מאמר שיטה

דוגמנות מוגבלת Capsular אוטם בעזרת טכניקת Photothrombotic

DOI:

10.3791/53281

⸱

2 ביוני 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology, 2Department of Pathology, Chonnam National University Medical School, 3Departement of Neurosurgery, Presbyterian Medical Center

במאמר זה

סיכום

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כתב יד זה מתאר טכניקת דוגמנות של אוטם קופסית. כאן השתמשנו בטכניקת photothrombotic שונה עם בעצימות נמוכות של אור לאחר מיפוי היעד מראש ניתוח. באמצעות טכניקה זו, יצרנו מודל אוטם קופסית מתוחם עם לקויות מוטוריות מתמיד.

תקציר

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עלייה אחרונה בשיעור השכיחות של שבץ מוחי בחומר לבן דורשת מחקר ספציפי בתחום. עם זאת, היעדר מודל בעלי חיים רלוונטי לשבץ מוחי בחומר הלבן פגע בחקירות המחקר. כאן, אנו מתארים שיטה חדשה ליצירת אוטם קפסולה מוגבל הממזער את הנזק למבני החומר האפור השכנים. השתמשנו במעקב עצבי לפני הניתוח עם חלבון פלואורסצנטי ירוק הקשור לנגיף (AAV-GFP) כדי לזהות ארגון סומטוטופי של אזור הגפיים הקדמיות בתוך הקפסולה הפנימית. התאמת עוצמת האור על בסיס תכונות אופטיות שונות של חומר אפור ולבן תורמת להרס סלקטיבי של החומר הלבן עם שימור יחסי של החומר האפור. מיקום מדויק של הממשק האופטי-עצבי מאפשר הרס של כל אזור הגפיים הקדמיות בקפסולה הפנימית, מה שמוביל לחסר מוטורי ניכר ומתמשך. לפיכך, טכניקה זו מייצרת נגעי אוטם קפסולרי הניתנים לשכפול עם גירעון מוטורי מתמשך. המודל יעזור לא רק לחקור שבץ חומר לבן (WMS) ברמה ההתנהגותית, המעגלית והתאית, אלא גם להעריך את התועלת שלו לפיתוח התערבויות טיפוליות ושיקומיות חדשות.

מבוא

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עד לא מזמן, "מודלים שבץ החומר האפור (GMS)" שימשו אך ורק כדי להבין את פתופיזיולוגיה של שבץ כדי להנחות את הפיתוח של טיפולים חדשים. עם זאת, חלה שכיחות גוברת של שבץ משפיעת חומר לבן קורטיקליים אצל אנשי קשישים, המהווים כ -15 - 25% מכל מקרי השבץ 1,2. מחקרים רבים נערכו שבץ לגבי שימוש במודלי GMS, ואילו ישנם כמה מחקרים שהשתמשו שבץ חומר לבן מודלים (WMS). חומר לבן במכרסמים פחות משמעותי בחומר הלבן בבני אדם או יונקים. כתוצאה מכך, זה יותר קשה לגשת באופן סלקטיבי ולהרוס אזורי היעד בחומר הלבן 3. בנוסף, אין כלים יעילים פותחו עד כה להרוס את ההיקף המתוכנן סלקטיבי של חומר לבן ממוקד. לכן, חל חוסר המודלים המתאימים ללימוד של משייכות חומר לבנות.

בעלי החיים stמודלי רוק משמשים לעתים קרובות כדי לעקוב אחר ההתקדמות של התאוששות מנוע לפיתוח שיקומי חדשים ושיטות טיפוליות. הוא אידיאלי כדי לנצל במודל חיה שמספק חסר נוירולוגים לטווח ארוך שתואמו את השינויים אנטומיים הפגינו שבץ אדם 4,5. בהקשר זה, התאוששות מהירה של הגירעון המנוע ומעורבות רחבה של lesioning האוטם הבא המוח לא יכולה להיות מציאותית במרדף של מחקר שבץ. מודלים אוטמי קופסית קודמים נעשו על ידי החסימה של עורק התרדמה הפנימית או עורקי כורואידלית קדמיים ואת דיפוזיה של 1 אנדותלין (ET-1) לתוך הקפסולה הפנימית 6-9. עם זאת, חסימה בעורק דורשת דיסקציה זהירה של עורקים, אבל זה מייצר שטח נרחב של נגע אוטם, כולל הקפסולה הפנימית, ללא גירעונות התנהגותי מתמשכים. יתר על כן, ET-1 לא היה מתפזר להרוס את האיבר האחורי לחלוטין של הקפסולה הפנימית, ולכן פחות מסומן או מתמידים ביהגירעון avioral.

