הרשמה ל-JoVE נדרשת לצפייה בתוכן זה. התחברו או התחילו בגרסת ניסיון בחינם.

מאמר שיטה

אלקטרופיזיולוגיה בהכנות כבל מבודדות גזע המוח-השדרה מיילוד מכרסמים מאפשרת הקלטת תפוקת רשת הנשימה עצבית

8.2K צפיות

⸱

DOI:

10.3791/53071

⸱

19 בנובמבר 2015

 , 
1Department of Pediatrics, Laval University

במאמר זה

סיכום

כונן הנשימה המרכזי ממוקם בגזע המוח. פלט מוטורי נשימתי ספונטני מגזע מוח-חוט שדרה מבודד נרשם על ידי הנחת אלקטרודה על שורש הגחון הרביעי. גישה ניסויית זו חשובה לחקירות פרמקולוגיות או להערכת אתגרי נשימה ומניפולציות גנטיות על התנהגות מוטורית קצבית.

תקציר

בעוד שידוע היטב כי הדחף הנשימתי המרכזי ממוקם בגזע המוח, מספר היבטים של תפקודו הבסיסי, התפתחותו ותגובתו לגירויים עדיין לא מובנים במלואם. כדי להתגבר על הקושי בגישה לגזע המוח בבעל החיים כולו, מבוצע בידוד של גזע המוח וחלק מחוט השדרה. תכשיר זה נשמר בנוזל מוח-עמוד שדרה מלאכותי שבו גזים, ריכוזים וטמפרטורה נשלטים ומנוטרים. אות הפלט מרשת הנשימה נרשם על ידי אלקטרודת יניקה המונחת על שורש הגחון הרביעי. באופן זה, ניתן ליישם גירויים ישירות על גזע המוח, וניתן לרשום את ההשפעה ישירות. האות המוקלט מקושר לאות השאיפה הנשלח לסרעפת דרך העצב הפרני, וניתן לתאר אותו כהתפרצויות (בסביבות 8 התפרצויות לדקה). ניתוח התפרצויות אלה (תדירות, משרעת, אורך ושטח מתחת לעקומה) מאפשר אפיון מדויק של השפעת הגירוי על רשת הנשימה. המגבלה העיקרית של שיטה זו היא כדאיות התכשיר מעבר לשלבים המוקדמים שלאחר הלידה. לפיכך, שיטה זו מתמקדת מאוד בחקר הרשת כולה ללא התשומות ההיקפיות בחולדה שזה עתה נולדה.

מבוא

נשימה היא פעילות מורכבת וחיונית הנשלטת על ידי המוח, המאפשרת dioxygen (O 2) ספיגה ופחמן דו חמצני (CO 2) חיסול. כונן הנשימה המרכזי מופק על ידי רשת מורכבת ממוקמת בגזע המוח בשני היונקים 1, דו-חיים 2, זוחלים 3, 4 ציפורים ודגים 5. גם אם המחקר של נשימה יכול להיות מעובד בvivo, חקירות מכניסטית מדויקות דורשות גישה ישירה לרשת שליטה בדרכי הנשימה. לשם כך, אדריאן וBuytendijk פיתחו הכנת דג זהב מופחתת, שבו אלקטרודות המונחת על משטח שיא גזע המוח קצב שנוצר קשור לאוורור זימים 5. גישה זו הותאמה לאחר מכן על ידי Suzue בשנת 1984 6 לשימוש במכרסמים שזה עתה נולד. כניסתו של תכשיר זה הובילה להתקדמות משמעותית בנוירוביולוגיה בדרכי הנשימה. מאז הוא פשוט יחסית, הטכניקה הציגה hבטרם ניתנים למגוון רחב של חקירות בסיסיות של התנהגויות מוטוריות קצביות ומקורותיהם במכרסמים שזה עתה נולד.

