מאמר שיטה

טכניקות לעיני עיבוד השתלה תותבת רשתית לניתוח Histopathological מרוכזות

21.3K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/50411

⸱

2 באוגוסט 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Bionics Institute, 2Department of Anatomical Pathology, St Vincent's Hospital Melbourne, 3Department of Pathology, University of Melbourne, 4Medical Bionics Department, University of Melbourne

במאמר זה

סיכום

טכניקות להדמית cytoarchitecture רשתית ישירות בסמוך לאלקטרודות בודדות בתוך ממריץ רשתית.

תקציר

עם ההתפתחות האחרונה של תותבות ברשתית, חשוב לפתח טכניקות אמינות להערכת הבטיחות של מכשירים אלה במחקרים פרה. עם זאת, הקיבוע סטנדרטי, הכנה, והליכי היסטולוגיה אוטומטיים הם לא אידיאליים. כאן אנו מתארים נהלים חדשים להערכת סיכון של הבריאות של הרשתית ישירות הסמוכה לשתל. פרוטזות רשתית כוללות מערכי אלקטרודה במגע עם רקמות העין. שיטות קודמות לא הצליחו מרחבית למקם את רקמת העין הסמוכה לאלקטרודות בודדות בתוך המערך. בנוסף, עיבוד היסטולוגית סטנדרטי לעתים קרובות תוצאות ניתוק artifactual ברוטו של שכבות הרשתית בעת הערכת עיניים מושתלות. כתוצאה מכך, זה כבר קשה להעריך נזק מקומי, אם קיים, שנגרם על ידי השתלה וגירוי של מערך האלקטרודה מושתל. לכן, פיתחנו שיטה לזיהוי ואיתור רקמות העין הסמוכות לדואר מושתלlectrodes באמצעות ערכה (בצבעים) צבע סימון, ואנחנו שונה טכניקת קיבוע העין כדי למזער את היפרדות רשתית artifactual. שיטה זו גם הפכה את לובן העין שקופה, המאפשרת ללוקליזציה של אלקטרודות בודדות וחלקים ספציפיים של שתל. לבסוף, השתמשנו בביקורת מותאמת כדי להגדיל את כוחו של הערכות histopathological. לסיכום, שיטה זו מאפשרת אפליה אמינה ויעילה והערכה של cytoarchitecture הרשתית בעין מושתל.

מבוא

פרוטזות רשתית עשויות להפוך בקרוב התערבויות קליניות שימושיות לטיפול בצורות שונות של אובדן ראייה חמור. בתנאים מסוימים, כגון רטיניטיס פיגמנטוזה (RP), מביאים לניוון הנרחב של קולטני האור בעיניים, אלו הם תאי אחראי transducing אור לאותות עצביים. עם זאת, כמה תאים בשכבות אחרות של הרשתית יישארו והם יעדים פוטנציאליים לגירוי חשמלי עם 1 תותב רשתית. תוצאות מוקדמות של ניסויים קליניים בבני אדם כבר מבטיחות למערכי אלקטרודה המושתלים ב2,3 epiretinal, subretinal 4,5, וintrascleral 6 מקומות. מכשירים אלו עשויים מחומרים שונים עם צורות שונות, אך כולם משתמשים בפולסים חשמליים כדי להפעיל את הנוירונים קיימא הנותרים של הרשתית על מנת ליצור תפיסות חזותיות.

הקבוצה הגדולה יותר שלנו (Bionic החזון אוסטרליה) פיתחה שתל רשתית שיש Progressed למחקר פיילוט קליני עם 3 חולי RP מושתלים אלקטרודה עם מערכי suprachoroidal (מספר ניסויים קליני: NCT01603576). איור 1 א מציג תותב רשתית אב טיפוס suprachoroidal זה.

בטיחות מטופל היא בעל חשיבות עליונה במחקרים קליניים, ולכן, לפני תחילת ניסויים בבני אדם, ביצענו בדיקות אקוטיות וכרוניות נרחבות במודלים פרה (איור 1). הערכות histopathological היו חיוניות כדי לחדד את ההליכים כירורגיים, לחזר דרך עיצוב אלקטרודה, וסופו של דבר לקבוע את הבטיחות של השתל. כדי לשמור על זרימת עבודה יעילה השתלבה עם שיטות פתולוגיה קליניות סטנדרטיות, טכניקת הטבעת פרפין הועסקה. גם זה היה רצוי לנצל הליכים מכתים השוואה לסטנדרטים קליניים, כגון haematoxylin ו eosin (H & E), שמתפרשים בקלות על ידי פתולוגים. גם אנחנו רוצים טכניקה שיכולה להיות מותאמות לניתוחי immunohistochemical, בעל מנת להקל עוד יותר הערכה תאית של הרקמות.

Biocompatibility של חומרי השתל, והבטיחות של גירוי חשמלי כרוני, צריך להיות מוערך בזהירות. זה חשוב להיות מסוגל לבחון histopathology של רקמת העין הסמוכה לאלקטרודות גירוי הבודדות בתוך המערך. עם זאת, את המערכים יש לסלקו קודם לעיבוד הדגימות, כדי שיוכלו להיבחן, ובגלל שהרכיבים המתכתיים שלהם לא היו יכולים להיות בקלות מחולק. כתוצאה מכך, הכנת הרקמה ומבוססת שלנו לא התירה לוקליזציה ומיפוי של רקמה ביחס לאלקטרודות המושתלות 7. בנוסף לחוסר שיטת לוקליזציה רקמות, הקיבעון מבוסס פורמלדהיד הסטנדרטי וטכניקות עיבוד הביאו לממצאים נרחבים וניתוק של רשתית עקב להצטמקות ההפרש של השכבות השונות של העין (איור 2). בשל אי - ההומוגניות של tהוא הרשתית, היה קשה לעשות השוואות תקפות עם רקמת שליטה, במיוחד עבור מדידות כמותיות. מגבלות אלה בשילוב מסובכת הערכות מדויקות של נזק האפשרי שנגרם על ידי המערכים המושתלים שלנו.

כאן אנו מציגים טכניקות חדשניות להתגברות על מגבלות אלה. יש לנו שונה טכניקות קיבעון ועיבוד מיוחדות עיניים 8-10 כדי לשמור על תאימות עם היסטולוגיה המבוססת על הנפט. יש לנו שונה וכתמים היסטולוגית immunohistochemical רגילים לתת תוצאות דומות, המבוסס על משוב מפתולוגים קליניים. לאחר בצוע שקוף רקמת scleral, צבע קוד צבע מבוסס הועסק כדי לסמן את רקמת העין הצמודה לכל אלקטרודה בודדות, לפני הסרת המערך ממרחב suprachoroidal. על ידי סימון מערך האלקטרודה ואתרי אלקטרודה הבודדים, דגימות יכולה להיות שנאספו מדויקת מהאזורים סמוכים אלקטרודה. דגימות תאמו יכולה להיות שנאספו מההעין שליטה אלקטרונית על מנת להקל על השוואות pairwise.