מודל אוטם photothrombotic כבר בשימוש נרחב כדי ליצור סוגים שונים של נגעים אוטמים בקליפה ומבנים קורטיקליים 10. הטכניקה לכלול עירוי לוריד ואחריו תאורת מוקד, אשר מובילה הצטברות של טסיות דם בתוך כלי הדם הקטנים דור הנגעים אוטמים 10. טכניקת Photothrombotic כבר נעשתה שימוש נרחב כדי ליצור נגעי GMS, ואילו מעט המשמשת לייצור נגעי WMS 5,11. עבור טכניקה זו, שילוב של קרינה לצבוע ואור רוז בנגל הודגם להיות שימושי להרס מבנה היעד, גרימת מקביל גירעונות תפקודיים. הרכיב המרכזי של טכניקת photothrombotic הוא הקרנת אור, משום שהיא קובעת את גודל נגעים אוטמים. תוצאות הקרנת אור אפקטים שונים על חומר אפור ואת חומר לבן, בגלל פיזור האור הוא יותר מ -4 פעמים גבוהות ב ma הלבןtter לעומת חומר אפור 12; בהתאם לכך, אם עוצמת האור יש irradiance נמוכה מספיק (<1,140 mW / מ"מ 2), אפשר להגביל את הרחבה אשר הנגע photothrombotic להשפיע על המידה בחומר הלבן (כלומר., כמוסה פנימית). לדוגמא, לאור האנרגיה גבוהה יכול לגרום אוטמים בשני חומר אפור-לבן, עדיין אור האנרגיה נמוך יותר עשוי לגרום photothrombosis רק בחומר לבן. יתר על כן, חדירת אנרגית אור הייתה מוגבלת מאוד. כ -99% של אנרגית אור אבדו מעבר 1 מ"מ מהמקור של 13 אור. לכן, צפוי כי ממוקד ומדויק, אור אנרגיה נמוכה יותר גורם photothrombosis רק בחומר הלבן עם הסגת גבול מינימלי של החומר האפור השכנה.

כאן אנו מתארים שיטה חדשנית ליצירת נגעים האוטם באזור forelimb של הקפסולה הפנימית במכרסמים. אנו מתארים את שיטת זיהוי של אזור forelimb ב ca הפנימיpsule, הטכנולוגיה של הקרנת אור, כולל ההתאמה והאספקה ​​של אור, ואת הדור של נגע אוטם. כמו כן, אנו מתארים בדיקות התנהגותיות להשתמש כדי להעריך את השלמות של המודלים קופסית.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

פרוטוקול

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

כל הנהלים בוצעו על פי ההנחיות המוסדיות של Gwangju מכון למדע והטכנולוגיה (GIST), וכל ההליכים אושרו על ידי הטיפול בבעלי החיים המוסדי הוועדה השתמשתי ב GIST.

