Imagerie quantitative des cellules vivantes de la forme nucléaire et de la dynamique de la chromatine pendant le développement et le stress environnemental dans la racine d’Arabidopsis thaliana
5 juin 2026
Ce procédé utilise la microscopie confocale en conjonction avec un noyau et une lignée de marqueurs de chromatine marqués fluorescentement dans Arabidopsis thaliana pour enregistrer simultanément la dynamique du noyau et de la chromatine dans les racines d’Arabidopsis et étudier les changements de ces dynamiques en réponse aux signaux développementaux et environnementaux.
Nos recherches étudient les gènes et mécanismes qui permettent la récupération à long terme des racines après le stress osmotique afin de fortifier les cultures contre la sécheresse. Bien que développé pour les racines d’arabidopsis, ce protocole peut être adapté aux systèmes dotés de lignées de marqueurs protéiques fluorescents. Préparez les plaques de croissance contenant des semis d’Arabidopsis thaliana pour l’imagerie.
Pipeter 60 microlitres d’eau pure sur une lame en verre. Pose trois jeunes plants d’A. thaliana âgés de six jours dans l’eau. Placez un couvercle de 22x22 millimètres de 1,5 mm sur les racines sans recouvrir les feuilles.
En réglage du microscope confocal, réglez le temps d’exposition laser à 1 000 millisecondes. Dans les réglages du combineur laser, réglez le laser à 488 nanomètres à 50 % pour l’imagerie protéine fluorescente verte, ou GFP. Réglez le laser 561 nanomètres à 50 % pour l’imagerie des protéines fluorescentes rouges, ou RFP.
Imagez l’échantillon avec un objectif 20X sans zoom optique. Réglez la taille du pas de tranche Z à 0,3 micromètre. Réglez l’intervalle d’imagerie à une minute, et la durée totale de l’imagerie à 10 minutes.
Localisez les racines et sélectionnez jusqu’à 20 tranches Z. Capturez des images 16 bits. Lance l’acquisition en accéléré et enregistre le temps laps en fichier TIFF en utilisant la compression sans perte.
Transférez les données acquises vers un ordinateur pour analyse. Ouvre le logiciel ImageJ ou Fiji. Cliquez et glisserez le fichier VSI vers la fenêtre principale d’ImageJ ou de l’application Fiji.
Dans la demande des options d’importation des formats bio, cliquez sur OK en bas à droite. Ensuite, dans l’invite Options de série Bio Format, assurez-vous que la Série 1 est sélectionnée. Cliquez sur OK en bas à gauche.
Une fois l’image chargée, séparez les signaux en sélectionnant Image. Sélectionnez Couleur et choisissez Séparer les chaînes. Consultez les fenêtres séparées générées pour les noyaux marqués GFP et la chromatine étiquetée RFP.
Déterminez laquelle des deux fenêtres d’image correspond à la chromatine. Après avoir cliqué sur la fenêtre de chromatine, appliquez l’opération projet Z en sélectionnant Image, en choisissant Stacks, puis en cliquant sur Projet Z depuis la fenêtre principale ImageJ. Changez le type de projection à intensité maximale.
Assurez-vous que All Time Frames est actif, puis cliquez sur OK pour générer la projection. Ouvrez le menu de contraste en appuyant sur Contrôle Maj C, ou en sélectionnant Image et Ajuster, puis en cliquant sur Luminosité ou Contraste depuis la fenêtre principale d’ImageJ. Faites glisser la barre minimale vers la gauche jusqu’à ce que la chromatine soit clairement visible.
Naviguez vers les plugins. Cliquez sur la flèche vers le bas dans le menu Plugins pour faire défiler jusqu’à l’option Suivi. Sélectionnez Suivi et cliquez sur Compagnon de suivi.
Vérifiez que les réglages de calibration sont corrects et cliquez sur Suivant. Sélectionnez Détecteur de seuil et cliquez sur Suivant. Passez à la dernière image du time lapse sur la fenêtre d’image.
Cliquez sur Auto à côté du seuil d’intensité et cliquez sur Prévisualisation. Ajustez le seuil d’intensité et cliquez sur Prévisualisation. Répétez le processus d’ajustement et d’aperçu jusqu’à ce que toute la chromatine soit incluse avec un minimum de bruit, puis cliquez sur Suivant.
Autorisez la détection initiale du seuil de se terminer, puis cliquez sur Suivant. Ajustez manuellement le seuil jusqu’à ce que seule la chromatine soit visible, puis cliquez sur Suivant. Ajustez l’affichage de l’image fluorescente et cliquez sur Suivant.
Sélectionnez Simple LAP Tracker et cliquez sur Suivant. Réglez la distance maximale de liaison à 5 microns, la distance maximale de fermeture à 15 microns, la distance maximale de fermeture à 1, puis cliquez sur suivant. Laissez le suivi se terminer.
Observez les pistes affichées dans la fenêtre d’image originale et cliquez sur Suivant. Appuyez sur le bouton vert plus en bas à gauche pour créer un filtre. Sélectionnez le nombre de places en mode piste.
Ajustez le curseur de seuil. Assurez-vous que le mode filtre est réglé sur Ci-dessus, puis cliquez sur Suivant. Cliquez sur le bouton Tracks en bas de la page Options d’affichage.
Sélectionnez Exporter en CSV. Ignorez la page de tracé intégrée et cliquez sur Suivant. Consultez les résultats de l’analyse TrackMate.