פרוטוקול

1. Enucleation ולאחר קיבוע

פרוטוקול זה מבוסס על ההנחה כי הנושא כבר מושתל באופן חד צדדי עם מערך אלקטרודות suprachoroidal.

  1. פתרונות postfix להכין בבקבוקי זכוכית שוט.
    1. הפתרון מקבע של דוידסון, 2x 100 מ"ל
      • 2 מיליליטר פורמלין (37% פורמלדהיד)
      • חומצה אצטית קרחונים 10 מ"ל (99.7%)
      • 35 מ"ל אתנול (98%)
      • מים מזוקקים 53 מ"ל
    2. 50% אתנול, 2x 100 מ"ל
    3. 70% אתנול, 2x 100 מ"ל
  2. Transcardially perfuse נושא עם חמימים (37 מעלות צלזיוס) מלח heparinized ואחריו קר (4 מעלות צלזיוס) ניטראלי שנאגרו פורמלין (10%).
  3. לקשור את התפרים בימבוס מעולה (או מיקום שהוא רחוק ממערך suprachoroidal) של שתי העיניים - בקנה אחד עם שריר Rectus, לשמש כנקודת ציון.
  4. עיני Enucleate, שמירה על כל הפניות חיצוניות מהעין המושתלת.
  5. הנח EACשעות העין ב100 מ"ל של הפתרון מקבע של דוידסון ולהשאיר לפוסט לתקן בטמפרטורת חדר.
  6. לאחר 18-36 שעות במקבע של דוידסון, להעביר לאתנול 50% (טמפרטורת חדר) עבור 6 - 8 שעות, ולבסוף לאתנול 70% (טמפרטורת חדר).
  7. מקרר דגימות על 4 מעלות צלזיוס ובחנות עד לנתיחה.

גלובס עיניים תמימים והדחוס כבר מאוחסן באופן זה לתקופה של עד 3 חודשים, מבלי להשפיע לרעה על תוצאת היסטולוגיה.

2. זיהוי ומיפוי רקמות

פרוטוקול הקיבעון לעיל (שלב 1) הפך את לובן העין השקופה והמערך הוא כעת גלוי - לרבות באתרי אלקטרודה הבודדים (איור 3).

  1. הסר את העולם המושתל מאתנול ולקצץ משם בזהירות רקמה עודפת, כולל הלחמית והכמוסה של המחבר. חתוך עצב ראייה ל2 - 3 מ"מ אורך (איור 3 א).
  2. באמצעות צבע מרקין היסטולוגיתגרם תכנית, תווית את האלקטרודות עם קוד צבע מוגדר מראש, נזהרת שלא להכתים את הצבע.
  • אנחנו בחרנו חבילה זמינה מסחרי של צבע היסטולוגית מיוחד (ראה נספח). כמויות קטנות של הצבע יושמו בזהירות עם מברשת צבע קנס היטה (גודל Roymac 00) לרקמות ואפשרו לייבוש באוויר לתקופה של עד 5 דקות.
  • לענייננו, יש לנו נבחרו: ירוק לאלקטרודה הפעילה (ים) שהייתה (היו) מגורה מקסימאלי, ברמות suprathreshold, למשך תקופת המחקר; אדום עבור אלקטרודות פעילה אחרות; צהוב על האלקטרודות תשואת הקוטר גדולה יותר, ו כחול למדריכים ו / או סימנים למרחקים אנטומיים (איורים 3 ב ו 3 ג) נוספים.
  • ניסוי והטעייה חלקם עשויים להידרש כדי למצוא צבע שהוא יציב לאורך כל השלבים הבאים. לדוגמה, באיור 4, ניתן לראות שהצבע הירוק היה עמיד יותר מהצבע האדום. דילול הצבע ב 70% אתנול מסייע לשפר penet שומנים בדםמנה וציפוי רקמות.
  • זה שימושי לשרטט או לצלם את העולם הצבוע לשימוש עתידי.
  1. חזור אל 70% אתנול לייבש את הצבע.
  2. חזור על שלב 2.1 לגלובוס שליטת unimplanted.
  3. שימוש בתפרים מהשלב 1.3, ליישר את העין השליטה ועין המושתלת כזוג שיקוף.
  4. מניחים בתבנית סיליקון (עם אותם הממדים כמו המערך אלקטרודות) במיקום השיקוף על העין השליטה כמו השתל ממוקם בעין המושתלת (נ.ב. בלובן עין השקוף וסימוני הצבע מהשלב 2.2 לאפשר הדמיה מוכנה של מערך העמדה המושתלת ).
  5. בצע את השלבים 2.2 ו -2.3 לעין השליטה, כך שכל אתר האלקטרודה מושתל יש זוג שליטה במיקום אנטומית דומה (כלומר המראה המתאים שווה ערך).

3. נתיחה והטבעה

  1. הסר את מערך השתל מהעין ולהסיר את החלק הקדמי של העין(כולל קרנית, קשתית העין ועדשה). הסר את נוזל זגוגית העין מהכוס הנותרת (קאמרי אחורי).
  2. לנתח את העין המושתלת לרצועות יציגים מרובות (~ 2 מ"מ עובי) המכיל כל אחד מהם קבוצת משנה של אזורי הצבע המסומנים (איור 3D). שים לב שהנטייה של הרצועות צריכה להיות שנבחרה כדי לסייע בהערכת היבטים שונים של תגובת הרקמות לשתל 7.

זה שימושי, לשימוש עתידי, כדי להפוך את שיא של אזורי שצבע נמצאים בכל רצועה ומיקומים היחסיים שלהם (וצבעים).

  1. הנח את הרצועה על צדו לתוך בריכת רדודה של אגר הנוזלי (4%; 80 - 90 מעלות צלזיוס) עם הצד להיחתך פונה כלפי מטה ראשון (איור 3E).
  2. ברגע שאגר קבע, לחתוך סביב הדוגמא והמקום לקלטת רקמה נתמכת על ידי מוסיף קצף (איור 3F).
  3. חזור על שלבים 3.1-3.3 לעין השליטה - takטיפול ing לנתח בהתאמת מראה רצועות.
  4. לעבד את כל הקלטות באמצעות טכניקת עיבוד פרפין הסטנדרטי (אוטומטית לילה).
  5. שבץ רקמת מעובד בפרפין עם הצד להיות לחתוך כלפי מטה מול ראשון.

4. חיתוך וצביעה

  1. חותכים לקוביות פרפין 5 סעיפים המתייחסים באופן קבוע מיקרומטר לביאורים מהשלבים 2 ו -3.
  2. איסוף חלקים מכל אחד מאזורים הצבועים והר בשקופיות.

כעת ניתן להעריך את האזור מייד בסמוך לכל נקודה צבועה של לובן העין בביטחון שזה היה בקרבה הקרובה ביותר לאלקטרודה המקבילה במערך (איור 4).

  1. כתם או לבצע immunofluorescence המועדפים. כתמי דוגמה ואימונוהיסטוכימיה מוצגות באיור 5 הם: H &E; Luxol המהיר כחול (LFB); סגול cresyl; Trichrome הכחול של האסון; החומצה שיף התקופתי (PAS); כחול הפרוסים sta 'פרלסב; synthetase אנטי גלוטמין (GS); חלבון אנטי neurofilament (NF); חלבון אנטי גליה fibrillary חומצי (GFAP) ו4 ',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI).
  2. כתמים רגילים ומיוחדים בוצעו כמפורט:
    1. צביעת H & E בוצעה לפי הפרוטוקול המסופק על ידי לייקה multistainer אמבטיה מערך ST5020 (לייקה Biosystems).
    2. סגולה LFB וcresyl (שונה מ11):
      1. Dewax ב3 שינויים של קסילן (2 דקות 3x) ו -2 שינויים של אתנול (100%, 100%) (2x 1 דקות) ולשטוף במים ברז (45 שניות).
      2. סעיפי מימה עד 95% אתנול.
      3. מקום בפתרון LFB 11 ב 37 - 42 מעלות צלזיוס (לילה).
      4. יש לשטוף את עודפי כתם עם 70% אתנול.
      5. יש לשטוף במים מזוקקים.
      6. מקום ביתיום קרבונט לדלל (8%) (כמה שניות).
      7. להבדיל באתנול 70% (כמה שניות).
      8. יש לשטוף במים מזוקקים.
      9. חזור על צעדים ל4.4.2.6 4.4.2.8, במידת צורך, עד שבackground הוא חסר צבע.
      10. מקום בפתרון עובד אצטט סגול cresyl על 37 מעלות צלזיוס (10 דקות).
      11. אין לשטוף במים.
      12. ליבש ב3 שינויים של אלכוהול מוחלט (1x 30 שניות, 2x 20 שניות) ו3 שינויים של קסילן (1x דקות 30 שניות 1, 2x דקות 1).
      13. הר וcoverslip עם dpx.
    3. של אסון Trichrome הכחול (שונה מ11):
      1. Dewax לפי 4.4.2.1.
      2. להביא חלקים למים (2 דקות).
      3. כתם הגרעינים באמצעות ברזל haematoxylin של Weigert (2 דקות).
      4. לשטוף במים ברז, יש לשטוף במים מזוקקים.
      5. כתם בתמיסת fuchsin ארגמן חומצת Biebrich (5 דקות).
      6. יש לשטוף במים מזוקקים.
      7. להבדיל בחומצה phosphomolybdic-phosphotungstic עד קולגן הוא ורוד בהיר (6 דקות).
      8. יש לשטוף במים מזוקקים.
      9. Counterstain באנילין הכחול (1 דקות).
      10. לשטוף היטב ב1% חומצה אצטית (1 דקות).
      11. מייבשים, הר וcoverslip כעמ 'אה 4.4.2.12 ו4.4.2.13.
    4. PAS (שונה מ11):
      1. Dewax לפי 4.4.2.1.
      2. חמצן ב1% חומצה תקופתית (15 דקות).
      3. לשטוף במים זורמים ואז מים מזוקקים.
      4. כתם במגיב של שיף (15 דקות).
      5. לשטוף במים (5 דקות).
      6. Counterstain עם האריס haematoxylin דקות (1).
      7. בקצרה לשטוף במים ברז.
      8. להבדיל ב0.5% אלכוהול חומצה (מח"ש 1).
      9. לשטוף היטב במים ברז.
      10. הכחול במים ברזו של סקוט (1 דקות).
      11. לשטוף היטב במים.
      12. מייבשים, הר וcoverslip לפי 4.4.2.12 ו4.4.2.13.
    5. 'פרלס הפרוסי כתם כחול כפי שמתואר ב11.
  3. מכתים immunofluorescence בוצע כמפורט:
    1. Dewax לפי 4.4.2.1.
    2. יש לשטוף במים מזוקקים (2x 5 דקות).
    3. לבצע אחזור אנטיגן באמצעות 0.01% חיץ ציטרט, 6 pH ב 75 - 80 ° C (20 דקות)ד להתקרר ב0.01% פתרון חיץ ציטרט (20 דקות).
    4. סעיפים לשטוף בופר פוספט (PBS) (2x 5 דקות).
    5. Permeabilize קרום התא בפתרון חיץ לשטוף (10 דקות).
    6. דגירה בפתרון לחסום סרום (2 שעות).
    7. דגירה סעיפים בנוגדן ראשוני חד דילול במדלל נוגדנים (% serum/0.1 עז נורמלי טריטון X-100/PBS 10%) (הלילה במקרר). Titre של כל נוגדן ראשוני משמש מוצג בטבלה 1.
    8. לאחר דגירה הלילה, לשטוף את החלקים בפתרון חיץ לשטוף (3 דקות 5x). מנקודה זו ואילך, לשמור על חלקים בחושך.
    9. דגירה סעיפים בנוגדנים משני המקביל בtitre של 1:500 לזמן מסוים (ראה טבלת מס '1 לפרטים נוספים).
    10. לשטוף חלקים בפתרון חיץ לשטוף (5 דקות 3x).
    11. דגירה סעיפים בDAPI (1:25,000 / PBS) (30 דקות).
    12. לשטוף חלקים בפתרון חיץ לשטוף (5 דקות 3x).
    13. ההר וcoverslip באמצעות לזרוחתקשורת הרכבה NT.

דגימות בדיקה ודגימות בקרה מוכנות להשוואת pairwise.

