מאמר שיטה

צעד אחר צעד: שיטת אימון Microsurgical שילוב של שני מודלים של בעלי חיים דוממים

DOI:

10.3791/52625

⸱

9 במאי 2015

 ,  ,  , 
1Orthopaedic Surgery Department, Hand Surgery Unit, POVISA Hospital, 2Christine M Kleintert Institute for Hand and Microsurgery

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כאן אנו מתארים כיצד להקים תחנת תרגול מיקרוכירורגית קטנה ושיטה פשוטה וזולה לאימון מיקרו-כירורגיה עם מודלים של בעלי חיים שאינם חיים.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

לימוד טכניקות מיקרוכירורגיות ושמירה על מיומנויות מיקרוכירורגיות התבססו באופן מסורתי על שימוש בבעלי חיים חיים, בעיקר חולדות מעבדה. שיטה זו, למרות שהיא בעלת ערך רב, יכולה להיות תובענית מבחינה כלכלית הן עבור המנתח והן עבור המוסד המממן; זה גם דורש מתקני אימונים מיוחדים שאולי לא תמיד זמינים או נגישים. יתר על כן, חששות אתיים יכולים להגביל את השימוש בבעלי חיים למטרות אילוף. שיטות אימון אלטרנטיביות, כגון צינורות אינרטיים וכפפות לא זכו לפופולריות בקרב מנתחים מכיוון שהן אינן מציעות חוויה דומה לזו של מצב קליני. מודלים של בעלי חיים שאינם חיים כוללים שימוש בירכי עוף וכנפיים; הם מציעים חווית תרגול הדומה במידה ניכרת למצב קליני. סוג זה של הכשרה זול יחסית וזמין בקלות. את המיקרוסקופ והמכשירים הנדרשים ניתן לרכוש דרך האינטרנט, ואת נתחי העוף ניתן לקנות בסופרמרקט המקומי.

גישה זו מאפשרת למתאמן בעל מוטיבציה לתרגל סוגים שונים של טכניקות כירורגיות מספר פעמים בהוצאה סבירה, ועוזרת לפתח או לשמר את המומחיות הכירורגית שלו אם אין מתקנים מורכבים יותר זמינים. בכתב היד הנוכחי אנו מתארים כיצד להקים עמדת תרגול קטנה, כיצד לנתח את הדגימות, וכיצד לתרגל הן עם ירכי התרנגולת והן עם כנפי התרנגולת בצורה פרוגרסיבית. גישה זו מנצלת את הרבגוניות של דגם ירך העוף ואת הגודל הקטן של עורק הזרוע של כנף העוף.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מערך נרחב של מודלים של אימון תוארו ללמידה ותחזוקה של מיומנויות מיקרוכירורגיות בסיסיות ומתקדמות כאחד. אלה כוללים בעלי חייםחיים 1,2, דגימות גופות אנושיות3, מודלים אינרטיים4,5 ודגמי בעלי חיים לא חיים6-9. המודלים של בעלי חיים חיים, במיוחד אלה המשתמשים בחולדות היו בשימוש נרחב בהוראת מיקרו-כירורגיה 1,2; והם נחשבים לסטנדרט הזהב הנוכחי של האימונים. למרות ערכם המאלף יוצא הדופן, כאשר נדרשת הכשרה אינטנסיבית או ממושכת; שיקולים כלכליים ואתיים יכולים לעכב את השימוש המעשי בהם.

מודלים של גופות3 מציעים את ההזדמנות להתאמן בסביבה דומה לזו של המצב הקליני בפועל; למרבה הצער הם מוגבלים למעבדות אנטומיה ומתקנים דומים, מיקרוסקופ חייב להיות זמין גם במעבדה; מודלים אלה אינם זמינים באופן נרחב. דגמים אינרטיים כגון צינורות גומי, או כפפות4,5 הם זולים, ונגישים בקלות, הציוד הנדרש ליישומם הוא מינימלי. עם זאת, הדמיון למצב קליני קלוש; ויישומם מוגבל בדרך כלל לשלבי ההיכרות של האימון, לפני שהמתאמן מתחיל להתאמן על חולדות. למיטב ידיעתנו, הינו6 היה הראשון שהציע שימוש בעוף שאינו חי לפיתוח ותחזוקה של מיומנויות מיקרו-כירורגיות קליניות. המודל שלו מבוסס על מיצוי ושימוש לאחר מכן בעורק הזרוע של העוף מכנפי עוף מסחריות. גישה זו אינה זקוקה לאישור מועצת ביקורת מוסד, הרדמת מכרסמים, טכנאי מעבדה או טיפול לאחר ניתוח.

