מאמר שיטה

Microelectrode מודרך השרשה של אלקטרודות לתוך גרעין Subthalamic של חולדות לטווח ארוך עמוק גירוי המוח

DOI:

10.3791/53066

⸱

2 באוקטובר 2015

 ,  ,  , 
1Department of Neurology, University Hospital Wuerzburg

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מתוארת שיטה להשתלת אלקטרודות בגרעין התת-תלמי (STN) של חולדות. לוקליזציה טובה יותר של ה-STN הושגה על ידי שימוש במערכת מיקרו-הקלטה. יתר על כן, מוצג מערך גירוי המאופיין בקשרים ארוכי טווח בין ראש החיה לממריץ.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

גירוי מוחי עמוק (DBS) הוא טיפול המשמש באופן נרחב ויעיל לכמה הפרעות נוירולוגיות, כגון המחלה, דיסטוניה או רעד פרקינסון אידיופטית. DBS מבוסס על המשלוח של גירויים חשמליים למבנים אנטומיים עמוקים ספציפיים של מערכת העצבים המרכזית. עם זאת, מנגנוני ההשפעה של DBS להישאר מסתוריים. זה הוביל להתעניינות בחקירת ההשפעה של DBS במודלים של בעלי חיים, בעיקר בחולדות. כDBS הוא טיפול ארוך-טווח, מחקר צריך להתמקד בשינויים מולקולריים-גנטיים של מעגלים עצביים המתרחשים כמה שבועות לאחר DBS. לטווח ארוך DBS בחולדות הוא מאתגר כי החולדות לנוע בכלוב שלהם, מה שגורם לבעיות בשמירה במקום החוט מובילים מהראש של החיה לממריץ. יתר על כן, מבני יעד לגירוי במוח החולדה הם קטנים ולא יכולים בקלות להיות ממוקמות לכן אלקטרודות במיקום הנדרש. לפיכך, הגדרה לstimula לטווח ארוךtion של חולדות באמצעות אלקטרודות פלטינה / אירידיום עם עכבה של כ 1 MΩ פותח עבור מחקר זה. אלקטרודה עם מפרטים אלה מאפשרת ללא רק גירוי נאות אלא גם הקלטה של ​​מבני מוח עמוקים לזהות את אזור היעד לDBS. בהגדרה שלנו, אלקטרודה עם תקע לחוט הייתה מוטבעת בבטון שיניים עם ארבעה ברגי עיגון מאובטחים על הגולגולת. החוט מהתקע לממריץ היה מוגן על ידי קפיץ פלדת אל-חלד. מסתובב היה קשור למעגל כדי למנוע את החוט מלהפוך סבוך. בסך הכל, הגדרת גירוי זה מציעה רמה גבוהה של ניידות חופשית לחולדה ומאפשרת את תקע הראש, כמו גם את הקשר בין חוט התקע והממריץ, כדי לשמור על כוח לטווח ארוך.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

גירוי מוחי עמוק (DBS) הוא טיפול המבוסס על המשלוח של דחפים חשמליים באמצעות אלקטרודות מושתלות למבנים מוחיים ספציפיים, כגון pallidus הפנימי גלובוס 1, גרעין subthalamic (STN) 2 - 4 או התלמוס ביניים הגחון 5. בשני העשורים האחרונים, טיפול זה כבר נקבע ככלי טיפולי רב עוצמה למחלת פרקינסון 1 - 4, דיסטוניה 6 ורעד 7, והוא משמש גם לווסת כאב כרוני 7, הפרעות פסיכיאטריות (כלומר, הפרעה טורדנית-כפייתית 8, דיכאון 9) או אפילפסיה עיקשת 10,11. יתר על כן, ייתכן שדי בי, בעתיד, יהפוך לאפשרות טיפול ביתר לחץ דם עורקים עקשן 12 או 13 orthostatic תת לחץ דם.

המנגנונים הפיסיולוגיים העומדים בבסיס תופעותאס יישאר גרוע הבין. מחקרים במכרסמים בהרדמה סיפקו תובנה תגובות עצביות לגירוי בתדר גבוה המחקים קליני הוחל 14 די בי. עם זאת, מחקרים אלו לא רק חסרי תימוכין התנהגות של אפקט DBS, אלא גם לגרום לשונות ניכרות בהתאם לפרמטרי הגירוי הוחלו 14.

לחקור יותר תמציתי תופעות התנהגותיות ומנגנונים של DBS במכרסמים מודעים, יש צורך בהגדרת גירוי שממלאת את הדרישות ספציפיות. DBS משמש בעיקר כטיפול לטווח ארוך (למשל, מחלת פרקינסון, כאב כרוני). לפיכך, הגדרת הגירוי במכרסמים צריך להיות מתוכננת כך שהיחידה מורכבת מאלקטרודה עם תקע, כמו גם חוט מהתקע לממריץ חיצוני; ויחידה זו צריכה להיות קלה אבל בלתי שבירה כאשר המקובעים לגולגולת. יתר על כן, חופש התנועה הוא הכרחי לחולדות במהלך stimulation על פני תקופה ממושכת. מבני היעד של DBS הם קטנים; לדוגמא, STN בחולדות יש אורך של 1.2 מ"מ ונפח של 0.8 מ"מ 3,15. לכן, אלקטרודות חייבת להיות מתוכננות כך שהגרעין לא lesioned במהלך החדרה והמיקוד צריך להיות מדויק. כמו רוב המחקרים שנערכו במכרסמים DBS השתמשו החדרת stereotactic אתר מבוססת של האלקטרודה למבנה היעד, שיעור השגיאה יכול להיות גבוה יחסית, גם בעת שימוש הקואורדינטות לפי פקסינוס ווטסון 16. התוצאה היא מספר גדול יותר של בעלי החיים יידרשו כדי להגיע לתוצאה משמעותית מבחינה סטטיסטית.

במחקר הנוכחי טכניקת השתלת אלקטרודה הוא הציג, שמכוון את STN ברמת דיוק גבוה באמצעות מערכת microrecording תוך קידום האלקטרודה. בנוסף, מערכת גירוי מוצגת שאינו מאפשרת רק רמה גבוהה של ניידות לבעלי החיים גירו, אלא גם מבטיחה stimulati הרציףבבאמצעות קיבוע מאובטח של חוט הגירוי (שמוגנת על ידי אביב נירוסטה) על ראשו של העכברוש.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ניסויים בבעלי חיים אושרו על ידי האוניברסיטה של וירצבורג ורשויות חוק המדינה (התחתונה פרנקוניה, מספר אישור: 54-2531.01-102 / 13) ומבוצעים על פי ההמלצות למחקר בשבץ ניסיוני לומדים 17 ומחקר בבעלי חיים הנוכחי: דיווח של בהנחיות ניסויי Vivo (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).

1. הרדמה

  1. בדוק את מערכת ההרדמה על מנת להבטיח כמות מספקת של גז אספקה ​​(חמצן) וisoflurane למשך ההליך. חבר את nosecone עם בר החותכת של מכשיר stereotaxic ולשים את הסרגל החותכת ב-3.3 מ"מ.
  2. הפעל את אספקת הגז (2 L / min). מניחים את החולדה לתוך תיבה ולאטום את החלק העליון. הפעל את מכשיר האדים isoflurane ל -3.5%.
  3. כאשר החולדה היא שרוע, לעבור את המערכת כך שגז ההרדמה זורם לnosecone שהוא קבוע לבר החותכת.
  4. הסר את raלא מתא התיבה ולגלח את האזור שבין האוזניים והעיניים; באמצעות מקלון צמר גפן טבול בJodosept PVP, ספוגית האזור המגולח כדי להסיר כל שיער רופף.
  5. מקם את העכברוש בnosecone (איור 1) ולהמשיך הרדמה עם 2.5% isoflurane בO 2 (1 ליטר / דקה). בדוק את רמת ההרדמה על ידי צובט את אזור interdigital. אם החולדה היא מורדם כראוי, רפלקסים הגנתיים הם ביטלו (נסיגה כלומר, של כף הרגל).
  6. צג נשימה ותגובה לגירוי במהלך ההליך ולהתאים את מאדה לפי צורך.
  7. החל משחה וטרינר בעיניים כדי למנוע יובש ואילו בהרדמה. לפקח ולשמור על טמפרטורת גוף על 37 ± 0.5 מעלות צלזיוס על ידי מערכת חימום בשליטת משוב.

2. ניתוח

  1. שמור את שדה ניתוח סטרילי במשך כל הניתוח. ברגע שידי surgeon's הן סטרילי והתחום התפעולי הוא סטרילי, להעביר carefu רקlly ולזכור לא לשבור עקרות. זה כולל שיש גם שדה סטרילי (כלומר, וילונות אטומים למים סטריליים) שבן ניתן להגדיר את מכשירים.
  2. להזריק 0.2 מיליליטר mepivacaine תת עורי למרכז האזור המגולח. Mepivacaine היא הרדמה מקומית שיש לו משך הפעולה של עד 3 שעות. נוסף זה יהיה להרדים את אזור הניתוח.
  3. באמצעות אזמל, לעשות חתך קו האמצע מתחיל בין האוזניים והארכת לעבר 2 סנטימטר. ודא שperiosteum (הקרום מבריק מתחת לעור) גם חרות. לחשוף את הגולגולת עם ארבעה מלחציים (איור 2).
  4. באמצעות מקלון צמר גפן, בעדינות להסיר את periosteum עד תפרי העטרה וsagittal נחשפים; לאחר מכן, לעצור את הדם עם צמר גפן.
  5. לקבוע את הקואורדינטות של גבחת באמצעות מחט קבועה במחזיקה בדיקה, ולאחר מכן לסמן את קצה המחט עם בטוש שחור. באמצעות קדמי / אחורי (AP), קו האמצע / לרוחב(ML) וברגי dorsoventral כונן (DV), מקמו את קצה המחט ישירות על גבחת.
  6. קח AP וקריאות בקנה מידה ורניה ML: לחסר 3.6 מ"מ מקריאת AP ו -2.5 מ"מ מקריאת ML להשתלת האלקטרודה לתוך STN תקין, או להוסיף 2.5 מ"מ להשתלת האלקטרודה לתוך STN השמאל. עמדה זו תסומן על ידי הצבע של הבטוש לאחר הורדת קצה המחט אל פני השטח של הגולגולת.
  7. הצמד את מקדח השיניים על בעל בדיקה הגדול של מכשיר stereotaxic. הזז את מקדח השיניים לאזור מחושב - כלומר, הנקודה המסומנת על הגולגולת. במבט מבעד למיקרוסקופ, לקדוח חור (בקוטר כ -1 מ"מ) דרך הגולגולת עד הדורה גלויה (הגולגולת היא כ 1 מ"מ עובי). לחזור הדורה באמצעות מלקחיים מיקרו לנתיחה או מחט סטרילית. הדורה היא קשוחה מספיק כדי להרוס את קצה האלקטרודה.
  8. לקדוח חור עם מקדח השיניים בכל squama החזיתי, ובintההפך squama erparietal לחור אלקטרודה. נתק את מחזיק בדיקה ממכשיר stereotaxic. לא לקדוח בתפר גולגולת ככלי ורידים אחרי התפרים מתחת לגולגולת.
  9. בורג בורג עצם לכל אחד מחמשת החורים. הימנע השחלה הברגים עמוקות מדי. לברגי נירוסטה (M1.6), 2-3 הופכים לבורג יהיה מספק להחזיק את הבורג ללא הפעלה לחץ על המוח. מספר הסיבובים יהיה תלוי על המגרש של הבורג. הצמד את מחזיק בדיקה עם אלקטרודה בmicromanipulator (איור 3).
  10. שימוש בברגי כונן AP, ML ו DV, להעביר את מחזיק בדיקה עם אלקטרודה עד קצו כמעט נוגע בגבחת. שים לב לקריאה בקנה מידה ורניה AP, ML ו DV בגבחת. כאשר הקריאה נעשית, להעלות את האלקטרודה כמה מילימטרים כדי למנוע את האלקטרודה מגירוד הגולגולת במהלך תנועה. כדי לקבוע את הקואורדינטות של המיקום שבו האלקטרודה יש ​​להיות מוכנסת באל החור, להוסיף 3.6 מ"מ לקריאת AP ולהוסיף (או לגרוע) 2.5 מ"מ לקריאת ML.