המטרה הכוללת של שיטה זו היא להקליט את התשתית העצבית של פעילות שאיפה, קצב כמו-נשימה נקרא נשימה פיקטיבית, המיוצרת על ידי הרשת בדרכי הנשימה. שיטה זו יכולה להיות מועסק במגוון רחב של מטרות מחקר, מיקוד תגובות שאיפה לשינויים או פרמקולוגיה נשימה בסוג 7 ומהונדסים 8 שני חיות בר. בהתחשב בכך שהניסויים מבוצעים בטמפרטורה נמוכה, ללא afferents חושית, ובתנאים שבי הריכוזים של גלוקוז וO 2 בתוך aCSF גבוהים, שאלות הועלו לגבי הרלוונטיות הפיזיולוגיות של האות נרשמה. אמנם יש הבדלים ברורים בין in vivo ובתנאי מבחנה (למשל., התדירות של התפרצויות שאיפה) העובדה היא שהנוכחות שלמרכיבי הליבה של רשת הנשימה 6 לעשות את זה אפשרי ללמוד מקצב חזק הקשורים לתפקוד homeostatic חיוני 9,10.

הרציונל מאחורי הפיתוח והשימוש בטכניקה זו הוא להקל על גישה ישירה לאלמנטי גזע המוח של הרשת בדרכי הנשימה, שהם כמעט ולא נגישים in vivo, במיוחד בתינוקות. גזע המוח ממוקם בתנאים מבוקרים בקפדנות: קצב שנרשם לא מווסת על ידי תשומות מביא היקפיים מהריאות או גופי התרדמה, המאפשר המחקר להתמקד בכונן הנשימה המרכזי עצמו 11. לפיכך, גישה זו מנוצלת ליישם גירויים ולהקליט את אות הפלט. בניגוד לplethysmography הקלטות, קצב הנשימה הוא מווסת על ידי כל מרכיביו בכל הגוף (לדוגמא., התנפחות ריאות, chemosensors ההיקפי), ולכן קשה ליישם גירויים מדויקים.

בעכברוש ewborn, הפרוטוקול מורכב מהקלטת האות הרביעית הגחון שורש בגזע מוח מבודד וחוט השדרה קטוע, נשמר בנוזל מלאכותי Cerebro-השדרה (aCSF). קצב שנוצר על ידי הכנות כבל גזע המוח-השדרה מורכב מהתפרצויות איטיות בודדות שצמודות לאות השאיפה 9. הכנות כבל גזע המוח-השדרה מבודדות בקלות לצריבה בחולדות מיום שלאחר הלידה 0-4 (P0 - P4) 7. גישה זו משמשת בדרך כלל כדי להעריך את תגובת חוסר חמצן של רשת דרכי הנשימה, וגם התגובה לhypercapnia, חמצת או סמים. פרוטוקול היפוקסיה חריף מוצג כאן. גירוי זה מתקבל על ידי נסיגה של O 2 בaCSF; גישה זו משמשת בדרך כלל כדי להעריך את הסובלנות והיענות לעלבונות חוסר חמצן. הפרוטוקול גורם דיכאון קצב מהרגע הראשון ועד לסוף חשיפת היפוקסיה (איור 1) 12. דיכאון זה מתהפךבמהלך 12 התאוששות לאחר חוסר חמצן. בנוגע לעיצוב ניסיוני, חשוב לשים לב שפונס, הממוקם בחלקו מקורי של גזע המוח, יש פעולה מעכבת על הגנרטור קצב 8. כך, הכנות של גזע המוח וחוט השדרה מלאים מקורי להציג קצב נמוך יותר. הכללה של פונס במדגם המבודד להקלטה נקבעה בהתאם למטרת הניסוי 13; המחקר של השפעת פונטיני ברשת הלשד המוארכת ידרוש הקלטות עם ובלי פונס להשוות את התוצאות 14. יתר על כן, אחד היתרונות של שיטה זו היא האפשרות להארכת החלק מקורי של ההכנה לכולל mesencephalic ו / או אזורי diencephalic 15,16, כך שניתן להעריך את ההשפעה של אזורים אלה ברשת הנשימה פונטו-לשדי.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

שיטה זו נדרשה שימוש נושאי בעלי חיים, אפשרו על ידי הוועדה לאוואל אוניברסיטת בעלי החיים אתיקה (פרוטוקול # 2,012-170).