בעקבות תיאורו של הינו את מודל עורק כנפי התרנגולת פורסמו מודלים רבים אחרים של בעלי חיים שאינם חיים. השימוש בירכי עוף מסחריות הוצע לראשונה על ידי מארש ואחרים.7 שדיווחו על שימוש בעורק הירך, הווריד והעצב למטרות דידקטיות. מודל מסוים זה מרחיב את אפשרויות האימון כולל מבנים שונים מהעורקים; זה מאפשר למתאמן לבצע מגוון פרוצדורות מורכבות כגון השתלות ורידים, השתלות עצב או תיקונים פאסיקולריים. ג'ונג ואחרים חקרו עוד את מודל ירך התרנגולת של מארש ואת יישומיו להוראה של רופאים מתמחים. המחברים ניתחו דגימות רקמת עוף מבחינה היסטולוגית ומצאו שהיא מציגה קווי דמיון לרקמות אנושיות. הזמן לביצוע אנסטומוזה על ידי המתאמן הצטמצם משמעותית על ידי תרגול במחקר שלהם. הם הגיעו למסקנה כי "צרורות העוף הנוירו-וסקולריים של עצם הירך הם מודל מתאים ויעיל להוראה ותרגול של מיקרו-כירורגיה". בשנת 2013עמיתיי ואני פרסמנו משטר אימונים מיקרו-כירורגי ששילב גם את ירך התרנגולת וגם את דגמי כנפי התרנגולת; גישה זו נהנית מהרבגוניות של ירכי העוף ומהגודל המוגבל של עורק כנפי העוף שיכול להוות אתגר גדול יותר מכלי הירך עבור המתאמנים המתקדמים יותר.

בכתב היד הנוכחי אנו מתארים צעד אחר צעד את תהליך הקמת תחנת תרגול מיקרו-כירורגית; החומרים הנדרשים, כיצד לנתח את המבנים הנוירו-וסקולריים של כל מודל וכיצד ליישם ביעילות את משטר האימון.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. הכנה:

  1. להשיג מיקרוסקופ סטריאו שולחן, עם 3.5 x משתנה ל45x זום, 200 מ"מ מרחק עבודה, מרחק בין אישונים משתנים מ"מ 55 עד 75 ואביזר הובילו טבעת אור. כל מיקרוסקופ דומה הוא נאות, ניתן להגדיר על שולחן קטן זה ולא מאוד יקר.
  2. לאסוף ולהכין סט של מכשירי מייקרו עם שני טנדרים מייקר, מספריים לנתח אחד, ומחט-נהג אחד; זה המינימום הנדרש, אותו יש לקחת בחשבון שמדובר במכשירים בפועל, ומכשירים באיכות גבוהה סוף אין צורך.
  3. השתמש מיקרו-תפר 9/0 חוט חד לכל הנהלים. קנה זמין מסחרי ירכי עוף או כנפיים וצבען מזון בסופרמרקט המקומי.
  4. Angio-קטטר 20 G משמש לבדיקות פתיחות בעורקי הירך העוף. לעורקי הזרוע נדרש קטטר G 27 דק. אלה ניתן לרכוש דרך האינטרנט בבית מרקחת מקומית אועם המכשירים להגדיר. קנה מזרק זמין מסחרי כדי להזריק את צבע מזון.

2. טכניקות לנתיחה מקרוסקופית:

  1. הגישה לכלי הירך היא פשוטה. לירכי עוף, לבצע טכניקה לנתיחה בוטה רק המדיאלי לפיר הירך, להפריד את שריר הירך מהעצם ולחשוף את העורק, וריד ועצב הירך. העצב יכול להיות גזור נוסף לשני fascicles הנפרד לסוגים שונים של שיטות לתיקון עצב.
  2. כדי לגשת לעורק זרוע עוף בכנפי העוף, לחתוך את עור longitudinally עם מספריים, מהכתף עד קצה הכנף. שים לב לעורק פועל בין כופפי שרירי ויד אחוריים.

3. משטר אימונים מומלץ:

  1. מתאמן עם עורק הירך.
    הערה: הצעד הראשון במשטר האימונים הוא להתאמן עם עורק הירך העוף.

