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<ol><li>Bate, M., Martinez Arias, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCohen%2C+SM+%22The+development+of+Drosophila+melanogaster%22">The development of Drosophila melanogaster</a>. , CSHL Press. 747-841 (1993).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>Phosphate disodique</td><td>Fisher</td><td>7558-79-4</td><td>Na2HPO4 - phosphate de sodium dibase anhydre. D’autres états d’hydratation peuvent être utilisés mais modifient la masse moléculaire</td></tr><tr><td>Pinces : Dumont #5 Pinces Biologie</td><td>Outils scientifiques de qualité</td><td>11252-20</td><td>Style : #5</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Forme de la pointe : droite</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>Longueur : 11 cm</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Autoclave Safe : Oui</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Conseils : Biologie</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Dimensions des pourboires :</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>0,05 x 0,02 mm</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Alliage / Matériau : Inox</td></tr><tr><td>Formaldéhyde</td><td>Fisher</td><td>BP531-500</td><td>Biologie moléculaire, 37 % de formaldéhyde. 500 ml</td></tr><tr><td>Fixateur de formaldéhyde</td><td>Fisher</td><td>BP531-500</td><td>3,7 % de formaldéhyde dans un tampon phosphate de sodium 0,1 M pH7,2 produit par dilution à partir de 37 % de stock.</td></tr><tr><td>Glycérol</td><td>Bioréactifs de Fisher</td><td>BP229-1</td><td></td></tr><tr><td>Glace</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>L-Lysine, 98 %</td><td>Thermoscience</td><td>J62225.22</td><td></td></tr><tr><td>mAb40-1</td><td>DHSB</td><td>40-1a-s</td><td>Anti-bêta galactosidase</td></tr><tr><td>Tubes microcentrifuges</td><td>Scientifique américaine</td><td>1615-5520</td><td>Tubes de 1,5 mL pour contenir des échantillons.</td></tr><tr><td>Ciseaux à microdissection</td><td>Outils scientifiques finement</td><td>15003-08</td><td>Tranchant de 5 mm, pointe droite, 8,5 cm</td></tr><tr><td>Phosphate monosodique</td><td>Fisher</td><td>7558-80-7</td><td>NaH2PO4 - Phosphate de sodium monobasique anhydre. Si on utilise une version hydratée, le poids nécessaire pour faire une solution de 0,1M changerait.</td></tr><tr><td>Milieu de montage</td><td></td><td></td><td>Solution de glycérol à 75 % dans un tampon phosphate de sodium 0,1M pH7,2 avec 2,5 % de n-propyl gallate. Mélangez par inversion pour minimiser les bulles.</td></tr><tr><td>NSG</td><td></td><td></td><td>0,1M phosphate tampon de phosphate de sodium pH7,2, 0,1 % de saponine, 5 % de SGN</td></tr><tr><td>N-propyl gallate</td><td>MP Biomédicals</td><td>210274780</td><td></td></tr><tr><td>Vernis à ongles</td><td>Ted Pella, acheté à Fisher</td><td>NC0381432</td><td>Pour les lames d’étanchéité</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Fisher</td><td>NC0099380</td><td>Pour la microdissection des aiguilles. Acier inoxydable creux ; Longueur de la poignée : 4 3/4" de long</td></tr><tr><td>MiniPlateaux Microwell Nunc</td><td>Thermo Scientific</td><td>12565155</td><td>MicroWell MiniTray pour des applications sérologiques. Compte de puits 60</td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>StatLab</td><td>PM996</td><td>Film flexible auto-étanché StatLab ParaFilm M</td></tr><tr><td>Paraformélélidoïde</td><td>Polysciences, Inc.