1. התקנה והכנה

  1. פתרונות
    1. הכן פתרונות מניות aCSF על פי המתכונים 7,17 הבאים. מתכונים אחרים עם וריאציות ריכוז זמינים בספרות. פתרונות מניות חנות ב 4 מעלות צלזיוס במשך עד חודש.
      1. תמיסת מלח: להוסיף 75.39 גרם של NaCl (129 מ"מ סופי); 2.5 גרם של KCl (3.35 מ"מ סופי); 0.81 גרם של NaH2PO4 (0.58 מ"מ סופי); 2.33 גרם של MgCl2 (1.15 מ"מ סופי); 1.85 גרם של CaCl2 (1.26 מ"מ). ממיסים בכ -800 מיליליטר של מים מזוקקים ולאחר מכן למלא לL 1 עם מים distillated.
      2. פתרון ביקרבונט: להוסיף 17.65 גרם של NaHCO 3 (21 מ"מ סופי). ממיסים בכ -900 מיליליטר של מים distillated לאחר מכן למלא לL 1 עם מים מזוקקים. וריאציות של הריכוז ביקרבונט יגרמו וריאציות pH.
      3. פתרון גלוקוז: להוסיף 54.06גרם של גלוקוז (30 מ"מ סופי). ממיסים בכ -400 מיליליטר של מים distillated לאחר מכן למלא 500 מיליליטר מים מזוקקים.
    2. הכן aCSF על ידי דילול של תמיסת מלח 100 מיליליטר, של פתרון ביקרבונט 100 מיליליטר, 50 מ"ל ושל פתרון גלוקוז ב1 ליטר של מים מזוקקים. חנות ב 4 מעלות צלזיוס עד לשימוש.
    3. הכן אלקטרודת זכוכית על ידי התחממות ומתיחת צינור זכוכית עד שזה נשבר. חול במורד הקצה לפני השימוש. האלקטרודה ניתן לעשות שימוש חוזר הרבה זמן כל עוד הוא נשאר נקי.
  2. הגדרת ניסוי
    הערה: פרטי ההגדרה מוצגים באיור 2.
    1. הפעל את המגבר, נע Averager, נתוני מערכת רכישה, בקר טמפרטורה ומשאבה. בדוק את ההגברה האות (רווח = 10,000), סינון (סף נמוך, 10 הרץ; סף גבוה, 5 kHz), וקצב הדגימה של אנלוגי להמרה דיגיטלית של אות הגלם (2.5 kHz).
    2. מלאו בקבוק עם aCSF ובועה זה עם carbogen (95% O 2 , 5% CO 2). לגרום bubbled- וחמם aCSF זרימה בתא ההקלטה (נפח 5 מיליליטר) בשעה 4 מיליליטר / דקה. החזק את הטמפרטורה בחדר ההקלטה ב 26 (± 1) מעלות צלזיוס. pH צריך להיות 7.4 בתנאים סטנדרטיים אלה.
    3. שמור 50 מיליליטר של RT וaCSF-בועות carbogen במזרק 50 מיליליטר ליד חדר הניתוח.
    4. הפעל את המחשב ולהפעיל את תוכנת ההקלטה.