1. שלבים טרום lesioning

  1. זיהוי של פינת Forelimb הקפסולה הפנימית באמצעות-GFP AAV
    1. בית ולטפל חולדות ספראג Dawley (~ 400 גרם, 11 - 13 שבועות) בהתאם להנחיות מוסדיות ולאומיות.
    2. לעקר את כל הכלים כירורגיים אלקטרודות באמצעות מעקר מתאים (קיטור או מעקר פלזמה). השתמש מעקר קיטור ב 121 מעלות צלזיוס כפי הגדרה של 30 דקות עבור עיקור ו -30 דקות עבור יבש.
    3. להרדים את החיה עם תערובת של קטמין הידרוכלוריד (100 מ"ג / ק"ג) ו xylazine (7 מ"ג / ק"ג) באמצעות זריקה תוך שרירית. בדוק את עומק ההרדמה על ידי צביטת כפה. שמירה על טמפרטורת הגוף על 37.5 ± 0.5 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום מתחתהגוף של החיה.
    4. מניחים את חיה בתוך מסגרת stereotactic באמצעות אוזן בר ובעל פה.
    5. לנקות ולחטא את האתר כירורגית עם 70% אלכוהול בתמיסת יוד povidone. חדור 2% לידוקאין הידרוכלוריד תחת הקרקפת באזור חתך גולגולת שנועד להפחית את הכאב במהלך הניתוח.
    6. החל משח וטרינר עיניים כדי למנוע התייבשות של העיניים. מניח וילון סטרילי על החיה לאתרים האופרטיביים. לשמור על כל ההליכים בתנאים סטריליים.
    7. בצע חתך גולגולת קו אמצע של 2 סנטימטר בעזרת אזמל לחזור בו העור בילטרלי עם כתיבת תיל. לייבש את הגולגולת עם צמר גפן ואת מי חמצן 30%.
    8. עושים חור באמצעות מקדח פיסת יד מעל האזור forelimb של הקורטקס המוטורי (AP: 2.5 מ גבחת, ML: ± 2.5 מ קו האמצע) ונקה את דרכי עם-currette מיקרו-הזרקה וירוס.
    9. ההפשרה AAV-GFP (2 x 10 12 מולקולות וירוס / מ"ל) על קרח עומס 1 μl שלוירוס בתוך מזרק 10 μl. יש להכניס את המזרק על מסגרת stereotactic.
    10. להזיז את המחט אל החור שהוכן מראש ולהפחית את מ"מ מחט 1 עמוק לתוך הדורה.
    11. להזריק את הווירוס לאט (0.1 μl / min) באמצעות micropump דיוק גבוה ולהשאיר את המחט במקום במשך 10 דקות נוספות כדי לאפשר לנגיף מפוזר החוצה.
    12. לאחר ניקוי האתר הפעיל עם השקיה מלוחה, לאבטח את הפצע עם תפר ניילון 3-0; לשחרר את העכברוש ממסגרת stereotactic ולהעביר אותו אל חדר התאוששות. נהל ketoprofen (2 מ"ג / ק"ג) באמצעות זריקה תוך שרירית לשליטה בכאב לאחר הניתוח.
    13. שמירה על טמפרטורת הגוף (37 מעלות צלזיוס) עם כרית חימום ולנהל אנטיביוטיקה דור שני cephems ממדרגה (0.1%, 1 מ"ל) באמצעות זריקה תוך שרירית ו hydrochloride לידוקאין 2% באמצעות זריקה תת עורית לפי הצורך. אל תשאירו חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמורשכיבה sternal. בית יחיד החיה עד להחלמה מלאה.
    14. בעקבות 2 - התאוששות בשבוע 3, עמוק להרדים את עכברוש עם מנת יתר של קטמין הידרוכלוריד (300 מ"ג / ק"ג) באמצעות זריקה תוך שרירית בשכונה. אשר את מותו של בעלי חיים על ידי חוסר צובט בוהן בתגובה, דופק ונשימה. מניחים את פרקדן עכברוש למכסה המנוע.