  1. מניחים את החתיכה מתחת למיקרוסקופ ולהתחיל לנתיחה המייקר. לשחרר את עורק הירך מהרקמות הבסיסיות; ולחלק אותו בצורה אופקית. בצע adventicectomy. השתמש במייקרו-הטנדרים ומיקרו מספריים לקצץ כל adventicia שמעל לומן עורקים. יש לשטוף את לומן הפנימי במים ברז רגילים. רשום את זמן ההתחלה
  2. לבצע מקצה לקצה השקה.
    1. התחל על הקיר האחורי של העורק בצד הנגדי למפעיל. מניחים את התפר הראשון; תתחיל בצד השמאל, אם עובד בצורה אופקית, בצד התחתון, אם עובד בצורה אנכית. להעביר את המחט מהצד החיצוני של העורק ללום ולאחר מכן מלומן לחלק החיצוני של העורק.
    2. לקשור את התפר, לבצע קשר כפול ראשון, ולאחר מכן שני יחידים זורק כיוונים לסירוגין. השלם את הקיר האחורי כולו עם הטכניקה שתוארה לעיל.
    3. החל מהיום בצד ימין אם אתה עובד בצורה אופקית או בצד העליון אם אתה ווrking אנכי, מקום תפר אחד ממחוץ ללום ולאחר מכן מלומן החוצה. לקשור את הקשר כפי שתואר לעיל. השלם את הקיר הקדמי חוזר ההליך מתואר ב3.1.2.2.
    4. רשום את הפעם האחרונה זה יאפשר לך לשמור על זמן שיא, כך שאתה יכול לשלוט בהתקדמות שלך.
      הערה: המחברים מעדיפים טכניקת דרך אחת; אבל יכול להיות מתורגל בכל סוג של תפר מייקר. זה recommendable שהמתאמן משלים כ -25 anastomoses המייקר באופן זה לפני שהוא יכול לנסות תרחישים קליניים אחרים. אלה כוללים השתלת וריד לפערי עורקים, מקצה לקצה תיקוני עצב, ושימוש של צינורות וריד לטיפול בפערי עצב. טכניקה חשובה בניתוח כלי דם, שאפשר ללמוד עם שיטת אימון זו היא התפר המתמשך או ריצה, לבצע טכניקה זו תמורת החניך כ3.1.2.1 אבל סטיץ לא לחתוך, תמשיך לבצע תפרים כמו ב3.1.2.1 ללא חיתוכם until שתשלים את כל התפר ולקשור אותו לתפר המקורי בסוף.

  1. אימון עם עורק הזרוע
    1. מניחים את החתיכה מתחת למיקרוסקופ. להשלים את ההליך כפי שתואר לעיל לעורק הירך.
      הערה: ההבדל היחיד הוא הגודל. עורק הזרוע הוא קטן בהרבה מעורק הירך וההשקה היא הרבה יותר מאתגר.
  2. בדיקות patency
    1. לחצות angio-קטטר 27 או 20 G חלק באמצעות ההשקה, כדי לבדוק חסימות שנגרמו על ידי תפרים תפירת שני דפנות הכולים יחד.
    2. החל מזרק עם צבען מזון מסחרי לסוף angio-קטטר, ותנקב לצבוע לתוך העורק לבדיקת דליפת סילון
    3. פתח את העורק longitudinally לדמיין את התפרים, ההקבלה שלהם ואת כמות הקיר נלקחה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים chronometered פעמיהם עם שיטת האימון הנוכחית וראו את זה כדי להפחית באופן משמעותי את זמני השקה לעורק הירך בסוף השבוע השלישי. המתאמן יכול לשלוט על השיפורים בטכניקה שלו על ידי בדיקתו פעמים, אחוזי הפתיחות שלו והיישור של תפריו. המערכת המתוארת בכתב היד הזה מתואר באיור 1 כולל מיקרוסקופ שולחן וקבוצה של מכשירי מייקרו. הניתוחים מקרוסקופית מוצגים איורים 2 ו -3 דוגמא להשקת מייקר עורק הירך מוצג באיור 4. איור 5 מראה השקה מייקר עורק זרוע. איור 6 מציג תיקון עורק הירך עם שתל וריד. בדיקות pa...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

הפרקטיקה הקלינית של מיקרוכירורגיה דורשת תרגול מתמשך ורמת מומחיות גבוהה; היישומים שלו כוללים דשים חופשיים, הליכי השתלה מחדש ורה-וסקולריזציה, אנסטומוזה תוך גולגולתית - חוץ-גולגולתית להליכים נוירוכירורגיים, ניתוחי עצבים היקפיים ואחרים. למרות המגוון הרחב של הליכים הדורשים טכניקות מיקרוכירורגיות, חלקם מבוצעים לעיתים רחוקות במרכזים רבים. לכן המנתחים צריכים לפעמים לשמור על רמת המיומנות שלהם בחזרה על הניתוחים במודלים שונים של תרגול.

מודל האימון הנפוץ ביותר כיום הוא החולדה 1,2; זה נחשב בעי...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין אישורים.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
סטריאומיקרוסקופאמסקופSM-1BXמיקרוסקופ
אור לדאמסקופLED-80S-YAמערכת תאורה
מכשירים מיקרוכירורגיים מכשירים מיקרוכירורגייםחן תרנגולתHC- X803-1מכשירים מיקרוכירורגיים
תפרים מיקרוכירורגייםS/T מיקרוכירורגי9/0תפרים
סט

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lee, S. Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation. Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).
  2. Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons. Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).
  3. Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. Human cadaveric infusión model for neurosurgical training. Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).
  4. Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. Microsilicone anastomoses. Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).
  5. Gluer, N. M., Rao, G. S. Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery. Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).
  6. Hino, A. Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery. Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).
  7. Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. Microsurgical training the Chicken thigh model. Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).
  8. Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics. Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).
  9. Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. Microsurgical training regimen with nonliving chicken models. Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).
  10. Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model. Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).
  11. Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant. Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים