טכניקת הפוטו-המרה לחקר דינמיקה של תאים דלקתיים בגלמי חרקים

Abstract

מקור: Weavers, H. et al., Long-term In Vivo Tracking of Inflammatory Cell Dynamics in Drosophila Pupae.J. Vis. Exp. (2018)

הסרטון מדגים את השימוש בפוטו-המרה לחקר דינמיקה של תאים דלקתיים בגלמים של דרוזופילה. המוציטים ירוקים נמשכים לאפיתל הפגוע, ואחריו הגירה רחוקה. Photoconversion מעביר המוציטים מסוימים מירוק לאדום, ומקל על מעקב התנועה שלהם.

Protocol

פרוטוקול זה מורכב מארבעה שלבים עוקבים עיקריים: (1) הכנת מלאי דרוזופילה והיערכות של גלמי דרוזופילה, (2) דיסקציה והרכבה של גולמים, (3) פציעה של גולם, (4) הדמיה קונפוקלית בהילוך מהיר in vivo.

1. הכנת מניות דרוזופילה ובימוי הגלמים

1. השג מלאי דרוזופילה מתאים (ראה מבוא וטבלת חומרים).
2. לאסוף זבובים בוגרים צעירים ובריאים של הגנוטיפ המתאים.
   1. בחר זבובים בוגרים באמצעות רפידות גז פחמן דו חמצני כדי להרדים את הזבובים לזמן קצר ומברשת צבע עדינה כדי להעביר זבובים מהגנוטיפ או המין המתאים לבקבוקון איסוף.
   2. הוסיפו 20 נקבות בתולות ו-20 זכרים לכל בקבוקון המכיל מצע מזון זבובים סטנדרטי (תערובת קמח תירס-מולסה-אגר, ראו טבלת חומרים) בתוספת שמרים.
3. לייצור אופטימלי של הגולם, העבירו את הזבובים הבוגרים מדי יום למזון חדש בבקבוקונים טריים, תוך שמירה על טמפרטורה של 25°C.
   הערה: אם מערכת רצף ההפעלה Gal4-upstream (Gal4-UAS) משמשת להנעת ביטוי גנים ספציפיים לשושלת, יש לבצע את כל השלבים בטמפרטורה של 25°C ומעלה, מכיוון שמערכת Gal4-UAS רגישה לטמפרטורה.
4. 18 שעות לפני פגישת ההדמיה המתוזמנת, בחרו לפחות 10 גלמים לבנים חדשים שנוצרו (איור 1A) מהבקבוקונים (כלומר 0 שעות לאחר היווצרות הבובות, APF) באמצעות מלקחיים או מברשת צבע עדינה כדי לעקור גלמים משטח הבקבוקון הפנימי ולהעביר גלמים בזהירות לצד של בקבוקון פלסטיק ריק ונקי.
   הערה: זחלי אינסטאר נודדים 3^זוחלים כלפי מעלה מתוך מדיום המזון כדי לעבור גור; הגלמים הלבנים החדשים שנוצרו מזוהים בקלות מכיוון שיש להם ספירקלים קדמיים קטועים והם נייחים (בניגוד לזחלי כוכב³). הקוטיקולה הופכת ל"גולם" (מקרה הגולם) שהוא בתחילה רך ולבן. יש להקפיד להימנע מפגיעה בגלמים, שכן הדבר עלול להוביל לא רק לתגובה דלקתית בלתי רצויה הנגרמת מפציעה, אלא גם לעיכוב התפתחותי משמעותי.
5. גיל הגלמים שנבחרו לשלב ההתפתחותי המתאים (18 שעות APF ייתן תוצאות אופטימליות) בבקבוקון ב 25 ° C.
   הערה: ככל שהגלמים מתפתחים, מארז הגלמים יהפוך בהדרגה כהה ושביר יותר.
6. הכינו ריאגנטים אחרים לשלב הבא מבעוד מועד. להכנת דבק הפטן, שלבו סרט דו-צדדי מגולגל באורך 20 ס"מ עם הפטן באורך 20 מ"ל בצינור צנטריפוגה של 50 מ"ל, אטמו עם סרט הפרפין והתנדנדו בטמפרטורת החדר למשך הלילה על הספסל.

