapacité de surveiller la taille et la réponse de tumeur au traitement avec des méthodes précises et opportunes. La méthodologie présentée couple l’injection intracrânienne de tumeur avec l’analyse de formation image de résonance magnétique, qui une fois combinée, cultive des injections précises et cohérentes, la surveillance accrue d’animal, et les mesures précises de volume de tumeur.

Modélisation des métastases cérébrales par injection intracrânienne et imagerie par résonance magnétique

Dans le contexte clinique, les patients atteints d’un cancer pancréatique localisé subiront une pancréatectomie suivie d’un traitement adjuvant. Ce protocole rapporté ici vise à établir une méthode sûre et efficace de modélisation de ce scénario clinique chez les souris nues, par l’implantation orthotopic du cancer pancréatique suivie de pancreatectomy et de splenectomy distaux.

Un modèle murin de résection orthotopique du cancer du pancréas

Nous présentons un protocole pour générer un modèle orthotopique de cancer du pancréas mini-invasif par injection guidée par ultrasons de cellules cancéreuses du pancréas humain et la surveillance ultérieure de la croissance tumorale in vivo par imagerie échographique.

Génération d’une xénogreffe orthotopique de cellules cancéreuses du pancréas par injection guidée par ultrasons

Ici, nous présentons un protocole pour créer des xénogreffes orthotopiques de carcinome hépatocellulaire avec et sans ligature de l’artère hépatique et effectuer une imagerie non invasive par tomographie par émission de positrons (TEP) de l’hypoxie tumorale en utilisant [18 F]Fluoromisonidazole ([18 F]FMISO) et [18 F]Fluorodésoxyglucose ([18F]FDG).

Imagerie TEP/RM non invasive dans un modèle murin orthotopique de carcinome hépatocellulaire

Découvrez l'imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour détecter les tumeurs du pancréas chez la souris. Cette méthode efficace permet un suivi longitudinal et une évaluation thérapeutique préclinique optimisée.

Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal

Imagerie par résonance magnétique multi-animaux pour les mesures tumorales dans des modèles de cancer du pancréas chez la souris

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