תוצאות

איור 4 מראה סעיף נציג המתקבל מחיתוך המדגם המתואר באיור 3. הקטע נחתך בעובי 5 מיקרומטר ומוכתם עם H & E על פי הפרוטוקולים שתוארו לעיל. הצורה הגולמית של רצועת המדגם נשמרה עם ממצאי רקמות דיפרנציאלי מינימאליים (איור 4 א). שני סימוני הצבע נראו על לובן העין, למרות שהצבע הירוק היה עמיד יותר מאשר האדום (איור 4). שכבות הרשתית לא היו מנותקות artifactually ומורפולוגיה הרשתית נשמרה (4C איור). רקמת הרשתית בסמוך לסימוני הצבע, שמתאים למיקום של האלקטרודות במערך, ניתן לזהות בקלות.

איור 5 מראה כתמים ואימונוהיסטוכימיה נציג מיוחדים של קטעי רקמה שהוכנו על פי הפרוטוקול הנוכחי. עיין באיור 5 captioחומרי n ונוספות לפרטים נוספים על הכתמים הספציפיים ואת השינויים שבוצעו לשימוש שלהם. לאחר השינוי, כתמים אלה ואימונוהיסטוכימיה היו שווי ערך לאמות מידה שנקבעה - כפי שאומתו על ידי פתולוגים.

סוג של נוגדנים וtitre העיקריים (בסוגריים) GFAP (1:1500) NF200 (1:100) GS (1:100)
סוג של נוגדנים וtitre המשני (בסוגריים) אלקסה פלואוריד 594 אלקסה פלואוריד 488 אלקסה פלואוריד 488
משך הדגירה של נוגדנים משני שעה 1 2 שעות 45 דקות

טבלת מס '1. סוג הנוגדן, titre ומשך של תיוג.

figure-results-1
איור 1. Suprachoroמערך אלקטרודות אבטיפוס idal. תצלום מאקרו) של מערך יצוק כיתה קלינית. ב ') Photomicrograph של מערך קליני בעבודת יד.

figure-results-2
איור 2. היסטולוגיה רשתית לשעבר. שיטות היסטולוגית סטנדרטיות שמשו להכנתם, H & E מוכתמת, חלקי העין המושתלת עם מערך אלקטרודות suprachoroidal.) סעיף אורתוגונלי דרך חלל מערך אלקטרודות (מתואר על ידי כוכבים). הרשתית מנותקת מרקמות העין החיצונית. הדבר בולט במיוחד מתחת לאזור המושתל (חץ). אי אפשר לקבוע איזה חלק של רשתית היה צמוד לכל אלקטרודה בודדות של המערך. Scalebar = 1 מ"מ. ב ') ההגדלה גבוהה יותר של האזור התאגרף בלוח. ישנם כמה, במרווחים קבוע, חפצים בLaye הרשתיתRS (חיצים), כמו גם ניתוק גדול מהשכבה tapetal (השכבה רעיוני בעיניים של חתולים). Scalebar = 100 מיקרומטר. ג) ההגדלה גבוהה יותר של האזור התאגרף בלוח ב '. החץ הצביע על מגזרים החיצוניים של קולטני האור, כמו גם את האפיתל pigmental, שנותר על כנן, טוען כי הניתוק היה תופעת לוואי artifactual של העיבוד, בניגוד לנגרם על ידי טראומה בvivo או פתולוגיה. Scalebar = 20 מיקרומטר.

figure-results-3
איור 3. לוקליזציה וDissection של אלקטרודה-סמוך רקמות. לספירה) תמונות טווח דינמיים גבוהות המאקרו של העין enucleated, עם מערך אלקטרודות suprachoroidal באתרם.) הודעה קבועה עם המקבע של דוידסון, ולפני הסרת מערך, בלובן העין השקוף מאפשרת הדמיה שלהאלקטרודות הבודדות במערך (דוגמה אחת מסומנת בחץ). ב ') האלקטרודות המסומנים בצבע צבע מוגדר מראש. C) סימוני צבע במרווח קבוע מציוני הדרך אנטומיים משמשים כדי לשמור על עקביות לאורך ניסויים. ד') לאחר ההסרה של מערך, העין היא גזור ביד לדוגמא רצועות. חצים צבעוניים מציינים שניים מהאתרים הסמוכים אלקטרודה על לובן העין. קו מקווקו צהוב מציין מטוס של חתך. ה) מקרו תצלום של רצועת מדגם מוטבעת בתוך בלוק. אגר F) צילום מאקרו ברצועה אגר להטביע מדגם E מהלוח, לגזור והניח בקלטת הטבעה נתמכת על ידי כריות ביופסיה קצף כדי למזער את התנועה של הקטע במהלך עיבוד.

figure-results-4
איור 4. היסטולוגיה רשתית חדשה. טרונג> רצועת המדגם לעיל (מאיור 3D), המכילה את כיס אלקטרודה, היה פרפין מוטבע, מחולק ב 5 מיקרומטר ומוכתם H & E.) ירוק ואזורים צבועים באדום (מסומן בחצים, כמו איור 3D) נראים ב לקח את סעיף ברמה של הקו המקווקו הצהוב באיור 3D. בר סולם = 1,000 מיקרומטר. הרשתית אינה מנותקת, לא מתחת לכיס המערך ולא מרחוק. ב ') באזור התאגרף מלוח עם צבע אדום וירוק נראה מצויינים על ידי חיצים, והרשתית שלמה לאורך כל הדרך. בר סולם = 500 מיקרומטר. C) האזור התאגרף מהלוח ב ', המציג את שלמות, מצורפת, רשתית הסמוכה לצבע הירוק. בר סולם = 50 מיקרומטר. ידיעת שהמיקום של הצבע מציין את המיקום של האלקטרודה, אנחנו יכולים בביטחון להעריך את רקמת הרשתית בסמוך לנזק, אם בכלל, שנגרם על ידי גירוי חשמלי.