  11. שימוש בברגי AP וכונן ML, להעביר את האלקטרודה לעמדה מחושבת. בשלב זה, את קצה האלקטרודה צריך להיות ממוקם ישירות מעל החור שנקדח אלקטרודה. ואז, על ידי הסתכלות מבעד למיקרוסקופ, להוריד את האלקטרודה לרמה של הדורה (איור 4). רמה זו משמשת כרמת אפס בכיוון DV. לאחר מכן, בעדינות להכניס את קצה האלקטרודה לתוך המוח ע"י הסתכלות מבעד למיקרוסקופ.
  12. חבר את סיכת אלקטרודה למחבר של מערכת ההקלטה. שים כלוב פאראדיי (או להחליף אותו בנייר אלומיניום) על החולדה במכשיר stereotaxic (איור 5). קרקע מכשיר stereotaxic עם ווי-משקל של החדר כי הוא עבד ב.
  13. להפעיל את מערכת ההקלטה. אם זמין, גם להשתמש ברמקול כדי להשיג צליל האקוסטי של פריקות / משחות של יחידות בודדות במהלך advancinז האלקטרודה.
  14. לאט לאט להכניס את האלקטרודה לתוך המוח על ידי הקלטת הפעילות החשמלית בקידום האלקטרודה. בעומק של בין 7.5 ו -8.1 מ"מ מהדורה, הפעילות החשמלית הספציפית של STN היא בדרך כלל לזיהוי (איור 6). הפעילות האופיינית לתאי עצב בSTN מאופיינת בדפוס ירי בלתי סדיר וקצב ירי גבוה (כלומר תדירות: 40.9 ± 12.9 הרץ) 18.
  15. במהלך ההקלטה, להפחית הרדמה ככל האפשר (לדוגמא, ל.8-1.0%); בעלי חיים-בהרדמה נמוך להראות פעילות מוחית חשמלית ברורה יותר.
  16. ספוגית משם כל דם או נוזל השדרתי שנעקר על פני השטח של הגולגולת בעת ההורדה באלקטרודה.
  17. לערבב כמות קטנה של דבק דנטלי ולהחיל אותו סביב האלקטרודה וסביב ארבעת הברגים חמישה בעזרת מרית קטנה (איור 7). הבורג החמישי ישמש כדי לתקן את חוט הקרקע של התקע.
  18. נתק את סיכת אלקטרודה מבעל אלקטרודה והמחבר של מערכת ההקלטה כאשר מלט השיניים קבוע.
  19. להתיר את הבורג שלא היה קבוע במלט שיניים. שים את התקע על סיכת אלקטרודה. תקן את חוט הקרקע של התקע עם הבורג החמישי (איור 8).
  20. לערבב את מלט שיניים ולהחיל אותו סביב את התקע. כמלט מתעבה, לעצב אותו סביב את התקע כדי ליצור כובע. למנוע קצוות חדים של מלט השיניים שעלולות לפגוע בבעלי החיים ולהסיר אותם במהלך ההתקשות (9 א איור ו- B).
  21. Debride קצות פצע ולסגור אותם עם תפר בחזית ומאחורי הכובע. לחטא את קצות פצע.
  22. חבר את תקע הראש לחוט שהוא קבוע במסתובב. הסר את העכברוש ממכשיר stereotaxic.
  23. החל tramadol (12.5 מ"ג / קילוגרם, intraperitoneally) בסוף ההתערבות ולאחר מכן פעם ביום במשך 2-3 ימים. מניחים את החולדה בכלוב נקי עם THERMAתמיכת l, לתקן את מסתובב בכלוב זה (איור 10) ולבדוק אותו בזהירות לשעה 1.
  24. אל תשאיר חיה ללא השגחה עד שהוא חזר להכרה מספיק כדי לשמור על כיבה sternal. אל תחזרו לבעלי חיים שעברו ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים, עד התאושש לחלוטין.