    15. פתח את חלל הבטן דרך חתך 'בצורת Y'כדי לפתוח את בית החזה. בחוזקה מהדק את אבי העורקים יורד עם hemostat ו לקרוע את העלייה הימנית של הלב חולדה לניקוז דם. ליזום זלוף לתוך החדר השמאלי של הלב עם paraformaldehyde 1% קרים למשך 5 דקות (10 mL / min) ואחריו paraformaldehyde 4% למשך 30 דקות (10 mL / min).
    16. הסר את ראש החולדה מן הפגר באמצעות מספריים. ביצוע חתך קו אמצע מהצוואר אל האף ולהסיר את שרירי הצוואר באמצעות מספריים או rongeur כך גולגולת חשופה. בעדינות לנתח את עצמות הגולגולת דיראס החוצה מהמוח.
    17. חלץ את המוח ולמקם המוח עכברוש צינור חרוטי 50 מ"ל מלא paraformaldehyde 4% בין לילה. למחרת, לשטוף את המוח עם פעמים 1x PBS 3 ולמקם אותו פתרון 30% סוכרוז.
    18. לאחר המוח שוקע לחלוטין לתחתית של תמיסת סוכרוז 30%, במקום את המוח cryomold עם המתחם OCT ב -20 מעלות צלזיוס cryotome. פורסים את המוח במישור העטרה בעובי של 40 מיקרון ו מרווח של 200 מיקרומטר.
    19. בצע מכתים אימונוהיסטוכימיה GFP בשיטת שקופית 14. החל נוגדן ראשוני (1: 200 של חלבון פלואורסצנטי אנטי-ירוק, חלק IgG ארנב) פרוסות המוח לילה ב 4 מעלות צלזיוס. ב -2 nd יום, לשטוף עם 1% בופר פוספט עם Tween-20 (PBST) פתרון 3 פעמים ולהחיל את נוגדנים משני (1: 500 של IgG נגד ארנב עיזים (H + L)) במשך שעה 1. יש לשטוף את השקופית עם 1% PBST 3 פעמים. מניחים את הזכוכית המכסה על פרוסת המוח.
    20. באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי (גל עירור470 ננומטר, פליטת גל 525 ננומטר, הגדלה 5X), לקיים את AAV-GFP אקסונים transduced הקפסולה הפנימית. השווה את מיקומם של אקסונים transduced עם מוח החולדה אטלס 15 כדי לקבוע את הקואורדינטות stereotactic של אקסונים transduced
  2. מתאימה טרום lesioning התאמת עוצמת האור עבור Capsular אוטם דוגמנות
    1. בניית הממשק העצבי האופטי
      1. חותכים באורך המתאים (4 ס"מ) של מחט השדרה 27 מד עם stylet בתוך באמצעות מקדח חיתוך.
        הערה: חיתוך עשוי לדחוס ולרסק את קצה מחט השדרה; להסיר את stylet ולהבריק את קצה מחט השדרה כדי להסיר את החלק השחוק של מחט השדרה ולשמור על הקליבר הפנימי של מחט השדרה.
      2. רצועת אורך המתאים (10 ס"מ) של הז'קט של סיבים אופטיים (125 מיקרומטר עם ליבה 62.5 מיקרומטר) של תיקון כבל צד אחד.
      3. הכנס את fi האופטי unjackedבער לתוך צינור המתכת (קוטר חיצוני: 3.8 מ"מ, קוטר פנימי: 3.3 מ"מ ואורך: 17 מ"מ), אשר לאחר מכן הוא הדק סביב הסיב. צינור המתכת כדאי למלא את החלל בין הסיב האופטי ואת הרכזת של מחט השדרה. הצמד את התחתון 1/2 של צינור מתכת עם פרסר פעמיים.
      4. החל אפוקסי החום לריפוי על הסיב האופטי וכנס הסיב האופטי לתוך מחט השדרה. החלת אפוקסי נוסף בחלל הריק ב- hub. לרפא אפוקסי במשך 20 דקות ב 100 מעלות צלזיוס במשך קיבוע יציב.
      5. קליב הסיב האופטי שבולט מתוך מחט השדרה ולהבריק את הסיב האופטי על קצה מחט השדרה באמצעות לחיכה יהלום (ליטוש) סדינים.
      6. חבר את חלק מחבר FC / PC של תיקון כבל כדי מצמד של מערכת לייזר ירוק ולמדוד את עוצמת האור מהקצה של סיבים אופטיים באמצעות כוח מד האנרגיה דיגיטלי אופטי.

2. Photothrombotic האוטם Lesioning הקפסולה הפנימית

  1. לעקר את כל הכלים כירורגיים אלקטרודות באמצעות מעקר מתאים (קיטור או מעקר פלזמה). השתמש מעקר קיטור ב 121 מעלות צלזיוס כפי הגדרה של 30 דקות עבור עיקור ו -30 דקות עבור יבש.
  2. להרדים את החיה (~ 400 גרם, 11 - 13 שבועות) בתערובת של קטמין הידרוכלוריד (100 מ"ג / ק"ג) ו xylazine (7 מ"ג / ק"ג) באמצעות זריקה תוך שרירית. בדוק את עומק ההרדמה על ידי צביטת כפה. שמירה על טמפרטורת הגוף על 37.5 ± 0.5 מעלות צלזיוס באמצעות כרית חימום מתחת לגוף של החיה.
  3. מניחים את חיה בתוך מסגרת stereotactic באמצעות אוזן בר ובעל פה.
  4. לנקות ולחטא את האתר כירורגית עם 70% אלכוהול בתמיסת יוד povidone. חדור 2% לידוקאין הידרוכלוריד תחת הקרקפת באזור חתך גולגולת שנועד להפחית את הכאב במהלך הניתוח. החל משח וטרינר עיניים כדי למנוע התייבשות של העיניים.
  5. החל וילון סטרילי מעל הרצועהimal ולחשוף באתרים האופרטיביים. לשמור על כל ההליכים בתנאים סטריליים.
  6. בצע חתך גולגולת קו אמצע של 2 סנטימטר ו לחזור בו העור בילטרלי עם כתיבת תיל. לייבש את הגולגולת עם חילופי כותנה מי חמצן.
  7. התאם את גובה מלחציים האף עד גבחת ו למבדה מיושרים באותו רמה. שלב קריטי: יישור זה קריטי להתקרב מבנה עמוק כראוי, כגון בביצוע נגע אוטם הקפסולה הפנימית בניסוי הראשי.
  8. עושים חור (בקוטר 2 מ"מ; AP: -2.04 מן גבחת; ML: ± 3.0 מ קו האמצע) באמצעות מקדח לגרום photothrombosis.
  9. פולני ולנקות את קצה הסיב האופטי של הממשק האופטי. תקן את ONI למסגרת stereotaxic מבלי לכופף. בדוק את קצה ONI ולנגב את זה בבירור לפני ואחרי הכניסה של הממשק האופטי.
  10. מדוד את עוצמת הלייזר מקצה הסיב האופטי לפני הכנסת של אופטיקהממשק l לאתר היעד של המוח עכברוש. התאם את עוצמת הלייזר 3.5 mW, כפי שאושרו על ידי צעדים טרום הניתוח, על קצה של סיבים אופטיים.
  11. הכנס את ONI לאזור היעד של הקפסולה הפנימית (-7.8 מ"מ אשר משלב טרום ניתוח) דרך חור הקידוח.
  12. שמירה על טמפרטורת הגוף על 37.5 ± 0.5 מעלות צלזיוס במהלך photothrombosis. עליה בטמפרטורת גוף תחתונה עלולה לא להשיג את היקף הניצול הצפוי של אוטם. להזריק רוז בנגל (2 מ"ל / ק"ג) דרך וריד הזנב.
  13. הפעל 532 הלייזר הירוק ננומטר במשך 90 שניות 1 דקות לאחר ההזרקה בנגל רוז. לאחר ההקרנה, בעדינות להסיר את ONI מהמוח. לאחר ניקוי האתר הפעיל, לאבטח את הפצע לאבטח את הפצע עם תפר ניילון 3-0; לשחרר את העכברוש ממסגרת stereotactic ולהעביר אותו אל חדר התאוששות.
  14. עבור קבוצת דמה מופעלת (SOG), לבצע הליך קבלת נגע זהה, למעט הזרקה מי מלח (0.2 מיליליטר / 100 גרם) במקום רוז-בנגל.
  15. שמירה על טמפרטורת הגוף (37 מעלות צלזיוס) עם כרית חימום לאחר הניתוח ולנהל אנטיביוטיקה (צפלוספורין הדור השני, 0.1%, 1 מ"ל) באמצעות זריקה תוך שרירית. אין להשאיר את החיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור שכיבה sternal. אל תחזרו לאחר ניתוח חיות לכלוב שנכבש על ידי בעלי חיים אחרים עד התאושש לחלוטין.
    הערה: ניסוי ראשוני בוצע הנהלים הזהים כדי למצוא את עוצמת האור האופטימלית בין 1 mW עד 5 mW ואת ההליך עשוי להידרש לרכוש במידה המספקת של נגע במצב שונה.

הערכת 3. Capsular אוטם Lesioning

  1. בדיקה התנהגותית קיבוץ בעלי חיים
    1. בצע אחת גלול להגיע משימות כפי שתואר על ידי Whishaw et al. 14 כדי להעריך את הגירעון המנוע של forelimb כל יום במשך שבוע 1 לאחר דוגמנות השבץ. לבצע משימה לכת גלולה אחת(SPRT) אצל בעלי חיים-מוגבל מזון (90% ממשקל הגוף מלאה) באמצעות פרספקס ברור (30 x 15 x 35 ס"מ גובה) עם שסע 1 ס"מ רוחב ו מדף מזון בחלק הקדמי של באמצע הקיר הקדמי.
    2. מניח גלול על מדף המזון הנגדי באלכסון אל forelimb המועדף. נהלת 20 כדורים בכל הפעלה למשך 3 שבועות.
      הערה: מספר מוצלח של SPRTs מוגדר להישג שבו החיה ותופסת גלולת מזון ומכניסה אותו לתוך הפה מבלי להפיל אותו.
    3. חשבתי את הציון כאחוז בדרגים מוצלחים, אשר מוגדר על פי הנוסחא הבאה:
      figure-protocol-1
      הערה: אנו מחלקי חיות ל -3 קבוצות: קבוצת מופעל הדמה (SOG), קבוצת התאוששות מתונה (MRG), וקבוצת התאוששות עלובה (PRG). אם ציון SPRT שלאחר שבץ> 50%, נסווג את החולדות כמו MRG, אשר מעיד על קיומו של נגע משמעותי אך לא הרס מוחלט של ת"אr קבל. אם תוצאת SPRT פעימות פוסט היא <50% לעומת תוצאת SPRT מראש הפעימות, נסווג את הקבוצה PRG, אשר מציינת lesioning מלא ביעד.
  2. אישור Neurohistological של האוטם Lesioning
    1. בצע זלוף לב עם paraformaldehyde 4% כפי שתואר לעיל. לאחר המוח שוקע לגמרי הפתרון סוכרוז 30%, לבצע חתך העטרה בעובי של 10 מיקרון ו מרווח של 200 מיקרומטר באמצעות microtome או cryotome 4.
    2. הכתם עם H & E, Nissl, מהיר Luxol כחול-PAS, neurofilament-L חלבון או מכתים חלבון fibrillary חומצה גלייה ולבחון את הממצאים היסטולוגית כדי לקבוע את עוצמת האור האופטימלי שיכול לכסות את רוחב כולו של הקפסולה הפנימית באזור היעד להתבונן מכתים 4,17.
    3. באמצעות תוכנה ImageJ, למדוד את עוצמת הקול של אזור האוטם photothrombotic של הקפסולה הפנימית בשקופיות המוח.
      1. כדי למדוד את היקף השטח אוטם, להפעיל את התוכנה 'ImageJ'. כדי לפתוח את הקבצים להערם, בחר 'תמונה למקבצים' ( 'תמונה' → → "סטאקס '' תמונה למקבצים '). שם הקובץ ערוך ובחר "בחר את קנה המידה '(' לנתח '→' בחר את קנה המידה ') לערוך מידה.
      2. ב 'תוספים', בחר 'מדוד סטאקס' כדי לחשב נפח או שטח של תמונות. הכנס את מרווח מרחק של 2 תמונות לתוך 'Slice ריווח'. כן ציור של ROI (אזור של עניין) של כל התמונות ולחצו על 'מדוד'.
        הערה: התוכנה 'ImageJ' מחשב באופן אוטומטי את שטח ונפח של כל תמונה וסרטון הנפח הכולל של אותם.