2. הכנה ודיסקציה של גלמי דרוזופילה

1. מעבירים את גלמי הדרוזופילה המבוימים לחתיכת סרט דביק דו-צדדי המורכב על מגלשת זכוכית. מקמו את הגלמים כך שהצד הגחוני יהיה דבוק היטב לסרט והצד הגבי יפנה כלפי מעלה (איור 1B).
   הערה: החלק הקדמי של הגולם, יהיה ניתן לזיהוי משתי הספירקלים הבולטים מהקצה הקדמי של מארז הגולם.
2. הסירו בזהירות גלמים ממעטפת הבובות המגינות שלהם תחת מיקרוסקופ דיסקציה בהיר באמצעות מלקחיים ומיקרו-מספריים (איור 1B-D).
   1. בתחילה, בצעו חתך באזור הקדמי ביותר של הבובה באמצעות המלקחיים (איור 1B). ודא שמקרה הגולם באזור זה חלול ונטול רקמת גולם מכיוון שהגלמים יתכווצו בתוך המארז במהלך התפתחות הגולם המוקדמת.
   2. לאחר החתך הראשוני הזה, קרעו או חתכו בזהירות את מארז הגלמים בכיוון קדמי-אחורי באמצעות מלקחיים או מיקרו-מספריים (איור 1C) עד שהגולם יהיה חופשי לחלוטין מהמעטפת הפריכה החומה והאטומה (איור 1D).
      הערה: הגלמים בשלב זה שבירים מאוד ויש להקפיד להימנע מניקוב משטח הגולם; הניקוב ברור מכיוון שהמולימפה דולפת במהירות מאתר הניקוב. גלמים עם נקבים, קטנים ככל שיהיו, יש להשליך.
3. הרכיבו את הגלמים בכלי עם תחתית זכוכית באמצעות דבק הפטן.
   1. השתמש בקצה פיפטה של 20 מ"ל כדי להניח טיפה של 10 מ"ל של דבק הפטן מוכן מראש (ראה סעיף 1.6 לעיל) בשורה על צלחת עם תחתית זכוכית.
   2. אפשרו לדבק להתייבש במשך 5 שניות לפני שהעבירו בזהירות את הגלמים המנותחים אל דבק הפטן באמצעות מלקחיים (איור 1E).
   3. כדי להקל על הפציעה וההדמיה, סדרו את הגלמים בשורה; כ -5 גלמים מוצעים, אך יותר יהיה ניתן לנהל עם ניסיון.
      הערה: השימוש בדבק הפטן מומלץ בעת שימוש במערכות הדמיה זקופות אך אינו הכרחי בעת שימוש במערכת הפוכה. אם הדבק יוצר סטיות אופטיות במהלך ההדמיה, ניתן להניח את הגלמים ישירות על זכוכית הכיסוי במקום זאת – ההיצמדות הטבעית בין רקמת הגולם לזכוכית תספיק ברוב המקרים להדמיה יציבה, כל עוד ננקטת זהירות בעת העברת צלחת ההדמיה בין מיקרוסקופים.
4. לקבלת התוצאות הטובות ביותר, הרכיבו את הגלמים כך שהכנף תהיה שטוחה על זכוכית הכיסוי, כאשר רוב שטח הכנף נמצא במגע ישיר עם זכוכית הכיסוי (איור 1F). גלגלו את הגלמים באמצעות מלקחיים כדי לשנות את מיקומם כדי לוודא שהכנף מותקנת כראוי.
5. כדי למנוע התייבשות הדגימה במהלך תקופת ההדמיה, הוסיפו פיסת נייר סינון סופג ספוג ספוג במים מזוקקים לצד הצלחת בעלת תחתית הזכוכית בסוף ההרכבה, תוך זהירות שלא להפריע לגלמים (איור 1E). מכסים את המנה במכסה.
   הערה: הגלמים מוכנים כעת לפציעה ולהדמיה.