2. Dissection

  1. לשקול וחזותי לקבוע את מינו של בעל החיים (זכרים כבר ano-גניטלי מרחק, ואילו נקבות יש מרחק ano באיברי המין קצר; זכרי איברי מין הם בדרך כלל כהים ואילו איברי המין נקביים הם ורוד).
  2. להרדים את מכרסמים שזה עתה נולד על ידי אחת מהאפשרויות הבאות: cryoanesthesia (לטבול לחלוטין בבעלי החיים בקרח 4 - 5 דקות 18), הזרקה (equitensine ב 4 מיליליטר / קילוגרם) 19 או שאיפה של חומרי הרדמה נדיפים (isoflurane או אתר 21 20). Confirm מטוס נאות של הרדמה על ידי היעדר רפלקס נסיגת כפה.
  3. מניחים את החיה על הספסל, פני הגחון למטה. סעיף החלק מקורי של הראש coronally עם אזמל ברמת גבחת (גלויה דרך העור והגולגולת). לבצע שלב זה מייד לאחר החיה מורדמת.
  4. סעיף הגוף coronally עם אזמל תחת החברים הקדמי.
  5. להסיר עור, שרירים, רקמות שומן וקיבה עם מספריים וצבת כירורגית ודקים. מאז העצמות רכות בגיל הזה, להיות זהיר שלא לפגוע במערכת העצבים. לבצע שלב זה על הספסל.
  6. מניחים את ההכנה בתא לנתיחה. השתמש בaCSF מאוחסן במזרק לחמצן ההכנה. מנקודה לסוף ההקלטה זו, השתמש במיקרוסקופ.
  7. על פניו הגב של ההכנה, לחתוך את הגולגולת וחוליות מהמקוריות לחלק הזנב לאורך הציר הבינוני עם מספריים וצבת כירורגית ודקים. פתח את הגולגולת לחתוךוחוליות במטרה לחשוף את רקמת העצבים. השתמש בaCSF strored במזרק לחמצן ההכנה.
  8. עם הצבת, להסיר את קרום נואיד, רקמה דקה המכסה את פני השטח של רקמת העצבים. שמור קרום רך וכלי דם נגד רקמת העצבים. השתמש בaCSF מאוחסן במזרק לחמצן ההכנה.
  9. מניחים את ההכנה עם הגב עם פנים כלפי מטה, ובזהירות להפיל את גזע המוח וחוט השדרה על ידי חיתוך העצבים ורקמות חיבור עם המספריים תוך החזקת ההכנה במקום. גישת גב היא גם אפשרית. שמור את השורשים ועצבי זמן רב ככל האפשר. הסר את העצמות לבודד את גזע המוח וחוט השדרה. השתמש בaCSF מאוחסן במזרק לחמצן ההכנה.
  10. הסר את המוח הקטן ונותר מבנים מקורי על ידי חתכם עם האזמל. השתמש בaCSF מאוחסן במחט לחמצן ההכנה.
  11. לחלופין בהתאם experimenעיצוב טל, להסיר את פונס עם האזמל על ידי קדמי סעיף העטרה לעורק המוח הקטן הנחות 22. שימו לב שהשמירה על כל פונס יהיה להאט את קצב בחולדות ומלאה לעכב אותו בעכברים. הכנות הכוללות את חלק הזנב רק של פונס להציג פעילות כמו נשימה-עם תדר יציב בשורש C4.

3. הקלטה

  1. מניחים את ההכנה בחדר הקלטה, עם הפנים כלפי מעלה הגחון. תקן את ההכנה עם סיכות בחלק הנמוך ביותר של חוט השדרה והמקורי ביותר החלק מגזע המוח.
  2. באמצעות מזרק הצמוד לאלקטרודה על ידי מחטה, לגרום לדיכאון באלקטרודה (קוטר הקצה של כוס: 150-225 מיקרומטר) על ידי תלישת הבוכנה המזרק, כדי למלא באופן חלקי את האלקטרודה עם aCSF.
  3. באמצעות micromanipulator, למקם בזהירות את האלקטרודה קרובה לאחד משורשי הגחון הרביעי. שורשי הגחון אחרים יכולים גם להציג כמו נשימה-פעילות (ה.ז., עצב גולגולת XII, C1 שורש הגחון).
  4. לגרום לדיכאון במכל אלקטרודה באמצעות המזרק ידי משיכת הבוכנה כדי לשאוב שָׁרשׁוֹן העצב בעדינות. לאחר מכן לעבור בזהירות את האלקטרודה ליישם אותו נגד חוט השדרה.
    הערה: באופן אידיאלי בגודל של שָׁרשׁוֹן מתאים לגודל של פתיחת האלקטרודה ובכך יוצר חותם בין התאים הפנימיים וחיצוניים של האלקטרודה. מאז מגברי ההפרש משמשים בדרך כלל להקלטות כאמור, כל פתיחה בין החלק הפנימי של האלקטרודה ותא ההקלטה מפחיתה את איכות האות ומקשה על למנוע רעש רקע.
  5. התחל ההקלטה.
  6. רשום את קצב מיוצר על ידי ההכנה בתנאי normoxic (כלומר, aCSF מבעבע עם carbogen: 95% CO 2 O ו 5% 2) לפחות 20 דקות כדי לקבוע את הפרמטרים הבסיסיים של ההכנה.
  7. לעבור זלוף מaCSF-בועות carbogen לaCSF גירוי (כלומר, מבעבע עם 95% N 2, 5% CO 2 לגירוי היפוקסיה) במשך 15 דקות. לשנות משך חשיפה בהתאם לפרוטוקול הניסוי. רשום את משך החשיפה בגיליון הנתונים של ההקלטה ובעלי חיים. השתמש בצינורות נירוסטה בין בקבוק aCSF ותא בכל הזדמנות אפשרית, כדי למנוע דיפוזיה גז לחלק החיצוני של הצינור.
  8. לעבור זלוף בחזרה לaCSF-בועות carbogen הסטנדרטי לפחות 15 דקות להקלטת התאוששות. שיא זה בגיליון הנתונים של ההקלטה ובעלי חיים.
  9. לסיים את ההקלטה.

4. ניתוח סטטיסטי

  1. מהאות המשולבת, לחשב את התדירות כמו מספר ההתפרצויות לדקה (באה לידי ביטוי בהתפרצויות / min), משרעת כהפרש בין קו הבסיס והשיא של הפרץ (בא לידי ביטוי בmV), משך הפרץ כמשך מ המתחילה ועד סופו של הפרץ (באה לידי ביטוי בים), אזור הפרץ כאזור תחת נוכve של הפרץ באות המשולבת (באה לידי ביטוי בmV · ים) (איור 3).
  2. לחשב את התדירות, משרעת, משך פרץ ואזור פרץ תחת normoxic (בסיס), חוסר חמצן (גירוי) ותנאים שלאחר חוסר חמצן התאוששות (לאחר הגירוי) כממוצע של 5 דקות האחרונות של הקלטות לכל מצב. אל תנתח את החלק הראשון של כל מצב, כי יש עיכוב בין מיתוג הומוגניזציה זלוף וaCSF בתא ההקלטה.
  3. הגעה אז גירוי (כלומר, היפוקסיה) ופוסט-גירוי ערכי התאוששות (כלומר, לאחר חוסר חמצן) כאחוז מערכי הבסיס להקלטה המקבילה. הגעה התוצאות כאמצעי ± SD

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

כפי שצוין במבוא, אחד היתרונות החשובים ביותר של טכניקה זו היא הגישה הישירה לגזע המוח ליישם גירויים שונים. כדוגמא, היפוקסיה יושמה כאן. איור 1. א.ב. מציג הקלטת פרוטוקול מלאה, עם שני תנאי normoxic וחוסר חמצן. איור 1.CE מציגה את קצב שנרשם בתנאי normoxic (כלומר, aCSF מבעבע עם 95% O 2 ו -5% CO 2 ב 26 מעלות צלזיוס). כפי שהודגם בעבר בהכנה מדויקת זה 11, התדירות היא כ -8 פרצים / דקה, ומשרעת הוא על 0.800 mV. שים לב שה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

כימות מדויק של פעילות נשימה יכול להיות מאתגר. ואכן, נשימה היא פונקציה שיכולה להיות גם אוטומטי ורצון, וכי הוא מווסת בהתאם לסביבה, הצרכים של הגוף, המצב הרגשי וההתנהגות. היתרון של שיטה זו הוא הבידוד של האלמנטים העצביים האחראים לייצור את פקודת דרכי הנשימה. לפיכך, קלטות אלקטרו הכנות חוט השדרה וגזע מוח-plethysmography טכניקות משלימות ללמוד את כל הרשת עצבית בדרכי הנשימה במבחנת in vivo, בהתאמה. הקלטות תיקון מהדק בהכנת כבל גזע המוח-השדרה (למשל., מתקרבות ממשטח הגחון) הן גם...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

למחברים אין אינטרסים פיננסיים מתחרים או ניגודי אינטרסים לחשוף.