Cliquez sur Capturer Superposition puis choisissez Exécuter. Sauvegarde la vidéo en sélectionnant Fichier et en cliquant sur Enregistrer as, puis en choisissant GIF. Les cellules racinaires traitées au sel semblaient stressées, et les foyers centromériques semblaient plus grands que dans les conditions témoins.
La vitesse de la chromatine était significativement plus élevée dans les conditions témoins que dans les conditions traitées au chlorure de sodium à 100 millimolaires. Ce protocole permet de suivre et de quantifier le mouvement des protéines marquées par fluorescence au fil du temps dans les racines d’arabidopsis. Le défi le plus important dans ce protocole est d’obtenir des images de haute qualité, car le blanchiment des photos et le déplacement de l’échantillon peuvent rendre le suivi difficile.
Les études futures devraient étudier les mécanismes sous-jacents à la réduction du mouvement de la chromatine observée dans notre étude.
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Overview
The nucleus in eukaryotic cells exhibits dynamic shape changes, which are altered under stress conditions such as cancer in animals or abiotic stress in plants. This study developed a live-cell imaging pipeline in Arabidopsis thaliana roots using dual fluorescent markers for the nuclear envelope and chromatin to quantify nuclear and chromatin dynamics under control and salt-stressed conditions. Confocal microscopy combined with Fiji/ImageJ and TrackMate enabled quantitative analysis, revealing reduced chromatin movement under salt stress. The method provides a robust approach to study how abiotic stressors affect nuclear architecture and chromatin dynamics in plant cells.
Key Study Components
Area of Science
- Plant cell biology
- Nuclear dynamics
- Chromatin mobility
- Abiotic stress response
Background
- Nuclear shape is dynamic in live cells, not static as traditionally depicted.
- Altered nuclear morphology is associated with cancer in animal cells and environmental stress in plants.
- The nuclear envelope interacts with chromatin to influence gene expression.
- Limited knowledge exists on how abiotic stress affects nuclear shape, movement, and chromatin dynamics in plants.
Purpose of Study
- To develop a pipeline for quantifying nuclear and chromatin dynamics in live plant cells.
- To apply this method to assess changes under abiotic stress, specifically salt stress.
- To validate the approach by measuring chromatin movement in control and stressed conditions.
- To enable future analysis of nuclear and chromatin responses to environmental stressors in Arabidopsis roots.
Methods Used
- Live-cell imaging of Arabidopsis thaliana roots using confocal microscopy.
- Use of a dual fluorescently tagged marker line (nuclear envelope protein and chromatin).
- Image acquisition under control and salt-stressed conditions.
- Analysis of nuclear and chromatin dynamics using Fiji/ImageJ with the TrackMate plugin.
- Particle tracking to quantify chromatin speed and movement.
Main Results
- Chromatin movement was significantly reduced in salt-stressed roots compared to control.
- The dual-tagging system allowed simultaneous visualization of nuclear envelope and chromatin.
- TrackMate enabled accurate particle tracking and quantification of dynamics.
- The method successfully captured live, quantitative changes in nuclear and chromatin behavior.
Conclusions
- The developed pipeline allows for quantitative live-cell imaging of nuclear shape and chromatin dynamics in plant roots.
- Salt stress leads to decreased chromatin mobility, indicating altered nuclear dynamics under abiotic stress.
- This approach can be applied to study nuclear responses to various environmental stressors.
- The method provides a foundation for linking nuclear architecture to gene regulation and stress adaptation in plants.
Frequently Asked Questions
Executive Industry Relevance
Quantitative live-cell imaging of nuclear shape and chromatin dynamics in Arabidopsis roots provides a robust platform for dissecting cellular responses to environmental stress at high resolution. This approach enables predictive confidence in linking nuclear architecture changes to gene regulation, supporting early discovery and mechanistic de-risking in plant biotechnology pipelines. The method's quantitative outputs facilitate risk-adjusted decisions for trait development and stress adaptation research.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of nuclear and chromatin behavior under defined stress conditions.
- Supports mechanistic de-risking by quantifying dynamic nuclear responses to abiotic stimuli.
- Facilitates functional validation of nuclear envelope and chromatin-associated targets.
Screening & Assay Development
- Provides standardized, quantitative imaging assays for nuclear and chromatin dynamics.
- Enables reproducible measurement of stress-induced changes in live plant cells.
- Supports scalable screening of genetic or chemical modulators affecting nuclear architecture.
Translational & Preclinical Research
- Aligns nuclear and chromatin dynamics with stress adaptation phenotypes in model systems.
- Enables continuity from discovery to preclinical validation of stress resilience traits.
- Supports predictive de-risking for translational research in crop improvement.
Pipeline & Workflow Integration
This imaging and analysis pipeline integrates from early discovery through screening and translational research in plant biotechnology.
- Discovery Biology: Quantifies nuclear and chromatin dynamics to clarify stress response pathways.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative readouts for assay development and compound evaluation.
- Analytics: Provides particle tracking and statistical outputs for robust condition comparison.
- Translational Research: Links nuclear architecture changes to stress adaptation, supporting trait validation.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable imaging and analysis workflow adaptable to diverse plant models and stressors.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in nuclear and chromatin target validation.
- Operational Value: Standardizes live-cell imaging and quantitative analysis for reproducibility.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions for stress adaptation trait development.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of genetic or chemical interventions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in confocal microscopy and live-cell imaging.
- Needs access to dual fluorescent marker lines and image analysis software (Fiji/ImageJ, TrackMate).
- Demands cross-team standardization for imaging protocols and data analysis.
- Adaptable to other plant species with suitable marker development.
- Limited by availability of compatible fluorescent markers for target systems.