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

תוצאות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

השיטה המוצגת כאן נועדה ליצור אוטם קופסית מתוחם עם גירעון מנוע מתמשך. לכן, חשוב לקבוע את המטרה בדייקנות בתוך הקפסולה הפנימית בשלב טרום הניתוח. מיפוי somatotopic של סיבי פירמידליים הקפסולה הפנימית לא הוסדר עד כה. כדי לזהות את המטרה בדייקנות בתוך הקפסולה הפנימית, באזור forelimb חייב להיות תחום. זריקה של AAV-GFP לאזור forelimb של הקורטקס המוטורי יכול להתחקות אחר אקסונים של סיבי פירמידליים הקפסולה הפנימית (איור 1). קליעים נותבים עצביים ...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

דיון

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

המודל האוטם קופסית המוצג כאן מדגים נגע ממוקד עם לקויות מוטוריות ניכרות ומתמשכות בתפקוד forelimb. דגמים קודמים של שבץ קופסית קורטיקליים הוכיחו תואר מספק של לקויות מוטוריות ו 6,8,9 תהליך ההחלמה מהיר. במובן זה, המודל הזה דומה במקרים אוטמי קופסית הקליניים אשר תערוכת ליקוי תפקודי לטווח ארוך.

השלבים הקריטיים ביותר בפיתוח מודל אוטם קופסית מתוחם הם: 1) לזהות את ייצוג somatotopic נכון של חלק הגוף נועד לבטל את ה...

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

גילויים

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

למחברים אין מה לחשוף.

תודות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

עבודה זו נתמכה על ידי מענק מטעם המכון להנדסת מערכת רפואית (IMSE) & גיסט-Caltech הקרן שיתופית (K04592) מ גיסט ועל ידי תכנית המחקר למדע הבסיסי דרך NRF של קוריאה ממומנת על ידי משרד המדע, ICT ותכנון לעתיד (NRF-2013R1A2A2A01067890).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

חומרים

רשימת החומרים שנעשה בהם שימוש במאמר זה
שםחברהמספר קטלוגהערות
בקר טמפרטורת DCWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC.
מכשירים סטריאוטקסיים דיגיטלייםSTOELTING CO.51900
ממריץ חשמליCyberMedic Corp.EMGFES 2000
אפוקסי מוצרי סיבים מדויקים, בע"מPFP-353ND1:
10 (A): 1 (מקשה B) לפי משקל 
לוח זמנים לריפוי:
1 min @150 ° C
2 ~ 5 דקות @120 ° C
5 ~ 10 דקות @100 ° C
15 ~ 30 דקות @80 °
סופר סיבים אופטיים C THORLABS, INCS90R
כבל תיקון סיביםKOREA OPTRON Corp.קוטר חיצוני: 3 מ"מ
ואוסלאש; 200 ומיקרו; m
0.39 NA
FC/PC-FC/PC
1 מ'
ספק כוח לייזרCHANGCHUN NEW INDUSTRIES OPTOELECTRONICS TECH. CO., LTD.MGL-FN-532nm-200mW-14010196
טבעת לחיצה DAWOOTECH ושות', בע"מאורך: 19 מ"מ
קוטר פנימי: 3 מ"מ
קוטר חיצוני: 3.8 מ"מ
חומר:
בקר משאבת מזרק SUS Micro4-microWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INC95100
מד כוח אופטיTHOLABS, INCPM100D
גיליון חיפוי יהלום (ליטוש)THORLABS, INCLF3Dחצץ: 3 ומיקרו; m
גיליון ליטוש יהלום (ליטוש)THORLABS, INCLF6Dחצץ: 6 ומיקרו; מ
רוז בנגלSIGMA-ALDRICH CO. LLC.330000
מחט להרדמה בעמוד השדרה עם קצה נקודת עיפרון (מחט עמוד השדרה) ב.בראון מלסונגן AG גודל 4502027: 27 גרם
אורך: 88 מ"מ
מחט: 0.40 מ"מ
נייר זכוכית עמיד למים DEERFOS ושות', בע"מCC261חצץ: 1,000 ומיקרו; מ
ננופיל 10  ומיקרו; l מזרקWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNANOFIL
Nanofil 33  מחט G BVLDWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNF33BV-2
AAV-GFP וירוסUNC וקטור ליבתAAV2-CamKIIa-eYFP2 x 1012 מולקולות וירוס/ml
חלבון פלואורסצנטי אנטי ירוק, ארנב IgG חלקLife Technologies, INCA11122נוגדן ראשוני (1:200)
עז אנטי-ארנב IgG (H + L)Life Technologies, INCA11034משני נוגדן (1:500)
CeftezoleGUJU Pharma Co., LTD.A278027410.1%, 1 מ"ל
לידוקאין הידרוכלוריד הזרקתJEIL PHARMACEUTICAL CO., LTD.A049002712%, 1 מ"ל
מקדחה חתיכת ידSeshin
מד כוח ואנרגיה אופטי דיגיטליTHORLABS, INCPM100D
KetoprofenUNIBIOTech
ATC1000יחס תערובת