תודות

המחברים מודים מקרב לב למכונים הקנדיים לחקר הבריאות 130258 ולקרן סטאר לחקר בריאות הילדים, יחד עם קרן מולי טואל, על מתן מתקן המחקר והתמיכה הכספית. המחברים גם מודים מקרב לב לד"ר קינקיד ריצ'רד על הגהה וייעוץ בכתבי היד.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
SylgardSigma Aldrich761036-5EAהשתמש מתחת למכסה המנוע
NaClBioshopSOD002
KClBioshopPOC888
CaCl2BioshopCCL444
MgCl2BioshopMAG510
NaHCO3BioshopSOB999
NaH2PO4BioshopSPM306
D-glucoseBioshopGLU501
CarbogenLinde343-02-0006 
בקר טמפרטורהוורנר אינסטרומנטס, המדן, קונטיקט, ארה"בTC-324B
אלקטרודות יניקהמערכות A-M, אוורט, וושינגטון, ארה"בדגם 573000
מגבר AC דיפרנציאליA-M מערכות, אוורט, וושינגטון, ארה"בדגם 1700
ממוצע נעCWE, ארדמור, פנסילבניה, ארה"בדגם MA-821
מערכתרכישת נתוניםDataq Instruments, אקרון, אוהיו, ארה"בדגם DI-720
LabChart תוכנהADInstruments, קולורדו ספרינגס, קולורדו, ארה"ב
פריזמה תוכנהGraphpad, לה ג'ולה, קליפורניה, ארה"ב
קופסת פלסטיק תא דיסקציה(למשל קופסת פטרי) תעשה
תא הקלטהתוצרת
Kanetec, Bensenville, IL, ארה"בMB
MicromanipulatorWorld Precision Instrument Inc, סרסוטה, פלורידה, ארה"בKite-R
בסיסKanetec, בנסנוויל, אילינוי, ארה"MB
משאבה פריסטלטיתגילסון, מידלטון, ויסקונסין, ארה"בMINIPULS 3
Faraday Cageמחשב ביתי
בסיס ביתב