3. גירוי

  1. לקבוע את ההתנגדות בבעלי החיים לפני הגירוי באמצעות מד עכבה.
  2. חבר את התקע של מסתובב עם חוט והתקעים בקצה השני של החוט עם התפוקה הנוכחית והפלט לחוט הקרקע של ממריץ. חבר את ממריץ עם מחשב כדי לתכנת את ממריץ.
  3. בחר את הפרמטרים של גירוי בתכנית; לדוגמא, הפרמטרים המשמשים במחלת פרקינסון הם אורך הפולס: 60 μsec; תדירות: 130 הרץ. לעורר את העכברוש עם משרעת נוכחית הגדלת עד dyskinesia מוכר. להפחית העוצמה חשמלית דואר על ידי 10-20% מתחת לעצמה שעוררו dyskinesia או עד סימני נוירולוגים ייעלמו והחיה נוחה. פולסים מלבניים monophasic שמשו במחקר זה.
  4. לאחר שסיים את הניסוי, להרדימו עם isoflurane: התאם את קצב זרימה או ריכוז isofurane עד 5% או יותר. המשך חשיפת isoflurane עד 1 דקות לאחר שנשם עצירות.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

השתלת האלקטרודה לתוך STN של עכברוש באמצעות מערכת הקלטה - כפי שהוצג כאן - היא הליך יעיל ומדויק לDBS שלוקח כ 1 שעה לכל בעל חיים. מודל זה הוא הליך די קל: מתוך 10 חולדות נתון לניתוח, כל שרד את ההתערבות. עשרים וארבע שעות לאחר ההתערבות, המדינה של כל עכברוש הייתה פיקוח ולא בבעלי חיים השיגו יותר מ 1 של 3 נקודות על פי קוד החומרה. במהלך התקופה של גירוי מתמשך (14 ימים, 24 שעות ביום), אין חוט המנותק, שברה או ננשך דרך. אף אחד מ- 10 החולדות איבד את הכובע של מלט שיניים וגם לא להיפגע על ידי הציוד...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

מחקר זה מציג סט צעד-אחר-צעד של הוראות להשתלת אלקטרודה כרונית monopolar לSTN של חולדות. למרות אלקטרודות טונגסטן עם עכבה נמוכה משמשת לעתים קרובות ל18,19 DBS, אלקטרודה monopolar עשויה פלטינה / אירידיום (Pt / עיר) הועסק שעכבה של כ 1 MΩ. אלקטרודות Pt / עיר משמשות גם בחולים עם מחלת פרקינסון בגלל התכונות החיוביות שלהם: הם מדגימים שחיקה מינימאלית 20 ולא לייצר נזק לרקמות רלוונטיות 21 אם אין צפיפות גבוה תשלום משמשות. מאחר והמטרה של מחקר זה הייתה הגדרת ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המחברים מצהירים שאין להם אינטרסים פיננסיים מתחרים.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ברצוננו להודות למר וובל על הכנת החוטים ולמר טיטש על בניית התקעים והכלובים בהתאם לתוכניות שלנו. עבודה זו נתמכה על ידי ה-Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). פליקס פלורי הוא בעל מלגה של Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), מרפאות אוניברסיטאיות בווירצבורג, גרמניה.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
אלקטרודה Pt/IrFHC Inc.UEבהתאמה אישית: מפרט:
UEPSEGSECN1M תקעיםGT Labortechnik (ארנשטיין / גרמניה)
כותרת סיכהבהתאמה אישית DISTRELEC143-95-324שורה אחת, 90° 1x3 datamate, סוג M80-8420342
שקעDISTRELEC143-95-621שורה אחת, מוט 2 מ"מ ישר מס' 1 x 3 datamate, סוג M80-8400342
קפיץ נירוסטהפלסטיק ONESS0102חלק-#: .120 x .156 מזהה קפיץ (מ"מ): 3.0  קפיץ OD (מ"מ): 4.0
מלט דנטלי/נוזל 64707938 PaladurHeraeus Kulzer500 מ"ל
צמנט דנטלי/אבקת 64707954 PaladurHeraeus Kulzerורד, 500 גרם
בורג ראשהאמר & ReissV2ADIN84 M1.6x3
Jodosept PVPVetoquinol435678/E04
Mepivacain 1%AstraZenecaPZN03338515
EpinephrineSanofi-AventisPZN00176118
TramadolhydrochlorideRotexmedica38449.00.00
, ,

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kumar, R., Lang, A. E., et al. Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson’s disease. Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).
  2. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -J., Sturm, V. Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD. Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).
  3. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -J. Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson’s disease. Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).
  4. Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson’s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial. The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).
  5. Benabid, A. L., Pollak, P., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).
  6. Volkmann, J., Wolters, A., et al. Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial. The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).
  7. Nguyen, J. -P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -P. Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain. Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).
  8. Kohl, S., Schönherr, D. M., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC psychiatry. 14, 214(2014).
  9. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Mädler, B., Coenen, V. A. Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  10. Fisher, R., Salanova, V., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  11. DeGiorgio, C., Heck, C., et al. Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms. Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).
  12. Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension. Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).
  13. Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article]. Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).
  14. Chang, J. -Y., Shi, L. -H., Luo, F., Zhang, W. -M., Woodward, D. J. Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience, & Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).
  15. Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei. The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).
  16. Paxinos, G., Watson, C. H. The rat brain in stereotaxic coordinates. , Academic Press Elsevier. Amsterdam. (2007).
  17. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow, & Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  18. Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons. Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).
  19. Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss. Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).
  20. Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation. Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).
  21. Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).
  22. Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. Physiological Challenges for Intracortical Electrodes. Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).
  23. Li, Q., Ke, Y., et al. Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex. Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

מאמרים קשורים