Perfusion microvasculaire surveillée par imagerie laser à contraste de speckles lors d’une lésion ischémie-rénale de réperfusion chez la souris

Dans cette étude, nous utilisons les systèmes d’imagerie à contraste taché des lasers pour surveiller les microperfusions en guinée pendant la reperfusion ischémique. Cette technologie peut être appliquée à la recherche liée aux modifications du flux sanguin, comme les transplantations d’organes solides, l’efficacité des médicaments et les études sur l’ischémie. Commencer à désinfecter la table d’opération avant chaque intervention.

Disposez soigneusement sur la table les instruments stérilisés, les tige-cotons, la gaze, les anesthésiques pré-dilués et tous les autres objets nécessaires. Administrez le méloxicam à 0,2 milligramme par kilogramme de poids corporel par injection sous-cutanée 30 minutes avant l’opération pour soulager la douleur. Verser du sérum physiologique dans un récipient propre.

À l’aide de ciseaux, découpez une ouverture appropriée au centre d’une gaze. Placez une souris anesthésiée sur la bouillotte et fixez-la avec du ruban adhésif. Appliquez une crème dépilatoire pour éliminer les poils abdominaux.

À l’aide de la bouillotte, maintenez la température rectale à 37 degrés Celsius pendant toute la chirurgie. Avec un coton-tige, désinfectez d’abord la zone chirurgicale avec de l’alcool à 75 %, puis à l’iodophore, et répétez la procédure deux fois de plus. Ensuite, utilisez des pinces pour pincer l’orteil de la souris afin de confirmer l’absence de réponse à la douleur.

Avec une paire de ciseaux, réalisez une incision abdominale verticale de la ligne médiane. Séparez doucement la peau du péritoine puis incisez le péritoine pour pénétrer dans la cavité abdominale. Utilisez un écarteur pour améliorer la visibilité.

Couvrez le champ opératoire de gaze, en alignant l’ouverture avec la cavité abdominale. Humidifier la gaze avec du sérum physiologique. Avec un coton-tige, déplacez doucement l’intestin sur le côté pour exposer le rein droit et les tissus environnants.

Repliez la gaze pour recouvrir l’intestin, puis humidifiez-le avec du sérum physiologique pour éviter que le séchage ne sèche. Ensuite, utilisez une paire de pinces inclinées pour soulever l’uretère droit. Faites passer deux fils de suture 6-0 à travers l’uretère et ligavez à deux positions.

À l’aide de microciseaux, transpercez l’uretère entre les deux ligatures. Ensuite, utilisez des boules de coton humidifiées au sérum physiologique tenues avec de fines pinces pour pousser doucement le foie vers le haut. Fixez le foie avec des boules de coton pour exposer les reins et les vaisseaux droits.

Ensuite, utilisez des pinces inclinées pour séparer brutalement les coussinets graisseux périnéphriques jusqu’à ce que l’artère et la veine rénales soient complètement exposées. Prudemment. Glisser les pinces sous l’artère rénale et la veine pour créer un canal, passer une suture en soie 6-0 tressée autour des deux vaisseaux et les ligare. Coupez l’artère rénale et la veine obstruées près du rein.

Retirez le rein avec du tissu adhésif. Ensuite, retirez la boule de coton utilisée pour maintenir le foie. Allumez le système d’imagerie à contraste par taches laser et lancez le logiciel dédié.

Cliquez sur l’image originale puis un aperçu pour afficher l’image brute du champ chirurgical. Repositionne la souris. Ajustez le grossissement de la caméra tout en regardant l’image originale pour obtenir une vue claire du rein ciblé.

Puis cliquez sur affichage simultané pour visualiser l’imagerie du flux sanguin en temps réel. Réglez le grossissement à 2,5X et sélectionnez l’ajustement automatique du flux sanguin. Ensuite, verrouillez les paramètres de circulation sanguine.

Réglez l’enregistrement pour capturer une image toutes les 5 000 millisecondes. Ensuite, réglez le paramètre de taille de la surface carrée à 112 et positionnez uniformément cinq régions carrées sur l’image du rein. Cliquez sur enregistrement et enregistrement en temps réel pour commencer l’enregistrement du flux sanguin.

Après avoir enregistré une référence de base de 30 minutes, séparez de manière directe le tissu adipeux autour des vaisseaux rénaux gauches. À l’aide de pinces hémostatiques, placez une micropince sur l’artère rénale et la veine gauches près de l’hilum. Continuez la surveillance en temps réel pendant encore 30 minutes.

Relâchez la microclamp pour initier la réperfusion. Surveiller et enregistrer la récupération en temps réel du flux sanguin microvasculaire rénal. Après avoir surveillé la réperfusion pendant au moins 60 minutes, arrêtez l’enregistrement et fermez l’incision abdominale.

Administrez un millilitre de solution saline par injection intrapéritonéale pour prévenir la déshydratation. Placez la souris sur le coussin chauffant et observez jusqu’à ce qu’elle reprenne conscience et puisse se redresser. Au cours des 30 premières minutes, le flux sanguin microvasculaire rénal est progressivement devenu stable au départ.

Une hétérogénéité des niveaux de perfusion entre différentes régions d’intérêt a été observée avant l’ischémie. Après le clampage de l’artère et de la veine rénales, le flux sanguin a chuté brutalement et la microcirculation rénale est entrée dans un état de non-perfusion. Au relâchement de la pince, le flux sanguin a immédiatement atteint un pic puis a diminué avant de se rétablir progressivement à un niveau relativement stable.

La perfusion microvasculaire pendant 60 minutes de reperfusion était bien plus faible qu’avant l’ischémie. Nous pouvons obtenir le flux sanguin de la microperfusion rénale via les systèmes d’imagerie à contraste par speckle. Cela confirme ainsi le processus d’ischémie et la réperfusion.

Pour obtenir un rein clair avec un bon contraste, il faut être patient et prendre le temps de séparer le rein de la ressource environnante et des tissus. À l’avenir, d’autres indicateurs physiopathologiques pourront être intégrés et cette technologie pourra être utilisée pour surveiller l’effet des médicaments sur l’ischémie rénale.