מקורות

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125, 2-220 (2012).
  2. Debette, S., Markus, H. S. The clinical importance of white matter hyperintensities on brain magnetic resonance imaging: systematic review and meta-analysis. Bmj. 341, 3666(2010).
  3. Zhang, K., Sejnowski, T. A universal scaling law between gray matter and white matter of cerebral cortex. PNAS. 97 (10), 5621-5626 (2000).
  4. Kim, H. S., et al. A rat model of photothrombotic capsular infarct with a marked motor deficit: a behavioral, histologic, and microPET study. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 683-689 (2014).
  5. Kleim, J. A., Boychuk, J. A., Adkins, D. L. Rat models of upper extremity impairment in stroke. ILAR J. 48 (4), 374-384 (2007).
  6. Frost, S. B., Barbay, S., Mumert, M. L., Stowe, A. M., Nudo, R. J. An animal model of capsular infarct: endothelin-1 injections in the rat. Behav Brain Res. 169 (2), 206-211 (2006).
  7. He, Z., et al. Definition of the anterior choroidal artery territory in rats using intraluminal occluding technique. J Neurol Sci. 182 (1), 16-28 (2000).
  8. Tanaka, Y., et al. Experimental model of lacunar infarction in the gyrencephalic brain of the miniature pig: neurological assessment and histological, immunohistochemical, and physiological evaluation of dynamic corticospinal tract deformation. Stroke. 39 (1), 205-212 (2008).
  9. Shibata, M., Ohtani, R., Ihara, M., Tomimoto, H. White matter lesions and glial activation in a novel mouse model of chronic cerebral hypoperfusion. Stroke. 35 (11), 2598-2603 (2004).
  10. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Ann Neurol. 17 (5), 497-504 (1985).
  11. Kuroiwa, T., et al. Development of a rat model of photothrombotic ischemia and infarction within the caudoputamen. Stroke. 40 (1), 248-253 (2009).
  12. Bashkatov, A. N., Genina, E. A., Tuchin, V. V. Handbook of biomedical optics. 83, CRC Press. Boca Raton, Fl. (2011).
  13. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  14. Whishaw, I. Q., Whishaw, P., Gorny, B. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: a movement rating scale. J Vis Exp. (18), e816(2008).
  15. Jang, S. H. A review of corticospinal tract location at corona radiata and posterior limb of the internal capsule in human brain. NeuroRehabilitation. 24 (3), 279-283 (2009).
  16. Kim, D., et al. Longitudinal changes in resting-state brain activity in a capsular infarct model. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (1), 11-119 (2014).
  17. Blasi, F., Whalen, M. J., Ayata, C. Lasting pure-motor deficits after focal posterior internal capsule white-matter infarcts in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (6), 977-984 (2015).
  18. Metz, G. A., Antonow-Schlorke, I., Witte, O. W. Motor improvements after focal cortical ischemia in adult rats are mediated by compensatory mechanisms. Behavioural brain research. 162 (1), 71-82 (2005).

הגישה מוגבלת. התחברו או התחילו תקופת ניסיון כדי לצפות בתוכן זה.

הדפסות חוזרות והרשאות

בקש הרשאה לשימוש חוזר בטקסט או באיורים של מאמר JoVE זה

בקש הרשאה

תגיות

Internal CapsuleAAV GFP TracingStereotaxic CoordinatesRose Bengal InjectionGreen Laser SystemOptical Neural InterfaceMotor Deficit ModelWhite Matter Stroke

מאמרים קשורים