3. פציעה בלייזר של כנפי דרוזופילה גולם

1. העבירו את צלחת תחתית הזכוכית המכילה את הגלמים המורכבים למיקרוסקופ רחב שדה המצויד במערכת אבלציה בלייזר.
   1. השתמש בלייזר אבלציה מקורר חנקן מקורר אוויר בפולסים המכוונן ל- 435 ננומטר - ראה טבלת חומרים לקבלת פרטים; אורך הגל המדויק של האור המשמש להארה נבחר על ידי המשתמש באמצעות תא צבע מתאים.
2. באמצעות אופטיקה של שדה בהיר, התאימו את פקדי שלב המיקרוסקופ כדי לאתר את כנף הגולם של הגולם, הראשון שנפגע (איור 1F).
3. לקבלת תוצאות מיטביות, יש להשתמש בעדשה אובייקטיבית עם טבילת שמן 40X או 63X הן עבור ההדמיה והן עבור אבלציה בלייזר; ודא שנוזל הטבילה המשמש (שמן או גליצרול) עקבי בין מערכות אבלציה והדמיה. כוונן את המיקרוסקופ כך שיתמקד במישור אפיתל כנף הגלמים הקרוב ביותר לכיסוי הזכוכית (כלומר, התמקד באזור האפיתל שנפגע) באמצעות ידית בקרת המיקוד העדינה.
4. באמצעות התאמות שלב המיקרוסקופ, מקם את כנף הגולם, כך שהאזור הנפגע מיושר ישירות עם אזור המטרה הידוע של לייזר האבלציה.
5. השתמש בשקופית מנחת צפיפות אנרגיה המותאמת למיקרוסקופ כדי להתאים ידנית את רמת ההספק של אור האבלציה.
   הערה: מחוון המנחת כולל עצירות לחיצה ופסיקות כדי לזהות את רמת ההנחתה היחסית ולהתיר שימוש בקביעות הניתנות לשחזור.
6. באמצעות בקרת הדק ידנית חיצונית, הפעל את לייזר האבלציה באמצעות לחיצה קצרה אחת על ההדק כדי ליצור פצע. בדוק את המראה של בועת האוויר הארעית באתר האבלציה מכיוון שהפציעה בדרך כלל תלווה בה. בדוק אם הפציעה הנגרמת על ידי לייזר הצליחה באמצעות מסננים פלואורסצנטיים מתאימים כדי לדמיין את אפיתל הגולם.
   הערה: יש להקפיד להימנע מחשיפה מקרית לקרני הלייזר מכיוון שהשתקפויות הקרן עלולות לגרום לנזק חמור לעין או לעור.
7. אם הפציעה אינה מצליחה, שנה את מישור המוקד (הזזת מוקד המיקרוסקופ מעט מעל או מתחת לרמת המוקד הנוכחית) וחזור על הלחיצה היחידה על הדק האבלציה. לחלופין, הגדל בהדרגה את עוצמת הלייזר באמצעות מגלשת המנחת עד להשגת גודל הפצע הרצוי.
8. כדי לשנות את קצב החזרה של פולס לייזר אבלציה, השתמש בידית קצב החזרה בלוח הבקרה האחורי (המשנה את הקצב מפחות מפעימה אחת לשנייה עד 60 הרץ). לפציעה אופטימלית, הגדר את קצב החזרה על הדופק ל -40 הרץ.
9. כדי ליצור פצעים בגדלים שונים, השתמש בשקופית מנחת צפיפות האנרגיה כדי לכוונן ידנית את רמת העוצמה של נורת האבלציה.
10. הימנעו מלפצוע את כל הגלמים הרכובים והשתמשו בגלמים אלה שאינם מובטלים כאמצעי בקרה שלא נפגעו.
11. לקבלת תוצאות עקביות, יישר מחדש באופן קבוע את מערכת האבלציה (באמצעות מדריך ההפעלה הרלוונטי). כמו כן, נקו ומלאו מחדש את תא תהודה הצבע השולט באורך הגל של פלט הלייזר.

4. ב- Vivo דימות קונפוקלי בהילוך מהיר

1. העבר במהירות את צלחת תחתית הזכוכית למיקרוסקופ מתאים להדמיית קיטועי זמן.
   הערה: לקבלת תוצאות מיטביות, השתמש במיקרוסקופ קונפוקלי או דיסק מסתובב בעל מפרט גבוה המצויד בגלאים רגישים שיכולים לזהות הן חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) והן פלואורופורים mCherry.
2. כדי לצלם את כל כנף הגולם, השתמשו בעדשה אובייקטיבית בהגדלה נמוכה (למשל 20X) (איור 2A). כדי לדמות תיקון פצע ואת התגובה הדלקתית הנלווית אליו ברזולוציה מרחבית גבוהה, השתמשו בעדשות האובייקטיביות טבילת שמן 40X (NA 1.3) או 63X (NA 1.4) (ראו תמונות מייצגות באיור 2B-D).
3. פתח את תוכנת לכידת התמונה המתאימה המשויכת למיקרוסקופ.
4. באמצעות תוכנת לכידת התמונה, הפעל את הלייזרים המתאימים, למשל לייזרים של 488 ננומטר ו- 561 ננומטר כדי להמחיש פלואורופורים של GFP ו- mCherry, בהתאמה (על ידי לחיצה על התיבות הרלוונטיות) והתאם את עוצמת הלייזר ואת הגדרות הרווח/היסט כדי לתת אות פלואורסצנטי מספיק תוך הימנעות מרוויה של פיקסלים; השתמש בעוצמת הלייזר הנמוכה ביותר האפשרית (בטווח 5 - 20%) כדי למזער הלבנה ופוטוטוקסיות.
5. כדי ללכוד הן את אפיתל התיקון והן את גיוס התאים הדלקתיים, הגדר את המיקרוסקופ להקליט מחסנית z באמצעות ידיות התאמת המיקוד העדינות בלוח הבקרה; לקבלת תוצאות מיטביות, הגדר את התוכנה (באמצעות לחיצות כפתור ידניות) להקליט פרוסות z דרך כנף הגולם (מינימום כל 3 מ"מ), מראש האפיתל הפגוע ועד לחלל החוץ תאי שמתחתיו (המכיל המוציטים נודדים) כדי להשיג ערימת z גדולה (בטווח של 50 - 100 מ"מ).
6. להדמיית קיטועי זמן, הקלט ערימות z במרווחי זמן קבועים (מינימום כל 30 שניות) למשך שעה אחת לפחות לאחר הפציעה.
   הערה: מרווח הזמן המדויק בין ערימות z שנבחרו מייצג פשרה בין לכידת הדינמיקה התאית המשתנה במהירות לבין הימנעות מהלבנת תמונות של הדגימות.
7. כדי לצלם בו-זמנית גלמים מרובים (כולל בקרות לא פצועות ללא אבלאט), השתמש בשלב ממונע (מחובר למיקרוסקופ) ובתכונת הרכישה מרובת המיקומים הזמינה בתוכנת ההדמיה. הגדר ידנית את המיקום של כל גולם בתוך התוכנה באמצעות ידיות בקרת מיקום הבמה ולאחר מכן הגדר באופן ידני את גבולות מחסנית z המתאימים (למעלה ולמטה) עבור כל גולם.
8. הצג באופן חזותי תמונות עם קיטועי זמן במהלך לכידת התמונה או מאוחר יותר באמצעות תוכנה מיוחדת לניתוח תמונות (כגון ImageJ) באמצעות הקרנות z-stack או עיבוד תלת-ממדי. לדוגמה, כדי לעקוב אחר תנועותיהם של המוציטים בודדים (כמו באיור 2C' ו-D'), עקבו אחר גרעיני המוציטים באמצעות תוספי ImageJ בגישה פתוחה "TrackMate" או "מעקב ידני" (שיטות שפורסמו ב).
9. השתמש בבדיקות פוטו-המרה (כגון Kaede) כדי לבצע פוטו-המרה סלקטיבית ולתייג תת-קבוצה של תאי אפיתל או תאי חיסון במהלך ההדמיה.
   1. פתח מודולים מתאימים בתוך תוכנת ההדמיה כדי לבצע את המרת האור (כגון שחזור פלואורסצנטי לאחר הלבנה (FRAP), ושחזור פלואורסצנטי לאחר מודול הלבנת פוטו) והפעל את לייזר 405nm (על ידי לחיצה בתיבת התוכנה הרלוונטית).
   2. בחר תאים להמרה בתוכנת FRAP באמצעות כלי הבחירה הריבועית, המעגלית או היד החופשית. בתוך תוכנת FRAP, הגדר את מסלול הזמן להמרת אור (הלבנה) לאיטרציה/מסגרת יחידה והגדר את הלייזר 405 ננומטר בעוצמת לייזר של 20%. לחץ ידנית על התחל את הניסוי כדי לבצע המרת תמונות.
   3. צא ממודול FRAP (לחץ על סגור) וחזור למסך ההדמיה המקורי בתוך התוכנה; השתמש בלייזרים של 488 ננומטר ו- 561 ננומטר כדי לצלם את ההתנהגות של תאים שהומרו לאור ותאים שאינם מומרים לאור על-ידי הגדרת מחסנית z והקלטת קיטועי זמן כמפורט לעיל.
      הערה: גשושיות פוטו-המרה נשארות יציבות במשך שעות רבות לאחר ההמרה הראשונית, מה שמאפשר לעקוב אחר התנהגות התאים המומרים לאורך זמן (במשך 5 שעות לפחות). לדוגמה, תאים דלקתיים בפצע יכולים לעבור פוטומירה סלקטיבית (איור 2F) ולעקוב אחר התנהגותם כשהם נפתרים מאזור הפציעה (איור 2G ו-H).