ve_content "עבור: לשמור-together.within עמודים =" תמיד "> figure-results-5
איור 5. דוגמאות לcytohistochemistry רשתית שונה באמצעות כתמים וimmunofluorescence מיוחדים. השימוש במקבע של דוידסון, בניגוד לטכניקות סטנדרטיות פורמלין קיבעון, שינויים נדרשים בפרוטוקולי הצביעה הרגילים, כפי שתוארו בפרוטוקול הטקסט הראשי. הפתולוגים אישרו כי שינויים אלה הביאו לצביעה שווה ערך.) H &E; haematoxylin כתמים סגולים גרעיני תא תוך הציטופלסמה תא כתמי eosin, קולגן ורקמות תומכים גוונים שונים של ורוד. ב ') LFB כתמים כחולים המיאלין בעוד counterstain הסגול cresyl יכול לשמש כדי . לזהות תאי הגנגליון על ידי צביעת גופי Nissl בתוך perikaryon הכחול ומדגיש את תאי הלווין המקיפים את תאי C) Trichrome הכחול של האסון; Biebrich ארגמן חומצת fuchsin פתרון כתמי השריר FiBers אדום, ואילו את הכתמים הכחולים אנילין קולגן, במקרה זה בלובן העין, הכחול D) PAS;. רכיבי גליקופרוטאין של קרום במרתף ומרכיבי רקמת חיבור מגואלות סגולים, בעוד haematoxylin counterstains תא דואר גרעינים סגול) 'פרלס כחול הפרוסים. באתר של דימום, היווצרות של haemosiderin מתאי דם אדומים מושפלים ושחרור של קומפלקסי ברזל מייצר צבע סגול ואילו התוספת של צבעי כתם אדומים ניטראליים lysosomes אדום F) GS;. האנזים המשפיל הזה מוליך עצבי שנמצא בתאי מולר 13 (ירוק ), ניתן לראות הרחבת בשני הכיוונים עם גופי תא מולר בשכבת הגרעין הפנימי וendfeet תא מולר יוצר את הקרום הפנימי הגבלת G) NF-200;. השרשרת כבדה חלבון cytoskeletal (ירוק) שנמצאה בסומה התא ותהליכים , Crosslinks עם neurofilaments אחר כדי לשמור על המבנה של תאי עצב 14,15. גנגליוןתאים והאקסונים שלהם ניתן לראות בשכבת תא גנגליון ושכבת סיבי עצב, ואילו האקסונים של תאים אופקיים הממוקמים בדייר החיצוני של שכבת הגרעין הפנימית ברשתית של החתולים, הם גם הדגישו. Counterstaining עם DAPI (כחול) מאפשר הדמיה של שכבות רשתית H) GFAP;. חלבון cytoskeletal זה (אדום) התרבו בתאים והאסטרוציטים מולר במהלך דבק 16, ניתן לראות בתור שכבת סיבי העצב עם תאי מולר להרכיב דקות הרחבות דרך פנימי שכבות רשתית חיצוניות. Counterstaining עם DAPI (כחול) מאפשר הדמיה של שכבות הרשתית. בר סולם = 50 מיקרומטר בכל הלוחות. הרשתית הפנימית מוצגת בחלק העליון של כל תמונה; הרשתית החיצונית מוצגת בחלק התחתון של כל תמונה, לא כולל לוח E, אשר מציגה תגובת subscleral.

דיון

הערכת הבטיחות של השתל היא שיקול עיקרי למחקרים פרה. לפני תותב רשתית יכולה להיות מושתל בבני האדם הוא חיוני כדי לוודא שזה לא יגרום כל נזק. זה דורש הערכה של שניהם biocompatibility שתל 17-23 וכן כל נזק פוטנציאלי שיכול להיגרם על ידי גירוי חשמלי כרוני 24-26. ניסיון עם תותבות עצביות דומות, כגון שתל השבלול, מספק תובנה על מגוון הרחב של גירויים, ופיסיים, פרמטרים שאינם גורמים נזק לרקמות 27. עם זאת, יש לו את רשתית מאפיינים שונים לאתרים אחרים השתלה ומגבלות בטיחות ולכן מדויקות (כגון צפיפות מטען המרבית) לא ניתן להניח ממחקרים קודמים במערכות אחרות. צפיפויות טעינה הן הגבוהים ביותר באתרי אלקטרודה הפעילים וזה מתכתב עם הפוטנציאל הגדול ביותר לנזק. לכן שיטה לאיתור את הרקמה הסמוכה ישירותלאלקטרודות הפעילים הבודדות יהיה להגדיל באופן משמעותי את השימושיות של מחקרים אלה. הרקמות הסמוכות לאזורים ספציפיים של השתל יכולה גם להיות מודגשות לבדיקה מדוקדקת יותר. גישה ממוקדת זו מאפשרת סעיפים פחות להיות מנותחים, תוך שמירה על ביטחון, כי "תרחיש המקרה הגרוע ביותר" נבדק.

שיטת לוקליזציה צבע scleral המתוארת כאן נבדקה בהרחבה עם סיליקון ביד בצורה והיצוק / אלקטרודה arrays Pt 28-30. זה כבר נעשה שימוש במערכי סרט דק פוליאמיד 7,31 וגם סרט דק סיליקון / Pt מערכים 32. כמה מחקרים תותבים רשתית מועסקים אלקטרודות "כדור בצורת" עם implantations intrascleral 33. הטכניקה הנוכחית צריכה להיות יעילה להערכת סוג של אלקטרודה arrays זה. עיניים חתוליות עם לובן העין (עובי דק בקוטב אחורי 90-200 מיקרומטר) אפשרו להדמיה של אלקטרודות בודדות במערך. עם זאת, גם אם אדם אלקטרוdes לא היו גלוי לעין, את עמדותיהם אפשר להסיק בקלות שימוש בתבנית סיליקון, כאשר ניתן לראות את קווי המתאר של המערך (בדומה לזה המשמש בשלב 2.6).

מיפוי הצבע מגביל את הצורך בקבלת חלקי רקמות שאינם רלוונטיים כסעיפים רק עם הווה הצבע מתקבלים. היכולת להסיק עמדת האלקטרודה במדויק לא רק מאפשרת ניתוח histopathological רלוונטי וכוח סטטיסטי רב יותר, אך יש לו השפעה גדולה על זמן וניהול עלויות על ידי הפחתת כמות השקופיות ולהבים בשימוש, כמו גם את עלות העבודה. השימוש בצבע שהוא חסיד והוא יכול לעמוד עיבוד רקמות בזמן גם להיות גלוי בחלקי רקמות בלא כתם הוא שיקול חשוב ראשוני. ידע של המיקום של הצבע והכיוון של הרקמות בנתיחה ובמהלך ההטמעה מסייע בתהליך החיתוך. זה כולל כראוי orientating הבלוק כדי להשיג קטע שאינו אלכסון לגזור ונותן representati מלאעל של הרקמה. לכן חשוב שהאדם המבצע את החיתוך הוא נוכח בזמן של צבע יישום, לנתיחה והטבעה.

הפרוטוקול הכולל הוא איתן לשינוי קל, במיוחד עם תזמוני קיבעון. עם זאת, לנתיחה העין וצעדים לציון צבע הם פעולות עדינות הנהנים ממיומנות ידנית טובה כדי למנוע פגיעה בדגימה. בעוד מקבע של דוידסון הוכיח עצם כיעילה להפחתת ניתוק artifactual של הרשתית ליד שתל, זה לא מונע נזק מכאני ישיר במהלך נתיחה. המקבע של דוידסון לא היה תואם בקלות עם כמה נהלים היסטולוגית וimmunohistochemical מיוחדים. לכן לא היה צורך לשנות / לייעל את הפעולות הבאות, כמפורט לעיל. שינויים מצטברים בזמנים מכתים וריכוזים שנעשו עד לקבלת התוצאה האופטימלית הושגה - לקבלת פרטים נוספים, עיינו בחומרים המשלימים.

כימות של רשתיתהיסטולוגיה נותרת בעייתית. הרשתית היא שאינן הומוגני וגם העובי וצפיפות תאים עם שינוי מרחק הולך וגדל מהאזור centralis 34,35. לכן, רקמות השכנות מושתלת בתוך העין לא יכולות לשמש להשוואות ועין שליטה מועסקת במקום. Pairwise ההתאמה של כל קטע עם העין השליטה נותנת לנו השוואה סטטיסטית חזקה יותר של שינויים פתולוגיים; תוצאות יעילות ובטיחות עם תותבות רשתית טובה יותר העריכה כאשר משווים את עיני חברים ב36 נושא. יש לנקוט באמצעי זהירות מיוחד כדי למזער את החיתוך אלכסוני כמו זה ישפיע על כימות.

לסיכום, בשיטות שתוארו לעיל השתפרו ניתוח histopathological שלנו, אשר בתורו הוביל לזרימת עבודה יעילה יותר באופן משמעותי קלינית. התוצאות של מחקרים פרה באמצעות שיטות אלה הובילו ישירות לניסוי קליני בחולים ש3 RP כבר מושתלים בבטחה עם suprachoroiפרוטזות רשתית דאל. שיטות אלה הן רלוונטיות גם לגירוי ברשתית העין ושתלים אחרים שבו התגובה פתולוגית להשתלה לטווח ארוכה צריכה להיות מוערכת. שיטה זו סיפק יתרונות כדאיים לשמירה על cytoarchitecture והרישום של הפתולוגיה לאזורים של עניין על השתל. למרות שלא נבדק באופן ספציפי, שינוי של נהלים אלה עשויים לשמש במינים אחרים ובמקומות אנטומיים אחרים, במיוחד כאשר מערך הוא מושתל שטחי.

גילויים

יש מחברים אין לחשוף.

תודות

המחברים מבקשים להודות לגב 'אלכסיה סונדרס וגב' מישל McPhedran לסיוע ניסיוני; גב 'הלן פנג עבור ייצור אלקטרודה, ד"ר פני אלן ד"ר יונתן וYeoh לסיוע כירורגית; צוות של העין ואוזן הוויקטוריאני המלכותית של בית החולים ביולוגיים מרכז מחקר לטיפול בבעלי החיים, פרופ 'רוב שפרד להדרכה כללית בכל רחבי; וד"ר Bryony Nayagam ומר רונלד ליונג להערות ביקורתיות על טופס טיוטה של ​​כתב היד.

עבודה זו בוצעה במכון Bionics ובית החולים סנט וינסנט, מלבורן. מימון ניתן על ידי קרן איאן פוטר, הנאמנויות בג'ון ריד T הצדקה, והמועצה למחקר האוסטרלי באמצעות היוזמה המחקר המיוחדת שלה במענק הטכנולוגיה מדע הביוני חזון וראייה לביוני אוסטרליה (בוא). Bionics המכון מכיר בתמיכה שהיא מקבלת מהממשלה ויקטוריאני באמצעות תכנית התמיכה בתשתית התפעולית שלה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
מערכת הסימון של דוידסוןמוצרי בראדלי1163-4 - אדום 1163-5 - כחול 1163-2 - צהוב 1163-1- ירוק 
ארנב פוליקלונלי אנטי-גליה סיבית חלבון חומצי נוגדןMilliporeAB58041:1500, דגירה לילה
עכבר חד-שבטי אנטי-גלוטמין סינתטאז נוגדןMilliporeMAB3021:100 דגירה לילה
עכבר חד-שבטי אנטי-נוירופילמנט 200 נוגדןסיגמא-אולדריץ'N01421:100 דגירה לילה
4',6-דיאמינדינו-2-פנילינדול, דילקטט (דילקטט)Life TechnologiesD35711:25,000 30 דקות דגירה
Alexa Fluor 488 עז נגד עכבר IgGLife TechnologiesA110291:500
Superfrost 90° צהובGrale ScientificSF41299 
שקופיות מיקרוסקופ FLEX IHCDAKOK802021-2 
Alexa Fluor 594 עיזים אנטי-ארנב IgGLife TechnologiesA110371:500
סרום עיזים רגילLife TechnologiesPCN500010% סרום/0.1% טריטון X-100/PBS

הכנת תמיסה לא סטנדרטית לכתמים מיוחדים

1% תמיסת מלאי קרסיל סגול מימית

  • Cresyl Violet 1 גרם
  • מים מזוקקים 100 מ"ל

Cresyl Violet Acetate Working Solution

  • 1% תמיסת מלאי קרסיל סגול מימית 9 מ"ל
  • מים מזוקקים 51 ml
  • 10% חומצה אצטית 0.5 מ"ל

Biebrich Scarlet-Acid Fuchsin Solution

  • 1% בייריך ארגמן 90 מ"ל
  • 1% פוקסין חומצה 10 מ"ל
  • חומצה אצטית קרחונית 1 מ"ל

Phosphomolybdic-Phosphtungstic Acid Solution

  • חומצה פוספומוליבדית 2.5 גרם
  • חומצה פוספוטונגסטית 2.5 גרם
  • מים מזוקקים 100 מ"ל

Aniline Blue Solution

  • כחול אנילין 2.5 גרם
  • חומצה אצטית קרחונית 2 גרם
  • מים מזוקקים 100 מ"ל

פתרונות לאימונוהיסטוכימיה

Wash Buffer Solution

  • 0.1% Triton X-100 בתמיסת מלח חוצצת פוספט (PBS)

Serum Block Solution

  • 10% סרום עיזים רגיל/0.1% טריטון X-100 ב-PBS

SUPPLEMENTARY MATERIAL

Luxol Fast Blue

מטרת ביצוע צביעת Luxol Fast Blue (LFB) הייתה לזהות את תאי הגנגליון בשכבת תאי הגנגליון באמצעות כתם הנגד של סגול קרסיל. בעוד ש-LFB מכתים מיאלין, כתם הקרסיל הסגול נקשר לחומרי ה-Nissl בנוירונים, המורכבים מרטיקולום אנדופלזמי מחוספס וריבוזומים. תאים רבים ברשתית מכילים חומר ניסל כולל תאי אמקרין. תאים אלה ממוקמים בדרך כלל בשכבת הגבול הפנימית של השכבה הגרעינית הפנימית, אך ניתן למצוא תאי אמקרין עקורים בשכבת תאי הגנגליון. הצביעה של חומר ניסל עוזרת להבדיל בין תאי גנגליון גדולים ומוכתמים בכבדות לבין תאי אמקרין קטנים יותר שנעקרו. כדי לסייע בהדמיה של תאים אלה, שינינו את פרוטוקול פתרון העבודה של קרסיל סגול על ידי הגדלת נפח תמיסת המלאי הסגול של הקרזיל בתמיסת העבודה. הגדלנו את הנפח במרווחים של 1.0 מ"ל מ-6.0 מ"ל ל-9.0 מ"ל, ובתורם הפחתנו את נפח המים המזוקקים. בהערכת קלות ההדמיה והזיהוי של תאי הגנגליון, הושגה צביעה אופטימלית עם 9 מ"ל של תמיסת מלאי סגול קרזיל נוספת ו-51 מ"ל מים מזוקקים. סגול קרזיל הוא צבע בסיסי, אם כי כדי לצבוע את חומר הניסל יש להשתמש בו בתמיסה חומצית, ולכן נפח החומצה האצטית נותר ללא שינוי על 0.5 מ"ל.

Periodic Acid Schiff

צבע החומצה המחזורית (PAS) בוצע כדי להדגיש פוליסכרידים במיוחד גליקוגן, המצויים בקרומי הבסיס ובדפנות התאים הפטרייתיים, המעידים על זיהום פטרייתי. התהליך של כתם PAS הוא חמצון קבוצות ההידרוקסיל בפוליסכרידים באמצעות חומצה תקופתית, וייצור קבוצות אלדהיד. היישום של מגיב שיף, נקשר לקבוצות האלדהיד המייצרות צבע מג'נטה עם צביעה נגדית של המטוקסילין המייצרת גרעיני תאים סגולים. השקופיות שלנו הראו כתמים חלשים בקרום המגביל הפנימי. ייתכן שהסיבה לכך היא הפוליסכרידים הקיימים, מכיוון שלא ניתן לחמצן את כל הפוליסכרידים במסגרת זמן סטנדרטית, במיוחד אלה המכילים פוליסכרידים אניוניים. לכן הגדלנו את משך שלב החמצון מ-10 דקות ל-12, 15 ו-20 דקות. מצאנו ששלב חמצון של 15 דקות היה היעיל ביותר בצביעת PAS.

Masson' s Trichrome Blue

העיקרון של הכתם הכחול הטריכרום של מאסון הוא להכתים קולגן ושרירים, אשר בשקופיות הרשתית שלנו יכולים להצביע על עלייה ברקמת הקולגן שעשויה להצביע על פיברוזיס עקב פציעה. כתם זה רגיש לטכניקות קיבוע, ולכן נדרשו שינויים כדי להשיג צביעה אופטימלית. התהליך של צביעה זו הוא בתחילה לצבוע ציטופלזמה וסיבי שריר באדום באמצעות צבע אדום חומצי ביבריך חומצה ארגמנית. התמיינות עם חומצה פוספומוליבדית/פוספוטונגסטית מתחרה בצבע האדום בסיבי הקולגן. בסקלרה, מולקולות החומצה הפוספומוליבדית/פוספוטונגסטית הגדולות מסוגלות לחדור לרקמת החיבור הרופפת, בניגוד לסיבי השריר הצפופים הניתנים לחדירה למולקולות קטנות בלבד. לאחר מכן מורחים צבע כחול אנילין כדי להחליף את החומצה בסיבי הקולגן המייצרים סקלרה צבועה בכחול. כדי לייעל את הכתם הזה בחלקי הרשתית, משך הצביעה בצבע פוקסין חומצה ארגמן של ביבריך צומצם כדי ליצור איזון בין הצבע הכחול לצבע האדום. השימוש בקיבוע של דוידסון דרש גם זמן התמיינות ממושך כדי להסיר את הצבע האדום מהקולגן. ניסינו התמיינות לאחר 5, 6, 8 ו-10 דקות, כאשר התוצאות האופטימליות התרחשו לאחר 6 דקות. הבידול משתנה גם בעובי ובחיתוך של קטעים חלקים, כאשר ייתכן שנדרשת התמיינות של יותר מ-6 דקות.

emGlial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) Antibody

Polyclonal, המין המארח הוא ארנב, משקל מולקולרי של 50 kDa. אנטיגן GFAP הוא חוט ביניים שנמצא בציטופלזמה (הציטופלזמה של אסטרוציטים ו-Mü תאי ller ברשתית), האנטיגן עשוי מ-428 חומצות אמינו ובעל משקל מולקולרי של 49512 Da.

Neurofilament-200 antibody

חד-שבטי, המין המארח הוא עכבר, שיבוט N52, איזוטיפ IgG1, הוא מזהה צורות זרחניות ולא זרחניות של הנוירופילמנטים הכבדים בעלי משקל מולקולרי של 200 kDa. הנוגדן ייקשר לאפיטופ בתחום הזנב של הנוירופילמנט. הנוגדן יכתים את הנוירופילמנטים בפריקריה העצבית, הדנדריטים והאקסונים.

נוגדן גלוטמין סינתטאז (GS)

מונוקלונלי, שיבוט GS-6, מין המארח הוא עכבר, בעל משקל מולקולרי של 45 kDa ואיזוטיפ נוגדן IgG2a. אנטיגן GS נמצא בציטופלזמה של התא (ציטופלזמה של Mü תאי LLER ברשתית), לאנטיגן יש 373 חומצות אמינו ומשקל מולקולרי של 42,064 Da.

