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<ol><li>Winden, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tuberous+sclerosis+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Dis+Primers%22%5BJournal%5D)">Tuberous sclerosis complex.</a> Nat Rev Dis Primers. 12, 11(2026).</li>
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<li>Zabegalov, K. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+repetitive+behaviors+in+zebrafish+and+their+relevance+to+human+brain+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Abnormal repetitive behaviors in zebrafish and their relevance to human brain disorders.</a> Behav Brain Res. 367, 101-110 (2019).</li>
<li>Scheldeman, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((mTOR-related+neuropathology+in+mutant+tsc2+zebrafish%3A+phenotypic%2C+transcriptomic+and+pharmacological+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiol+Dis%22%5BJournal%5D)">mTOR-related neuropathology in mutant tsc2 zebrafish: phenotypic, transcriptomic and pharmacological analysis.</a> Neurobiol Dis. 108, 225-237 (2017).</li>
<li>Ilyin, N. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+intracerebroventricular+lipopolysaccharide+administration+on+behavioral%2C+neurochemical%2C+and+neurogenomic+responses+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of intracerebroventricular lipopolysaccharide administration on behavioral, neurochemical, and neurogenomic responses in adult zebrafish.</a> Behav Brain Res. 493, 115676(2025).</li>
<li>Luo, R., Yao, Y., Chen, Z., Sun, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+examination+of+the+LPS-TLR4+immune+response+through+the+analysis+of+molecular+structures+and+protein-protein+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Commun+Signal%22%5BJournal%5D)">An examination of the LPS-TLR4 immune response through the analysis of molecular structures and protein-protein interactions.</a> Cell Commun Signal. 23, 142(2025).</li>
<li>Grebennikova, D. V., Shandilya, U. K., Karrow, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+TLR4+and+its+alternative+lipopolysaccharide+%28LPS%29+sensing+pathways+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Genes%22%5BJournal%5D)">Beyond TLR4 and its alternative lipopolysaccharide (LPS) sensing pathways in zebrafish.</a> Genes. 16 (9), 1014(2025).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Borosilicate Glass capillaries (Outer diameter 1.0 mm/ inner diameter 0.75 mm)</td><td>Sutter Instrument</td><td>BF150-75-10</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2 (calcium chloride)</td><td>Chempur</td><td>118748703</td><td></td></tr><tr><td>Callibration Slide (1/100 mm)</td><td>Bresser</td><td>5916710</td><td></td></tr><tr><td>Capillary holder (Grip head set 4 size 0)</td><td>Fertilart Sp. z o.o</td><td>5196082001</td><td></td></tr><tr><td>Flaming/Brown micropipette puller</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Chempur</td><td>115752837</td><td></td></tr><tr><td>Human IL6</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>200-06-20UG</td><td>Concentration en stock : 10 &micro;g/mL, Concentration de travail : 2 pg/nL (dilué dans 0,9% de NaCl)</td></tr><tr><td>Injector pump FemtoJet 4i</td><td>Eppendorf</td><td>E5252000021</td><td></td></tr><tr><td>KCl (potassium chloride)</td><td>Chempur</td><td>117397402</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2&middot;6H2O (magnesium chloride hexahydrate)</td><td>Chempur</td><td>116120500</td><td></td></tr><tr><td>Femtotips Microloader Tips for Femtojet Microinjector</td><td>Eppendorf</td><td>EPE 5242956003</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Leica M165 FC 1983 magnification</td><td>Leica Microsysytems</td><td>https://www.leica-microsystems.com/products/ light-microscopes/stereo-microscopes/p/leica-m165-fc/</td><td></td></tr><tr><td>Mineral oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5904</td><td></td></tr><tr><td>NaCl (sodium chloride)</td><td>Chempur</td><td>117941206</td><td></td></tr><tr><td>Pronase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5147-1G</td><td>Concentration en stock : 20 mg/mL (préparé dans de l'eau ultrapure), Concentration de travail : 0,5 mg/mL (dilué dans E3)</td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Sigma-Aldrich/Merck</td><td>A-5040</td><td></td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Carl Roth</td><td>4855.3</td><td></td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>UltraPure Low Melting Point Agarose</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>16520050</td><td></td></tr><tr><td>ZebraBox extension - Photo Motor Response EZBPMR</td><td>Animalab</td><td>https://animalab.eu/zebrabox-high-throughput-monitoring-system</td><td></td></tr><tr><td>Zebrabox</td><td>ViewPoint</td><td>https://www.viewpoint.fr/product/zebrafish/fish-behavior-monitoring/zebrabox</td><td>Chambre d'analyse automatisée</td></tr></tbody></table>

microinjection d’interleukine-6 dans le sang des larves de sous-zèbre tsc pour étudier les comportements similaires à des troubles neuropsychiatriques