</td><td>00380-250</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td>Préparez 800 mL d’eau distillée dans un récipient approprié.</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajoutez 1,37 M de chlorure de sodium à la solution.</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajoutez 26,8 mM de chlorure de potassium à la solution.</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajoutez 101 mM de phosphate de sodium dibase à la solution.</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajoutez 18,0 mM de monobase phosphate de potassium à la solution.</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajustez la solution au pH souhaité (typiquement pH & asymp ; 7,4).</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Ajoutez de l’eau distillée jusqu’à atteindre 1 L.</td></tr><tr><td>PBT</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td>0,1 M tampon phosphate de sodium pH7,2, 0,1 % d’albumine sérique bovine et 0,2 % de Triton X-100.</td></tr><tr><td>PDT</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td>0,1M tampon phosphate de sodium (pH = 7,2), 0,3 % de désoxycholate et 0,3 % de Triton x-100</td></tr><tr><td>Boîte de Petri</td><td>Faucon</td><td>Corning 351007</td><td>Boîte de Petri ; 60 mm ; non traité</td></tr><tr><td>Boîte de Petri</td><td>Faucon</td><td>Corning 351008</td><td>Boîte de Petri ; 35 mm ; non traité</td></tr><tr><td>Pinces</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PLP</td><td>N/D</td><td></td><td>2 % de paraformaldéhyde 1,35 % lysine dans un tampon phosphate de sodium 0,05M pH7,2</td></tr><tr><td>Anticorps secondaires</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>715-545-151</td><td>0,5 mg d’Alexa Fluor 488 Donkey Anti-Mouse IgG.</td></tr><tr><td>Cache-diapositives</td><td>VWR</td><td>48393-172</td><td>VWR Coverglass #1.5 22x40 (BOÎTIER)</td></tr><tr><td>Diapositives</td><td>Fisher</td><td>125442</td><td>Glissières Fisher Glass 10bx/CS</td></tr><tr><td>Désoxycholate de sodium</td><td>Thermo Fisher Sci</td><td>89904</td><td>Détergent désoxycholate de sodium ; 5 mg</td></tr><tr><td>Périodate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71859-25G</td><td>Périodate de sodium & ndash ; 25 grammes</td></tr><tr><td>Tampon phosphate de sodium</td><td></td><td></td><td>0,1M de tampon NaPO4 pH 7,2. Mélangez 28 ml de stock de phosphate monosodique anyhdrous de 0,1M (11,998g de NaH2PO4 à 1L d’eau distillée) avec 72 ml de phosphate disodium anyhydre de 0,1M (14,196g Na2HPO4 à 1L d’eau distillée) pour générer 100 ml de tampon NaPO4 0,1M. Sinon, le PBS peut être utilisé.</td></tr><tr><td>Fil de tungstène</td><td>Ted Pella</td><td>27-11</td><td>.005" Dia.</td></tr><tr><td>Triton x-100</td><td>Thermo Fisher Sci</td><td>A16046AE</td><td></td></tr><tr><td>Vortex</td><td>Préférence utilisateur</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