מקורות

  1. Feldman, J. L., Del Negro,, A, C., Gray, P. A. Understanding the rhythm of breathing: so near, yet so far. Annu Rev Physiol. 75, 423-452 (2013).
  2. Taylor, A. C., Kollros, J. J. Stages in the normal development of Rana pipiens larvae. Anat Rec (Hoboken). 94, 7-13 (1946).
  3. Takeda, R., Remmers, J. E., Baker, J. P., Madden, K. P., Farber, J. P. Postsynaptic potentials of bulbar respiratory neurons of the turtle. Respir Physiol. 64, 149-160 (1986).
  4. Bouverot, P. Control of breathing in birds compared with mammals. Physiol Rev. 58, 604-655 (1978).
  5. Adrian, E. D., Buytendijk, F. J. Potential changes in the isolated brain stem of the goldfish. J Physiol. 71, 121-135 (1931).
  6. Suzue, T. Respiratory rhythm generation in the in vitro brain stem-spinal cord preparation of the neonatal rat. J Physiol. 354, 173-183 (1984).
  7. Fournier, S., et al. Gestational stress promotes pathological apneas and sex-specific disruption of respiratory control development in newborn rat. J Neurosci. 33, 563-573 (2013).
  8. Caravagna, C., Kinkead, R., Soliz, J. Post-natal hypoxic activity of the central respiratory command is improved in transgenic mice overexpressing Epo in the brain. Respir Physiol Neurobiol. 200, 64-71 (2014).
  9. Onimaru, H., Arata, A., Homma, I. Neuronal mechanisms of respiratory rhythm generation: an approach using in vitro preparation. Jpn J Physiol. 47, 385-403 (1997).
  10. Onimaru, H. Studies of the respiratory center using isolated brainstem-spinal cord preparations. Neurosci Res. 21, 183-190 (1995).
  11. Ballanyi, K., Onimaru, H., Homma, I. Respiratory network function in the isolated brainstem-spinal cord of newborn rats. Prog Neurobiol. 59, 583-634 (1999).
  12. Viemari, J. C., Burnet, H., Bevengut, M., Hilaire, G. Perinatal maturation of the mouse respiratory rhythm-generator: in vivo and in vitro studies. Eur J Neurosci. 17, 1233-1244 (2003).
  13. Rybak, I. A., Abdala, A. P., Markin, S. N., Paton, J. F., Smith, J. C. Spatial organization and state-dependent mechanisms for respiratory rhythm and pattern generation. Prog Brain Res. , 165-201 (2007).
  14. Hilaire, G., Viemari, J. C., Coulon, P., Simonneau, M., Bevengut, M. Modulation of the respiratory rhythm generator by the pontine noradrenergic A5 and A6 groups in rodents. Respir Physiol Neurobiol. 143, 187-197 (2004).
  15. Okada, Y., Kawai, A., Muckenhoff, K., Scheid, P. Role of the pons in hypoxic respiratory depression in the neonatal rat. Respir Physiol. 111, 55-63 (1998).
  16. Voituron, N., Frugiere, A., Gros, F., Macron, J. M., Bodineau, L. Diencephalic and mesencephalic influences on ponto-medullary respiratory control in normoxic and hypoxic conditions: an in vitro study on central nervous system preparations from newborn rat. Neuroscience. 132, 843-854 (2005).
  17. Somjen, G. G. Ion regulation in the brain: implications for pathophysiology. Neuroscientist. 8, 254-267 (2002).
  18. Danneman, P. J., Mandrell, T. D. Evaluation of five agents/methods for anesthesia of neonatal rats. Lab Anim Sci. 47, 386-395 (1997).
  19. Formenti, A., Zocchi, L. Error signals as powerful stimuli for the operant conditioning-like process of the fictive respiratory output in a brainstem-spinal cord preparation from rats. Behav Brain Res. 272, 8-15 (2014).
  20. Bierman, A. M., Tankersley, C. G., Wilson, C. G., Chavez-Valdez, R., Gauda, E. B. Perinatal hyperoxic exposure reconfigures the central respiratory network contributing to intolerance to anoxia in newborn rat pups. J App Physiol. 116, 47-53 (2014).
  21. Umezawa, N., et al. Orexin-B antagonized respiratory depression induced by sevoflurane, propofol, and remifentanil in isolated brainstem-spinal cords of neonatal rats. Respir Physiol Neurobiol. 205, 61-65 (2015).
  22. Ruangkittisakul, A., Secchia, L., Bornes, T. D., Palathinkal, D. M., Ballanyi, K. Dependence on extracellular Ca2+/K+ antagonism of inspiratory centre rhythms in slices and en bloc preparations of newborn rat brainstem. J Physiol. 584, 489-508 (2007).
  23. Cayetanot, F., Bodineau, L., Frugiere, A. 5-HT acting on 5-HT(1/2) receptors does not participate in the in vitro hypoxic respiratory depression. Neurosci Res. 41, 71-78 (2001).
  24. Onimaru, H., Homma, I. Whole cell recordings from respiratory neurons in the medulla of brainstem-spinal cord preparations isolated from newborn rats. Pflugers Archiv : European journal of physiology. 420, 399-406 (1992).
  25. Paton, J. F. Rhythmic bursting of pre- and post-inspiratory neurones during central apnoea in mature mice. J Physiol. 502 (Pt 3), 623-639 (1997).
  26. Morin-Surun, M. P., Boudinot, E., Kato, F., Foutz, A. S., Denavit-Saubie, M. Involvement of NMDA receptors in the respiratory phase transition is different in the adult guinea pig in vivo and in the isolated brain stem preparation. J Neurophysiol. 74, 770-778 (1995).
  27. Otsuka, H. Effects of volatile anesthetics on respiratory activity and chemosensitivity in the isolated brainstem-spinal cord of the newborn rat. Hokkaido Igaku Zasshi. 73, 117-136 (1998).
  28. Gestreau, C., et al. Task2 potassium channels set central respiratory CO2 and O2 sensitivity. PNAS. 107, 2325-2330 (2010).
  29. Caravagna, C., Soliz, J. PI3K and MEK molecular pathways are involved in the erythropoietin-mediated regulation of the central respiratory command. Respir Physiol Neurobiol. 206C, 36-40 (2014).
  30. Tree, K., Caravagna, C., Hilaire, G., Peyronnet, J., Cayetanot, F. Anandamide centrally depresses the respiratory rhythm generator of neonatal mice. Neuroscience. 170, 1098-1109 (2010).
  31. Arata, A. Respiratory activity of the neonatal dorsolateral pons in vitro. Respir Physiol Neurobiol. 168, 144-152 (2009).
  32. Onimaru, H., Homma, I. A novel functional neuron group for respiratory rhythm generation in the ventral medulla. J Neurosci. 23, 1478-1486 (2003).
  33. St-John, W. M., Paton, J. F. Characterizations of eupnea, apneusis and gasping in a perfused rat preparation. Respir Physiol. 123, 201-213 (2000).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

תגיות

אלקטרופיזיולוגיה בהכנות כבל מבודדות גזע המוח-השדרה מיילוד מכרסמים מאפשרת הקלטת תפוקת רשת הנשימה עצבית
צרו קשר
המליצו לספרייה

פרטיות

תנאי שימוש

מדיניות

זכויות יוצרים © 2026 MyJoVE Corporation. כל הזכויות שמורות.