Microinjection of Interleukin-6 into the Bloodstream of TSC Zebrafish Larvae to Study Neuropsychiatric Disorder-Like Behaviors

Microinjection d’interleukine-6 dans le sang des larves de sous-zèbre TSC pour étudier les comportements similaires à des troubles neuropsychiatriques

Patients with tuberous sclerosis complex (TSC1/TSC2 mutations) exhibit variable expressivity of autism spectrum disorder (ASD), and maternal immune ...

Mes recherches portent sur la manière dont l'inflammation induite par l'IL-6 interagit avec les mutations génétiques associées au risque d'autisme pour influencer le développement et le fonctionnement du cerveau. Contrairement à l'inflammation généralisée induite par le LPS, ce protocole élève de façon sélective l'IL-6, permettant d'étudier précisément les effets neurodéveloppementaux spécifiques de cette cytokine. Pour commencer, rassemblez les aiguilles de microinjection, les réactifs nécessaires et les embryons de poisson zèbre de deux jours post-fécondation.Préparez une solution d'agarose à 1 % poids par volume dans du milieu E3, puis chauffez-la jusqu'à ce que l'agarose soit complètement dissoute et que la solution devienne limpide. Laissez refroidir brièvement la solution d'agarose. Versez environ 30 millilitres dans une boîte de Pétri de 100 millimètres afin d'obtenir une couche uniforme sur la surface.Alors que l'agarose est encore liquide, mais commence à durcir, placez délicatement un moule en silicone à sa surface pour créer des rainures uniformes. Transférez environ 100 embryons chorionés de deux jours post-fécondation dans une petite boîte de Pétri de 50 millimètres recouverte d'agarose. Ajoutez quatre millilitres de solution de pronase fraîchement préparée dans la boîte, en veillant à ce que les embryons soient entièrement immergés.Incuber à température ambiante pendant trois à cinq minutes. Au microscope stéréo, surveiller le relâchement des embryons hors des chorioallantoïdes. Faire tourner doucement ou agiter délicatement la boîte de façon intermittente pour faciliter l'élimination enzymatique des chorioallantoïdes.Continuer jusqu'à ce qu'une majorité d'embryons soient libérés de leurs chorio-allantoïdes. Laver soigneusement les embryons en les transférant à travers cinq à six changements de milieu embryonnaire E3 frais. S'assurer que tous les chorio-allantoïdes et résidus de pronase sont éliminés afin d'éviter d'endommager les larves et de maintenir des conditions de culture optimales.À l’aide d’une pipette Pasteur en verre, transférez environ 50 larves déchorionées dans une boîte de Pétri de 100 millimètres contenant 40 millilitres de milieu E3. Maintenez les larves dans le milieu E3 jusqu’à l’injection microscopique. Sous un microscope stéréo, utilisez une pince fine pour casser délicatement l’extrémité de la capillaire en verre préparée précédemment afin de produire une micropipette dont l’ouverture mesure environ trois micromètres de diamètre.Préparez une solution de chlorure de sodium à 0,9 % poids par volume pour les injections de contrôle. Et une solution d'interleukine 6 ou IL-6 à deux picogrammes par nanolitre dans du chlorure de sodium à 0,9 % pour les injections d'IL-6. Ajoutez un microlitre de bleu de trypan à 0,05 % pour chaque 10 microlitres de solution d'injection afin de faciliter la visualisation pendant l'injection.À l’aide d’une pipette, charger la solution dans une microcanule. Ensuite, utiliser la microcanule pour remplir par arrière la micropipette préparée destinée à l’injection avec environ trois microlitres de solution d’injection, en veillant à ne pas introduire de bulles d’air. Fixer fermement l’aiguille d’injection chargée dans le porte-capillaire afin de la raccorder au système de microinjection.Ensuite, déposez une petite goutte d'huile minérale sur une lame de calibration. Étalonnez le volume d'injection en expulsant des gouttelettes dans l'huile minérale. Mesurez le diamètre des gouttelettes à l'aide de la lame de calibration munie d'une échelle de 0,01 millimètre.Réglez la pression d'injection afin d'obtenir un volume de gouttelette d'environ un nanolitre. Anesthésiez les larves par petits lots en ajoutant de la tricaïne au milieu E3 à une concentration finale de 1X afin de minimiser le stress et assurer une sédation uniforme. Transférez individuellement les larves de deux jours post-fécondation sur une plaque d'injection contenant de l'agarose solidifié.Placer la boîte sous le microscope stéréo. À l’aide d’une pipette en verre, orienter délicatement chaque larve de manière à ce que le canal de Cuvier soit clairement visible et accessible. Positionner la pointe de la micropipette à l’entrée du canal de Cuvier en suivant les cellules sanguines qui se déplacent vers le cœur au microscope stéréo.Injecter la première goutte de la solution préparée dans le canal de Cuvier. Après environ 20 secondes, injecter une deuxième goutte dans le canal de Cuvier. Après l'injection, transférer délicatement les larves dans une nouvelle boîte de Pétri de 100 millimètres contenant 40 millilitres de milieu E3.Replacer les larves dans un incubateur à 28,5 degrés Celsius pour récupération. Le jour suivant, répéter la procédure de microinjection comme précédemment démontré. À cinq jours post-fécondation, utiliser les larves pour des applications en aval, notamment des tests comportementaux, des analyses d'imagerie cérébrale ou des analyses par immunofluorescence.L'injection intracérébroventriculaire d'IL-6 n'a pas affecté la viabilité larvaire par rapport aux injections de chlorure de sodium. Les taux de survie à cinq jours post-fécondation étaient indistinguables entre les groupes injectés avec l'IL-6 et ceux injectés avec du NaCl, indiquant que le régime de dosage est bien toléré et n'entraîne pas de toxicité non spécifique. Les microinjections ont légèrement réduit la viabilité par rapport aux larves non injectées issues de la même ponte.Les mutants homozygotes pour le complexe de sclérose tubéreuse 2, ou mutants TSC2, présentaient des concentrations basales significativement plus élevées de prostaglandine E2, ou PGE2, que leurs frères et sœurs de type sauvage. Les mutants hétérozygotes TSC2 montraient une augmentation modeste et non significative de la PGE2 basale par rapport aux frères et sœurs de type sauvage. Les concentrations de PGE2 augmentaient fortement chez les mutants hétérozygotes TSC2 après microinjection d'IL-6.Le test du champ ouvert a montré que les mutants TSC2 présentaient un comportement anxieux accru par rapport aux frères et sœurs de type sauvage dans les témoins non injectés, et que les microinjections d'IL-6 n'ont pas affecté ce comportement. Les mutants hétérozygotes TSC2 et homozygotes TSC2 ont passé significativement plus de temps dans la zone périphérique de l'arène et ont montré une exploration réduite du centre par rapport aux frères et sœurs de type sauvage dans les témoins non injectés, ainsi que chez les larves TSC2 injectées avec l'IL-6. Les injections d'IL-6 ont augmenté les schémas de nage répétitifs et stéréotypés, particulièrement chez les mutants hétérozygotes TSC2.La proportion de mutants hétérozygotes TSC2 injectés avec de l'IL-6 présentant des boucles répétitives était significativement augmentée par rapport aux contrôles injectés avec du chlorure de sodium. Ce protocole permet d'effectuer des études contrôlées sur l'inflammation induite par l'IL-6 afin d'évaluer les effets des interactions gène-environnement sur le développement neurologique et le comportement chez le poisson zèbre. Les points essentiels à prendre en compte lors de la réalisation de ce protocole incluent une taille de pipette constante, un volume d'injection précis de deux nanolitres et la réduction au minimum du temps d'exposition des larves hors du milieu E3. De futures études pourront examiner comment l'inflammation induite par l'IL-6 et les facteurs de risque génétiques interagissent pour affecter le développement cérébral et le comportement.

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Cette vidéo montre comment morpholino ou ARNm peut être injecté dans des embryons de poisson zèbre au stade d'une cellule pour diminuer ou augmenter le niveau des produits de gènes spécifiques au cours du développement ultérieur.

Microinjection d&#39;embryons de poissons zèbres pour analyser la fonction génique

Le développement rapide, de petite taille et la transparence du poisson zèbre sont des atouts considérables pour l'étude du contrôle immunitaire innée de...

L&#39;imagerie non invasive de la candidose disséminée chez les larves poisson zèbre

La vidéo démontre la micro-injection de lipopolysaccharides (LPS) dans le cerveau de larves de poisson-zèbre pour induire une neuroinflammation. Les larves sont positionnées sur une boîte tapissée d’agarose, l’aiguille est insérée dans les ventricules cérébraux et le LPS est injecté. Le LPS injecté déclenche une réponse immunitaire qui conduit à une neuroinflammation.

Induction d’une neuroinflammation chez des larves de poisson-zèbre avec une injection de lipopolysaccharide

Dans cet article, nous démontrons une méthode pour la manipulation de l'expression des gènes dans les cellules ventriculaires du télencéphale de poisson zèbre adulte en utilisant des oligonucléotides antisens morpholino. Nous présentons aussi un protocole efficace et rapide qui peut être utilisé pour des études fonctionnelles dans le cerveau des vertébrés adultes cette méthode.

Micromanipulation de l&#39;expression génique dans le cerveau de poisson zèbre adulte en utilisant microinjection Cerebroventricular d&#39;oligonucléotides Morpholino

Microinjection des embryons de poisson-zèbre et des larves est une technique cruciale mais difficile utilisée dans de nombreux modèles de poisson-zèbre. Nous présentons ici une gamme d’outils de micro-échelle pour aider à la stabilisation et l’orientation du poisson-zèbre pour microinjection et l’imagerie.

Microstructurées dispositifs pour Microinjection optimisée et l’imagerie des larves de poisson zèbre

Nous présentons ici un protocole pour le développement et la caractérisation d’un modèle d’épilepsie du poisson-zèbre résultant de l’inhibition transitoire du gène DEPDC5.

Analyse comportementale et physiologique dans un modèle d’épilepsie de poisson-zèbre

Le présent protocole décrit l’injection intracérébroventriculaire (ICV) de poissons zèbres adultes avec de la 6-hydroxydopamine neurotoxique (6-OHDA) au niveau du diencéphale ventral (Dn) et l’évaluation de la déficience et de la récupération ultérieure du comportement de nage après la llésion à l’aide du test en cuve ouverte, qui est accompagné d’une analyse à l’aide d’un logiciel de suivi vidéo.

Évaluation locomotrice du modèle de la maladie de Parkinson à base de poisson zèbre adulte induit par la 6-hydroxydopamine

Ce protocole démontre la micro-injection de lipopolysaccharide dans la région ventriculaire du cerveau dans un modèle larvaire de poisson zèbre pour étudier la réponse neuroinflammatoire et la neurotoxicité qui en résultent.

Microinjections ventriculaires cérébrales de lipopolysaccharide dans des larves de poisson-zèbre pour évaluer la neuroinflammation et la neurotoxicité

Nous faisons la démonstration d’une méthode qui tire parti de la microscopie confocale à balayage rapide pour effectuer une imagerie en direct des cellules microgliales dans le tectum optique du poisson-zèbre en développement, permettant ainsi l’analyse de la dynamique de ces cellules in vivo.

Imagerie en direct et caractérisation de la dynamique de la microglie chez l’embryon de poisson-zèbre

Les RASopathies sont des syndromes génétiques multisystémiques causés par l’hyperactivation de la voie RAS-MAPK. Des variants potentiellement pathogènes en attente de validation émergent en permanence alors que de mauvaises preuves précliniques limitent le traitement. Ici, nous décrivons notre protocole in vivo pour tester et valider les niveaux d’activation ERK associés à RASopathy et sa modulation pharmacologique au cours de l’embryogenèse par imagerie FRET en direct chez le poisson-zèbre...

Un protocole efficace pour évaluer la modulation de l’activité ERK dans des modèles précoces de poisson zèbre du syndrome de Noonan via la microscopie FRET en direct et l’immunofluorescence

International Institute of Molecular Mechanisms and Machines, IMol, Polish Academy of Sciences.  Pour modéliser comment les signaux inflammatoires influencent le neurodéveloppement chez des organismes génétiquement sensibles, nous présentons un protocole pour microinjecter l’IL-6 dans le canal de Cuvier (veine cardinale commune) des larves de poisson-zèbre, permettant une induction contrôlée de l’inflammation et une évaluation de son impact développemental dans le contexte du complexe de la sclérose tubéreuse (TSC).

Microinjection d’interleukine-6 dans le sang des larves de sous-zèbre TSC pour étudier les comportements similaires à des troubles neuropsychiatriques

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