Results

איור 1: הכנת דרוזופילה לגלמים לצורך פציעה והדמיה חיה. (A) גלמים לבנים של דרוזופילה שנאספו ב-0 שעות APF, כאשר הקצה הקדמי מסומן על ידי נספחי נשימה קטועים (ספירקלים). (B) לאחר העלאת גלמים לבנים של APF 0h במשך 18 שעות בטמפרטורה של 25°C, הבובה נראית חומה. דיסקציה של מקרה הגולם צריכה להתחיל באזור הקדמי ביותר (חץ), המסומן על ידי הספירקלים הקטועים מכיוון שה...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
מניות דרוזופילה
E-cadherin המתויג בכל מקום ב-GFP; Ubi-p63E-shg.GFP; (כ"ר)	מרכז קיוטו סטוק, DGRC	#109007	רצפי מקדם Ubi-p63E מניעים את הביטוי של דרוזופילה E-cadherin (רובה ציד) המתויג בקצה מסוף C עם GFP.
E-cadherin המתויג בכל מקום ב-GFP; Ubi-p63E-shg.GFP (III)	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	#58742	רצפי מקדם Ubi-p63E מניעים את הביטוי של דרוזופילה E-cadherin (רובה ציד) המתויג בקצה מסוף C עם GFP.
Moesin P{sGMCA}3.1 בכל מקום עם תג GFP	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	#59023	מקדם / משפר sqh המבוטא בכל מקום מניע ביטוי של קטע של Moesin (הכולל את רצפי הקישור של אקטין המתויג ב- GFPS65T.
נהג נחש ספציפי להמוציטים-Gal4 ; srp-Gal4;	נוצר על ידי קטיה ברוקנר	נוצר על ידי קטיה ברוקנר	הביטוי של Scer\GAL4 המאוחה לזנב פוליA נשלט על ידי 2 רצפים גנומיים ממעלה הזרם של נחש דרוזופילה. Ref: Brückner, K., Kockel, L., Duchek, P., Luque, C.M., Rørth, P., Perrimon, N. קולטן PDGF/VEGF שולט בהישרדות תאי הדם בדרוזופילה. תא פיתוח. 7 (1), 73–84, doi: 10.1016/j.devcel.2004.06.007 (2004).
כטב"ם-גרעיניRFP w1118;; P{UAS-RedStinger}6	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	#8545 או #8547	רצפי תקינה של כטב"מים מניעים ביטוי של צורת DsRed.T4 של RFP המתוייגת בקצה מסוף C עם אות לוקליזציה גרעיני
UAS-cytoplasmicGFP ;; P{UAS-GFP. S65T}	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	מניות מרובות זמינות (למשל #1522)	ביטוי של גרסת S65T של GFP על ידי רצפים רגולטוריים של כטב"מים; גרסת S65T מציגה בהירות מוגברת.
UAS-photoconvertibleKaede w1118;; P{UAS-Kaede.A}3	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	#26161	חלבון Kaede פולט פלואורסצנטיות ירוקה בהירה לאחר סינתזה, אך משתנה ביעילות לפלואורסצנטיות אדומה יציבה בהירה על קרינה עם UV.
דלעת ספגטי מתויגת GFP w1118;; P{sqh-GFP.RLC}	Bloomington Drosophila Stock Centre (אונ' אינדיאנה)	#57145	אזור הקידוד sqh, המתויג בקצה מסוף C בתג T:Avic\GFPS65T, מבוטא תחת שליטתו של מקדם sqh הטבעי.
חומרים למצע מזון זבובים			מצע מזון זבובים נעשה על פי נהלים סטנדרטיים (ראה Greenspan, R. 1997. דחיפת זבובים: התיאוריה והפרקטיקה של גנטיקה דרוזופילה. הוצאת קולד ספרינג הארבור. 1-191 עמ')
תירס	Wild Oats, בריסטול, בריטניה (או ספק מקביל)	צור קשר ישיר עם הספק	אורגני
קמח סויה	Wild Oats, בריסטול, בריטניה (או ספק מקביל)	צור קשר ישיר עם הספק	אורגני