מקורות

  1. Santos, A., Humayun, M. S., et al. Preservation of the inner retina in retinitis pigmentosa. Arch. Ophthalmol. 115, 511-515 (1997).
  2. Humayun, M. S., Weiland, J. D., et al. Visual perception in a blind subject with a chronic microelectronic retinal prosthesis. Vision Res. 43, 2573-2581 (2003).
  3. Roessler, G., Laube, T., et al. Angiographic findings folowing tack fixation of a wireless epiretinal retina implant device in blind RP patients. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 249, 1281-1286 (2011).
  4. Chow, A. Y., Chow, V. Y., et al. The artificial silicon retina microchip for the treatment of vision loss from retinitis pigmentosa. Arch. Ophthalmol. 122, 460-469 (2004).
  5. Zrenner, E., Bartz-Schmidt, K. U., et al. Subretinal electronic chips allow blind patients to read letters and combine them to words. Proc. R. Soc. B. 278, 1489-1497 (2011).
  6. Fujikado, T., Kamei, M., et al. Testing of semichronically implanted retinal prosthesis by suprachoroidal-transretinal stimulation in patients with retinitis pigmentosa. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 4726-4733 (2011).
  7. Villalobos, J., Allen, P. J., et al. Development of a surgical approach for a wide-view suprachoroidal retinal prosthesis: evaluation of implantation trauma. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 250, 399-407 (2012).
  8. Latendresse, J. R., Warbittion, A. R., Jonassen, H., Creasy, D. M. Fixation of testes and eyes using a modified Davidson's fluid: comparison with Bouin's fluid and conventional Davidson's fluid. Toxicol. Pathol. 30, 524-533 (2002).
  9. Agrawal, R. N., He, S., et al. In vivo models of proliferative vitreoretinopathy. Nat. Protoc. 2, 67-77 (2007).
  10. Margo, C. E., Lee, A. Fixation of whole eyes: the role of fixative osmolarity in the production of tissue artifact. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 233, 366-370 (1995).
  11. Bancroft, J. D., Gamble, M. Theory and practice of histological techniques. , 6, Churchill Livingstone. (2008).
  12. Horobin, R. W., Bancroft, J. D. Troubleshooting histology stains. , Churchill Livingstone. (1998).
  13. Pow, D. V., Robinson, S. R. Glutamante in some retinal neurons is derived solely from glia. Neuroscience. 60, 355-366 (1994).
  14. Lewis, S. E., Nixon, R. A. Multiple phosphorylated variants of the high molecular mass subunit of neurofilaments in axons of retinal cell neurons: characterization and evidence for their differential association with stationary and moving neurofilaments. J. Cell Biol. 107, 2689-2701 (1988).
  15. Ruiz-Ederra, J., García, M., Hicks, D., Vecino, E. Comparative study of the three neurofilament subunits within pig and human retinal ganglion cells. Mol. Vis. 10, 83-92 (2004).
  16. Bringmann, A., Pannicke, T., et al. Müller cells in the healthy and diseased retina. Prog. Retin. Eye Res. 25, 397-424 (2006).
  17. Seo, J. M., Kim, S. J., et al. Biocompatibility of polyimide microelectrode array for retinal stimulation. Mater. Sci. Eng. C. 24, 185-189 (2004).
  18. Gerding, H., Benner, F. P., Taneri, S. Experimental implantation of epiretinal retina implants (EPI-RET) with an IOL-type receiver unit. J. Neural Eng. 4, S38-S49 (2007).
  19. Majji, A. B., Humayun, M. S., et al. Long-term histological and electrophysiological results of an inactive epiretinal electrode array implantation in dogs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 40, 2073-2081 (1999).
  20. Walter, P., Szurman, P., et al. Successful long-term implantation of electrically inactive epiretinal microelectrode arrays in rabbits. Retina. 19, 546-552 (1999).
  21. Pardue, M. T., Stubbs, E. B. Jr, et al. Immunohistochemical studies of the retina following long-term implantation with subretinal microphotodiode arrays. Exp. Eye Res. 73, 333-343 (2001).
  22. Gekeler, F., Szurman, P., et al. Compound subretinal prostheses with extra-ocular parts designed for human trials: successful long-term implantation in pigs. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 245, 230-241 (2007).
  23. Montezuma, S. R., Loewenstein, J. I., Scholz, C., Rizzo, J. F. III Biocompatibility of materials implanted into the subretinal space of Yucatan minipigs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 3514-3522 (2006).
  24. Montezuma, S. R., Loewenstein, J. I., Scholz, C., Rizzo, J. F. III Biocompatibility of materials implanted into the subretinal space of Yucatan minipigs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 3514-3522 (2006).
  25. Ray, A., Colodetti, L., et al. Immunocytochemical analysis of retinal neurons under electrical stimulation. Brain Res. 1255, 89-97 (2009).
  26. Nakauchi, K., Fujikado, T., et al. Threshold suprachoroidal-transretinal stimulation current resulting in retinal damage in rabbits. J. Neural. Eng. 4, S50-S57 (2007).
  27. Shepherd, R. K., Murray, M. T., Houghton, M. E., Clark, G. M. Scanning electron microscopy of chronically stimulated platinum intracochlear electrodes. Biomaterials. 6, 237-242 (1985).
  28. Villalobos Villa, J. Safety of a Wide-Field Suprachoroidal Retinal Prosthesis. , The University of Melbourne. (2012).
  29. Nayagam, D. A. X., Allen, P. J., et al. A Pre-Clinical Model for Chronic Electrical Stimulation of the Retina via Suprachoroidal Electrodes. Association for Research in Vision and Ophthalmology Annual Meeting, Fort Lauderdale, Florida, USA, , (2012).
  30. Nayagam, D. A. X., Villalobos, J., et al. A Suprachoroidal Retinal Prosthesis is Safe in a Chronic Implantation Model. in Vision and Ophthalmology Annual Meeting., Vol. 4928/A327. Association for Research in Vision and Ophthalmology Annual Meeting, Fort Lauderdale, Florida, USA, , (2011).
  31. Cicione, R., Shivdasani, M. N., et al. Visual cortex responses to suprachoroidal electrical stimulation of the retina: effects of electrode return configuration. J. Neural Eng. 9, 036009(2012).
  32. Schuettler, M., Stiess, S., King, B. V., Suaning, G. J. Fabrication of implantable microelectrode arrays by laser cutting of silicone rubber and platinum foil. J. Neural Eng. 2, S121-S128 (2005).
  33. Morimoto, T., Kamei, M., et al. Chronic implantation of newly developed suprachoroidal-transretinal stimulation prosthesis in dogs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 6785-6792 (2011).
  34. Bron, A. J., Tripathi, R. C., Tripathi, B. J. Wolff's anatomy of the eye and orbit. , Arnold. (2001).
  35. Stein, J. J., Johnson, S. A., Berson, D. M. Distribution and coverage of beta cells in the cat retina. J. Comp. Neurol. 372, 597-617 (1996).
  36. Dagnelie, G. Psychophysical evaluation for visual prosthesis. Annu. Rev. Biomed Eng. 10, 339-368 (2008).

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

סימון רקמות בצבעטכניקת קיבוע של העיןייצוב באגרהטמעה בפרפיןמיקרוסקופיית שדה בהירמיקרוסקופיית אימונופלואורסצנציהשקיפות הלובןביקורת תואמת
טכניקות לעיני עיבוד השתלה תותבת רשתית לניתוח Histopathological מרוכזות
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.