dissection à petite échelle et coloration par anticorps des disques imaginaux oculaires-antennaux et des ailes provenant de drosophila melanogaster

Small Scale Dissection and Antibody Staining of Eye-Antennal and Wing Imaginal Discs from Drosophila melanogaster

Dissection à petite échelle et coloration par anticorps des disques imaginaux oculaires-antennaux et des ailes provenant de Drosophila melanogaster

Drosophila imaginal discs have long been studied as models of epithelial development, patterning, and regeneration. Antibody labeling and imaging of ...

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Research

Recherche

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

Nous décrivons ici un protocole visant à étudier la migration des cellules gliales dans le développement de l'œil de drosophile en utilisant l'analyse microscopique direct couplé à la GFP taggés cellules gliales.

Imagerie de la migration en direct des cellules gliales dans le disque Eye drosophile Imaginal

Nous décrivons une nouvelle protéine fluorescente rouge (RFP) journaliste qui est exprimé spécifiquement dans...

Un journaliste Roman DP pour faciliter la visualisation du disque Eye Imaginal au Drosophile</em

Dissection et immunohistochimique de larve, de nymphe et adulte<em&gt; Drosophila</em&gt; Rétines

Lors de la coloration des disques imaginaux de la drosophile, une dissection grossière est souvent effectuée où les disques sont exposés mais restent attachés au corps. Une fois colorés, les disques d’intérêt sont isolés et montés. L’exemple de protocole illustre une procédure de dissection et de montage du disque imaginal de l’aile.

drosophile Dissection du disque imaginal larvaire : une méthode pour observer le développement des épithéliums

Les structures adultes de la drosophile sont dérivées de structures en forme de sac appelées disques imaginaux. L’analyse de ces disques donne un aperçu de nombreux processus de développement, notamment la détermination des tissus, l’établissement des limites des compartiments, la prolifération cellulaire, la spécification du destin cellulaire et la polarité cellulaire planaire. Ce protocole est utilisé pour préparer des disques imaginaux pour la microscopie optique/fluorescente.

Dissection et Immunocoloration Imaginal disques de Drosophila melanogaster

L’objectif de cette technique est de permettre aux chercheurs d’effectuer la dissection, l’immunocoloration et le montage de disques oculaires nymphaux de Drosophila melanogaster de tout âge.

Dissection et de montage de<em&gt; Drosophila</em&gt; pupes disques yeux

Ce protocole montre comment générer des tumeurs clonales marquée par fluorescence, génétiquement définis dans l'œil de Drosophila / disques imaginaux antennaires (EAD). Il décrit comment disséquer l'EAD et le cerveau à partir du troisième stade larvaire et comment les traiter pour visualiser et quantifier les changements d'expression des gènes et l'invasivité des tumeurs.

le<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Tumor Disc Modèle: Visualisation et quantification de l&#39;expression génique et de tumeurs invasives utilisant Mosaïques génétique

Ce protocole décrit la dissection et immunostaining des adultes Drosophila melanogaster tissus du cerveau. Plus précisément, ce protocole met en évidence l’utilisation de Drosophila champignon corps et photorécepteur neurones comme des sous-ensembles neuronale exemple qui peuvent être utilisés avec précision afin de découvrir les principes généraux de nombreux aspects du développement neuronal.

Dissection et immunofluorescence souillant de champignon corps et photorécepteur de neurones dans le cerveau adulte Drosophila melanogaster

Nous présentons ici un protocole pour organiser et disséquer à développer le tissu olfactif des espèces de drosophile . Le tissu découpé peut ensuite être utilisé pour des analyses moléculaires, comme quantitative RT-PCR (Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction) ou l’ARN séquençage (RNAseq), ainsi que des analyses in vivo , comme immunohistochemistry ou in situ hybridation.

Préparer le développement de tissu olfactif périphérique pour moléculaire et analyse Immunohistochemical chez la drosophile

Cet article présente une méthode chirurgicale dissection Drosophila pupes rétines ainsi que de protocoles pour le traitement du tissu pour l’immunohistochimie, l’Ouest analyse et extraction de l’ARN.

Dissection de la rétine de pupes de drosophile pour immunohistochimie, analyse occidentale et isolement d’ARN

La drosophile est un modèle puissant pour comprendre les mécanismes fondamentaux de la myogenèse. Ce protocole de dissection et de préparation des hémisections du thorax permet l’analyse microscopique des muscles en vol indirect à partir des stades nymphal et adulte. Ce protocole permet l’imagerie confocale de la morphologie cellulaire, de la localisation des protéines, de la structure musculaire et de multiples autres aspects de la myogenèse.

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University of California, Irvine.  Cet article décrit un protocole efficace de dissection imaginaire des disques et de coloration par anticorps, économique en matière de réactifs et facilitant la manipulation de disques imaginaux en petites quantités.

Dissection à petite échelle et coloration par anticorps des disques imaginaux oculaires-antennaux et des ailes provenant de Drosophila melanogaster

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