תמצית לתת	Wild Oats, בריסטול, בריטניה (או ספק מקביל)	צור קשר ישיר עם הספק	אורגני
דבשה	Wild Oats, בריסטול, בריטניה (או ספק מקביל)	צור קשר ישיר עם הספק	אורגני
דיפקו אגר	BD Biosciences, פישר סיינטיפיק	DF0142-15-2	להכנת מזון זבובים
חומצה פרופיונית	סיגמא	402907	להכנת מזון זבובים
ניפאגן	סיגמא	79721	להכנת מזון זבובים
שמרי אפייה מיובשים	Redstar, Dutscher Scientific, בריטניה בע"מ	Redstar, Dutscher Scientific, בריטניה בע"מ	להכנת מזון זבובים
הכנת דוגמאות והרכבה
פארפילם	סיגמא	P7793-1EA	להכנת דבק הפטאן
מברשת צבע סייבל עדינה	דאלר-רוני (או שווה ערך)	#0 או 1
מלקחיים	פישר סיינטיפיק (או כלים מדעיים משובחים)	NC9404145	דומונט #5
כלים עם תחתית זכוכית להדמיה	מאטק	P35G-0-10-C	אנו ממליצים להשתמש בצלחות פטרי 35 מ"מ, עם מיקרווול 10 מ"מ לפחות, זכוכית כיסוי 0.085-0.13 מ"מ, ללא ציפוי. צלחות עם מיקרו-בארות גדולות יותר יאפשרו להרכיב מספר גדל והולך של גלמים ולצלם אותם בניסוי יחיד.
הפטאן	סיגמא	51730-5ML	להכנת דבק הפטאן
סרט דביק דו-צדדי (למשל סקוטש)	אגר סיינטיפיק	AGG263	להכנת דבק הפטאן
שפופרת 50 מ"ל (לדבק הפטן)	צינורות בז של פישר סיינטיפיק	14-432-22	להכנת דבק הפטאן
שקופיות מיקרוסקופ זכוכית	אגר סיינטיפיק	AGL4244	לדיסקציה של גלמי דרוזופילה
ניתוח מיקרוסקופ סטריאו עם שדה בהיר	לייקה (או שווה ערך)	M50	לדיסקציה של גלמי דרוזופילה
מיקרומספריים	נמל התעופה הבינלאומי ג'ון וייס	103123	מספריים מחקר מיניאטורי (ישר)
אבלציה והדמיה בלייזר
לייזר אבלציה Nitogen	ספקטרה-פיזיקה (או שווה ערך לאנדור)	דגם VSL-337ND-S	במקרה של פציעה, זה צריך להיות מחובר למערכת הדמיה שדה רחב
מיקרוסקופ סריקת לייזר קונפוקלי מולטי-לייזר (CLSM)	לייקה (או שווה ערך)	TCS AOBS SP8 או SP5-II מחובר למיקרוסקופ אפיפלואורסצנטי הפוך של Leica DMi8 (או שווה ערך)	אידיאלי כולל במה ממונעת לסריקה מרובת אתרים ו'פסיפס', בתוספת גלאי GaAsP 'היברידיים' (המציעים רגישות רבה יותר והגברת אות נמוך)
תא סביבתי	שירותי הדמיית חיים (או שווה ערך)	"מערכת בקרת טמפרטורה במיקרוסקופ"	מחובר למיקרוסקופ קונפוקלי לבקרת טמפרטורה במהלך הדמיה
תוכנה לניתוח תמונות
מודול תוכנת FRAP	לייקה (או שווה ערך)	מודול תוכנה CLSM FRAP	לביצוע פוטו-המרה של פלואורופורים הניתנים להמרה כגון Kaede
ImageJ (תוכנה לניתוח תמונות)	המכונים הלאומיים לבריאות (NIH)	https://imagej.nih.gov/ij/	שניידר, C.A., Rasband, W.S., Eliceiri, K.W. "NIH Image to ImageJ: 25 שנים של ניתוח תמונה". שיטות טבע 9, 671-675, 2012.
תוסף ImageJ "מעקב ידני"	המכונים הלאומיים לבריאות (NIH)	https://imagej.net/Manual_Tracking
תוסף ImageJ "TrackMate"	ImageJ, NIH	https://imagej.net/TrackMate	Tinevez, JY.; Perry, N. & Schindelin, J. et al. (2016), "TrackMate: פלטפורמה פתוחה וניתנת להרחבה למעקב אחר חלקיק יחיד.", שיטות 115: 80-90, PMID 27713081
Volocity (תוכנת הדמיה תלת מימדית בעלת ביצועים גבוהים)	פרקין אלמר	וולוסיטי 6.3	לניתוח תמונות
IMARIS (תוכנה לניתוח תמונות)	ביטפליין	IMARIS לביולוגים של התא	לניתוח תמונות